金属浸出在固定金属亲和力色谱中的定量

Chemistry

Your institution must subscribe to JoVE's Chemistry section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

我们提出了一种检测方法,用于对使用固定金属亲和色谱法制备的样品引入的金属进行易定量。该方法使用羟基纳普霍尔蓝色作为色度金属指示器,使用 UV-Vis 分光光度计作为探测器。

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Swaim, C. M., Brittain, T. J., Marzolf, D. R., Kokhan, O. Quantification of Metal Leaching in Immobilized Metal Affinity Chromatography. J. Vis. Exp. (155), e60690, doi:10.3791/60690 (2020).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

酶与从固定金属亲和色谱谱(IMAC)柱中浸出的金属的污染是酶学家的主要关切,因为IMAC树脂中使用的许多常见的二价和三价阳离子对酶有抑制作用。然而,金属浸出的程度以及各种浸出和还原试剂的影响,在很大程度上,由于缺乏使用通常可用的设备的简单和实用的过渡金属定量协议,人们不太了解生物化学实验室。为了解决这个问题,我们开发了一种协议,以快速量化使用IMAC作为净化步骤制备的样品中的金属污染量。该方法使用羟基纳普霍尔蓝色(HNB)作为样品溶液中金属阳离子含量的色度指标,而UV-Vis光谱法则根据647nm的HNB光谱变化,量化纳米摩尔范围内的金属含量。虽然溶液中的金属含量历来是使用原子吸收光谱或电感耦合等离子体技术确定的,但这些方法需要在典型的生物化学实验室范围之外进行专门的设备和培训。这里提出的方法为生物化学家提供了一种简单快捷的方法,即使用现有设备和知识在不牺牲准确性的情况下确定样品的金属含量。

Introduction

自Porath和同事1创立以来,固定金属亲和色谱(IMAC)已成为一种选择方法,根据蛋白质与过渡金属离子(如Zn2+、Ni 2+、Cu2+和Co2+)粘结的能力,快速分离蛋白质。这是最常见的通过工程多异氨酸标记完成,现在是最常见的色谱纯化技术之一,用于分离重组蛋白2。IMAC还发现了除重组蛋白纯化以外的应用,作为分离奎诺酮、四环素、氨基糖苷、大纤维和β-乳糖的一种用途,用于食品样品分析3,并作为识别肝癌和胰腺癌的血清蛋白标记物的一个步骤毫不奇怪,IMAC也成为分离一些本地生物能量酶6,7,8,9,10的首选方法。然而,这些纯化方法的成功实施,研究酶活性生物能量蛋白取决于是否存在从柱基质渗入渗出至渗出的可忽略的金属阳离子水平。IMAC中常用的二价金属阳离子具有已知的病理生物学意义,即使在低浓度11,12。这些金属的生理效应在生物能量系统中最为明显,在生物能量系统中,它们可证明是细胞呼吸或光合作用的抑制剂,其作用是13、14、15。对于大多数蛋白质类别,残余污染物金属可能会干扰蛋白质的生物功能或生物化学和生物物理技术的特征,这些问题是不可避免的。

虽然氧化条件下的金属污染水平和使用伊米达索作为乙酰胺通常低16,但蛋白质分离在存在半胱氨酸还原剂(DTT,β-甲基苯丙胺等)或与强包剂(如组氨酸17,18或乙烯二甲酸(EDTA))时,会导致金属污染水平高得多19,20。同样,由于 IMAC 树脂中的金属离子经常由卡盒组协调,因此在酸性条件下进行的蛋白质洗脱也可能具有高得多的金属污染水平。溶液中的金属含量可以使用原子吸收光谱(AAS)和电感耦合等离子体质谱(ICP-MS)在ppb-ppt范围内的检测极限范围21、22、23、24进行评估。不幸的是,在传统的生物化学实验室中,AAS和ICP-MS不是实际的检测手段,因为这些方法需要获得专门的设备和培训。

此前由英国人25、26日研究过羟基苯甲酸蓝(HNB)的用途,以识别溶液中过渡金属的存在。然而,数据20中存在一些内部矛盾,这些工作未能提供适当的协议。Temel等人27和费雷拉等人28日的研究扩大了英国人与HNB合作作为潜在金属指标的研究。然而,Temel开发了一种利用AAS进行样品分析的协议,将海布仅用作包合剂。费雷拉的研究使用563nm的HNB吸收光谱的变化,这是自由染料HNB光谱的一个区域,在pH5.7时与HNB-金属复合物的光谱严重重叠,使得测定灵敏度相当低,并造成相对较弱的金属结合亲和力20。为了解决我们实验室中来自 IMAC 的 Ni2+浸出问题,我们扩展了 Brittain25、26和 Ferreria28所做的工作,以开发能够检测几种过渡金属纳米摩尔水平的易检测。我们发现,HNB将镍和其他常见的IMAC金属与亚纳米摩尔结合亲和力结合,并在PH值20的较宽范围内形成1:1复合物。此处报告的测定基于这些发现,利用HNB光谱在647nm处的吸收变化进行金属定量。该测定可在生理pH范围内使用典型生物化学实验室中常见的缓冲液和仪器进行,使用金属染料复合物的色度检测和定量,以及自由染料与金属结合时吸收率的相关变化。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. 测试组件制备

  1. 确定使用 280 nm 的光学吸收度或蛋白质定量的替代方法测定要测定的色谱分数,以确定蛋白质富集度分数。
    注:为了这项工作,我们使用了二极管阵列UV-Vis分光光度计。为了增加吞吐量,可以使用能够测量 UV-Vis 吸光度的板式读取器。
  2. 制备必要的测定组件
    1. 在 pH 值介于 7 和 12 之间准备或获取 10-100 mM 缓冲液("样品缓冲器")。
      注:在中性或基本pHH下,常见的生化缓冲液,如Tris、HEPES、MOPS和磷酸盐,均可接受测定。三丁和分氨酸可以使用,但需要校准曲线,因为它们都实质上会促进金属离子的利用。图例20中显示了对分氨酸的校准示例。
    2. 在样品缓冲液中使用120毫克HNB试剂制备12%无(20倍浓缩)的羟基苯甲酸蓝(HNB)分散液溶液。"
      注意:HNB暴露在眼睛上会造成严重的损伤和刺激。处理 HNB 时应使用护目,处理后应彻底清洗双手。
      注:海航主要科学试剂供应商在KCl上作为分散剂出售。因此,溶液中的实际浓度因不同制造商、批次和瓶中HNB分散剂的采用程度而异。理想情况下,在 647 nm 时,在 647 nm 处的吸光度应在库存稀释 20 倍之间。

2. 样品制备和测量

  1. 准备用于数据收集的分光光度计
    1. 打开并预热 UV-Vis 分光光度计。设置分光光度计以 647 nm 收集数据。
      注:如果分光光度计允许,另外在850nm或一些其他波长收集数据,而不与染料金属和染料光谱有显著变化,用于基线校正。
    2. 使用样品缓冲液将分光光度计空白。
      注:可以使用石英或一次性塑料比色皿。石英比色皿是定量分析的首选,因为它们比一次性塑料比色皿具有更高的精度和精度。然而,塑料比色皿会阻挡紫外线,而紫外线可能存在于某些二极管阵列分光光度计的测量光束中。HNB 暴露于强烈的紫外线下会导致明显的染料降解和不必要的缓慢吸收率降低,这可与缓慢的金属结合混淆(例如,参见参考资料 20 中的图 1)。
  2. 控制的准备和吸光度测量
    1. 准备一个控制溶液,每毫升总测定量包含50μL的HNB库存。为了确保所有样品的良好混合,先移液小体积,然后加入样品缓冲液,然后通过移液混合。稀释的HNB溶液应制备新鲜,但HNB库存可储存在4°C,并保护数周,不显著降解。
    2. 让控制机在室温下孵育至少3分钟。
      注:由于形成可溶性较差的金属复合物,导致平衡较慢,碱性pH值或磷酸盐存在样品可能需要更长的孵育时间。
    3. 测量并记录控制样品在 647 nm 处的吸光度。
  3. 样品的制备和吸光度测量
    1. 通过将 50 μL 的 HNB 库存与 950 μL 适当稀释的蛋白质馏分与样品缓冲液混合制备测定样品。
      注:由于文献中报告的金属污染水平因洗脱条件16、20而变化超过1000倍,因此可能需要尝试使用样品缓冲液稀释一些测定蛋白馏分(见上文步骤1.2.1),以实现测定动态范围内的吸收变化。
      注意:IMAC中使用的镍和其他金属是已知的皮肤刺激物,怀疑是致癌物质,在长时间接触后能够损害肾脏和血液。处理使用 IMAC 制备的蛋白质样品时,应使用手套和眼睛保护。
    2. 允许样品在室温下孵育至少3分钟,并在647nm处测量吸光度。
      注:就投入时间而言,测定的限制步骤是孵化步骤。本文的数据是使用每个样品之间经过仔细清洗的单个石英比色皿收集的。即使增加了海布股票的洗涤时间和准备时间,14个样品的数据收集和控制也花了大约一个半小时,因此,无需中断即可轻松完成该协议。
    3. 对要测量的每个分数重复步骤 2.3.1 和 2.3.2。
      注:如果多个比色皿将用于多个样品,则样品的制备方式应允许类似的孵育时间和暴露于环境光。

3. 金属定量

  1. 确定每个样品中的金属浓度
    1. 从HNB对照647nm处找出每个样品吸收度的差异。
    2. 使用以下公式确定金属浓度(以 μM 为单位):

      Equation 1

      其中DF是测定分数的稀释因子,μAbs647是647nm处的吸收率变化,3.65x10-2表示HNB的消光系数(±36.5 mM-1+cm-1,见参考20,以厘米表示)。l为比色光的光学路径(以厘米表示)。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

2显示了在中性pH(黑线)处的自由HNB光谱和从MS1E3D129分离中测定为Ni2+的代表性分数谱。与HNB控制相比,成功的测定系列应表明647nm的吸收率降低,这与在过渡金属存在的情况下形成HNB复合物相对应。在 647 nm 处的吸收率增加将表明测定失败。或者,从 647 nm 的初始吸光度降低 90% 以上,表明金属含量过高,需要测定更多稀释分数。自由 HNB 控制没有吸光性变化的测定不一定表示故障。样品可能基本上不含浸出金属。然而,这是不可能的,任何显示没有吸光性变化的样品都应该准备并再次测量,最好用较少的稀释剂来确认结果。总共,大多数未能观察到预期的吸收率变化的原因可能是样品制备过程中的移液不当、测量前的孵育时间不足或pH值超出建议的7-12范围。

为了证明这种测定的应用, 我们分析了2个His-标签膜支架蛋白MSP1E3D1(孤立如杰尼索夫,I.G.等人29),MSP2N2(隔离在格林科娃,Y.V.30),和一个新的3-血红c型细胞色素GSU0105从Geobacter硫化物,这是重组在E.和大肠杆菌与500 mm。Ni-NTA树脂柱中的Ni2+的洗脱型材(见材料表)和这3种蛋白质的相关蛋白洗脱型材如图3所示。任何蛋白质都将具有独特的镍洗脱,可能与280nm测量的蛋白质洗脱轮廓对齐,也可能不一致。例如,图3C显示,GSU0105每个馏分的蛋白质和Ni2+含量彼此显著转移,而含有最多蛋白质的MSP1E3D1和MSP2N2(3A,B)的含量也最高。图3A,B还表明,金属含量可能无法均匀地分布在使用IMAC收集的馏分中。根据柱形包装、洗脱缓冲液的组成、泵送设备和条件,有可能使金属以与这些馏分的蛋白质含量不同的浓度以非常不同的浓度连续脱脂。

Figure 1
图1:羟基苯甲酸蓝(HNB)结构。在测定的功能pH范围内,所有磺酸组和羟基组之一都电电。请点击此处查看此图的较大版本。

Figure 2
图2:选定MSP1E3D1分数和HNB的吸收光谱。显示了与HNB控制(黑色粗线)相比,MSP1E3D1(颜色)三个馏分的相对吸收率。样品以20 mM Tris,pH 7.5制备。请点击此处查看此图的较大版本。

Figure 3
图3:3个代表性的He-tag蛋白的Ni2+定量。蛋白质和Ni2+洗脱剂型材为 (A) MSP1E3D1, (B) MSP2N2 和 (C) GSU0105.分别使用300 mM、300 mM和 500 mM imidazole 进行蛋白质洗脱。Ni2+定量在 20 mM Tris 中执行,pH 7.5。请点击此处查看此图的较大版本。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

使用 HNB 对金属进行彩色检测提供了一种简单的方法来量化 IMAC 树脂中过渡金属离子对蛋白质污染程度。正如我们在参考文献20中所确立的,Ni2+与HNB结合,具有1:1的测结和与pH值一起变化的Ni-HNB复杂变化的解散常数。但是,对于所有建议的 (7-12) pH 值,复合 Kd处于子 nM 范围内。实际上,这意味着只要不存在像EDTA这样的其他强合合试剂,任何测试分数中的所有Ni2+都将与HNB结合。所有这些特性一起产生了线性Ni2+滴定曲线,我们对此进行了实验观察。在该报告20中,我们还确定,由于金属染料复合地层引起的光谱变化在整个7-12pH范围内将是相同的。检测受到与 2.7-27 nM Ni2+对应的最小可靠吸收变化测量值(10-4 + 10-3 OD,取决于使用的分光光度计)的限制。上限受海因公司存在的数量限制。在我们的工作中,我们使用 ±15 μM,对应于 647 nm 时 ±0.6 的 OD。但是,如果需要,这可以增加到 50-80 μM HNB。实际上,我们观察到在色谱分数中,Ni2+污染水平与上限相当或高于上限,迫使我们进行 10 到 50 倍的测定分数稀释。然而,这种额外的稀释步骤可以增加相对误差,同时确定镍浓度的一小部分。

尽管我们尚未调查细节,但 IMAC 树脂(Co、Zn、Fe)中使用的其他金属的结合也具有亚μM解散常数,在 647 nm 的染料和染料金属吸收光谱之间几乎没有重叠,这是自由波长的峰值波长HNB.因此,完全金属结合染料和染料的相关光谱变化可用于在整个推荐pH范围内的绝对金属测定。

该协议的执行非常简单,最依赖于适当的实验室技术。现代分光光度计具有高度线性响应和3-4个数量级的动态范围。因此,在方法中引入错误的可能性最大的是通过移液步骤进行样品制备。如本文所述,该方法基于自由HNB对照和HNB与金属复合的样品在647nm处HNB吸收率峰值的差异对金属含量进行定量。如果不注意准确移液HNB等分或缓冲体积,则647nm处的控制和样品吸收的比较就成为误差点。同样,用于样品制备的蛋白质分数移液不良也会使金属的感知浓度偏斜到一小部分。建议,由于测定的敏感性,在使用前,需要校准任何用于分析的移液器。

该方法的主要局限性来自测定的功能pH范围和强包合剂的存在。该测定在pH范围内使用最好为7-12。低于pH7,游用HNB染料的光谱发生变化,在647nm时失去用于定量20的峰值。在pH12以上,许多金属氢氧化物开始沉淀,包括IMAC树脂中常见的金属,使定量速度变慢,重现性降低。虽然碱性最大值不构成严重问题,因为纯化程序很少要求如此高的pH值,但酸性最小值更有可能是一个限制因素。由于Ni2+和其他过渡金属的检测限值比上面所示的金属污染水平低约1000倍(图3),因此,通过稀释具有中性pH值和足够高缓冲能力的缓冲液中的测定酸性蛋白质分馏分,可以绕过低pH值的pH值。或者,可以调整分析分数的pH值,或者对HNB库存溶液进行更强的缓冲,以在混合后保持所需的pH值。

如果纯化蛋白质的分离程序需要使用具有已知或疑似过渡金属包合特性的试剂,则需要修改该方法,以便对浸出的金属进行适当的定量。需要使用用于蛋白质洗脱的合合剂和已知浓度的金属标准来制备标准曲线,以准确量化在夹合器存在的情况下浸出金属的浓度。在科汉和马尔佐夫20中,有一个金属定量在组织酰胺存在的例子。

生物样品中金属的精确定量仍然在很大程度上依赖于分析技术和仪器的使用,如AAS和ICP-MS,这些技术和仪器仍然不属于典型的生物化学家31、32的范围。Bonta等人介绍了在普通滤纸上简单制备生物样品供ICP-MS分析的方法,然而,他们的方法仍然依赖于生物化学家31的非标准仪器。我们描述的方法允许在无需对新仪器进行额外培训或外包给其他人的情况下,即可对样品中的金属含量进行测量。在生物样品中,类似的金属测量方案已经开发出来33。然而,Shaymal等人33所描述的方法依赖于使用商业上不可用的荧光探针进行荧光测定,其检测极限高于本文。考虑到上述方法的可操作相对容易,以及最近对水样34、35便携式金属检测方案的开发兴趣,它可以很容易地用于水样的现场测试。作为便携式测试,我们的方法可以修改为与便携式分光光度计一起进行定量,或作为定性测量,以识别样品,以便在固定的测试位置进行进一步分析。

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

作者没有什么可透露的。

Acknowledgments

本材料基于国家科学基金会在格兰特MCB-1817448下支持的工作,以及托马斯·F和凯特·米勒·杰弗里斯纪念信托基金、美国银行、受托人和指定捐赠者黑兹尔·索普·卡曼和乔治·盖伊·卡曼的奖项。信任。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
2xYT broth Fisher Scientific BP9743-500 media for E.coli growth
HEPES, free acid BioBasic HB0264 alternative buffer
HisPur Ni-NTA resin Thermo Scientific 88222
Hydroxynaphthol blue disoidum salt Sigma-Aldrich 219916-5g
Imidazole Fisher Scientific O3196-500
Imidazole BioBasic IB0277
MOPS, free acid BioBasic MB0360 alternative buffer
Sodium chloride Fisher Scientific S271-500
Sodium phosphate Fisher Scientific S369-500 alternative buffer
Tricine Gold Bio T870-100
Tris base Fisher Scientific BP152-500
Triton X-100 Sigma-Aldrich T9284-500

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Porath, J., Carlsson, J. A. N., Olsson, I., Belfrage, G. Metal chelate affinity chromatography, a new approach to protein fractionation. Nature. 258, (5536), 598-599 (1975).
  2. Block, H., et al. Immobilized-Metal Affinity Chromatography (IMAC): A Review. Methods in Enzymology. 463, 439-473 (2009).
  3. Takeda, N., Matsuoka, T., Gotoh, M. Potentiality of IMAC as sample pretreatment tool in food analysis for veterinary drugs. Chromatographia. 72, (1/2), 127-131 (2010).
  4. Felix, K., et al. Identification of serum proteins involved in pancreatic cancer cachexia. Life sciences. 88, (5-6), 218-225 (2011).
  5. Wu, C., et al. Surface enhanced laser desorption/ionization profiling: New diagnostic method of HBV-related hepatocellular carcinoma. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 24, (1), 55-62 (2009).
  6. Goldsmith, J. O., Boxer, S. G. Rapid isolation of bacterial photosynthetic reaction centers with an engineered poly-histidine tag. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1276, (3), 171-175 (1996).
  7. Guergova-Kuras, M., et al. Expression and one-step purification of a fully active polyhistidine-tagged cytochrome bc1 complex from Rhodobacter sphaeroides. Protein Expression and Purification. 15, (3), 370-380 (1999).
  8. Mitchell, D. M., Gennis, R. B. Rapid purification of wildtype and mutant cytochrome c oxidase from Rhodobacter sphaeroides by Ni(2+)-NTA affinity chromatography. FEBS Letters. 368, (1), 148-150 (1995).
  9. Tian, H., White, S., Yu, L., Yu, C. A. Evidence for the head domain movement of the rieske iron-sulfur protein in electron transfer reaction of the cytochrome bc1 complex. Journal of Biological Chemistry. 274, (11), 7146-7152 (1999).
  10. Tian, H., Yu, L., Mather, M. W., Yu, C. A. Flexibility of the neck region of the rieske iron-sulfur protein is functionally important in the cytochrome bc1 complex. Journal of Biological Chemistry. 273, (43), 27953-27959 (1998).
  11. Louie, A. Y., Meade, T. J. Metal complexes as enzyme inhibitors. Chemical Reviews. 99, (9), 2711-2734 (1999).
  12. Tamás, M. J., Sharma, S. K., Ibstedt, S., Jacobson, T., Christen, P. Heavy Metals and Metalloids As a Cause for Protein Misfolding and Aggregation. Biomolecules. 4, (1), 252-267 (2014).
  13. Gerencser, L., Maroti, P. Retardation of proton transfer caused by binding of the transition metal ion to the bacterial reaction center is due to pKa shifts of key protonatable residues. Biochemistry. 40, (6), 1850-1860 (2001).
  14. Klishin, S. S., Junge, W., Mulkidjanian, A. Y. Flash-induced turnover of the cytochrome bc1 complex in chromatophores of Rhodobacter capsulatus: binding of Zn2+ decelerates likewise the oxidation of cytochrome b, the reduction of cytochrome c1 and the voltage generation. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1553, (3), 177-182 (2002).
  15. Link, T. A., von Jagow, G. Zinc ions inhibit the QP center of bovine heart mitochondrial bc1 complex by blocking a protonatable group. Journal of Biological Chemistry. 270, (42), 25001-25006 (1995).
  16. Block, H., Kubicek, J., Labahn, J., Roth, U., Schäfer, F. Production and comprehensive quality control of recombinant human Interleukin-1beta: a case study for a process development strategy. Protein Expression and Purification. 57, (2), 244-254 (2008).
  17. Kokhan, O., Shinkarev, V. P., Wraight, C. A. Binding of imidazole to the heme of cytochrome c1 and inhibition of the bc1 complex from Rhodobacter sphaeroides: II. Kinetics and mechanism of binding. Journal of Biological Chemistry. 285, (29), 22522-22531 (2010).
  18. Kokhan, O., Shinkarev, V. P., Wraight, C. A. Binding of imidazole to the heme of cytochrome c1 and inhibition of the bc1 complex from Rhodobacter sphaeroides: I. Equilibrium and modeling studies. Journal of Biological Chemistry. 285, (29), 22513-22521 (2010).
  19. Bornhorst, J. A., Falke, J. J. Purification of proteins using polyhistidine affinity tags. Methods in Enzymology. 326, 245-254 (2000).
  20. Kokhan, O., Marzolf, D. R. Detection and quantification of transition metal leaching in metal affinity chromatography with hydroxynaphthol blue. Analytical Biochemistry. 582, 113347 (2019).
  21. Doyle, C., Naser, D., Bauman, H., Rumfeldt, J., Meiering, E. Spectrophotometric method for simultaneous measurement of zinc and copper in metalloproteins using 4-(2-pyridylazo)resorcinol. Analytical Biochemistry. 579, 44-56 (2019).
  22. Furrer, J., Smith, G. S., Therrien, B. Inorganic Chemical Biology. Gasser, G. (2014).
  23. Hogeling, S. M., Cox, M. T., Bradshaw, R. M., Smith, D. P., Duckett, C. J. Quantification of proteins in whole blood, plasma and DBS, with element-labelled antibody detection by ICP-MS. Analytical Biochemistry. 575, 10-16 (2019).
  24. Yamasaki, S., Tsumura, A., Takaku, Y. Ultratrace Elements in Terrestrial Water as Determined by High-Resolution ICP-MS. Microchemical Journal. 49, (2), 305-318 (1994).
  25. Brittain, H. G. Complex Formation Between Hydroxy Naphthol Blue and First Row Transition Metal Cyanide Complexes. Analytical Letters. 10, (13), 1105-1113 (1977).
  26. Brittain, H. G. Binding of Transition Metal Ions by the Calcium Indicator Hydroxy Naphthol Blue. Analytical Letters. 11, (4), 355-362 (1978).
  27. Temel, N. K., Sertakan, K., Gürkan, R. Preconcentration and Determination of Trace Nickel and Cobalt in Milk-Based Samples by Ultrasound-Assisted Cloud Point Extraction Coupled with Flame Atomic Absorption Spectrometry. Biological Trace Element Research. 186, (2), 597-607 (2018).
  28. Ferreira, S. L. C., Santos, B. F., de Andrade, J. B., Costa, A. C. S. Spectrophotometric and derivative spectrophotometric determination of nickel with hydroxynaphthol blue. Microchimica Acta. 122, (1), 109-115 (1996).
  29. Denisov, I. G., Grinkova, Y. V., Lazarides, A. A., Sligar, S. G. Directed Self-Assembly of Monodisperse Phospholipid Bilayer Nanodiscs with Controlled Size. Journal of the American Chemical Society. 126, (11), 3477-3487 (2004).
  30. Grinkova, Y. V., Denisov, I. G., Sligar, S. G. Engineering extended membrane scaffold proteins for self-assembly of soluble nanoscale lipid bilayers. Protein Engineering, Design and Selection. 23, (11), 843-848 (2010).
  31. Bonta, M., Hegedus, B., Limbeck, A. Application of dried-droplets deposited on pre-cut filter paper disks for quantitative LA-ICP-MS imaging of biologically relevant minor and trace elements in tissue samples. Analytica Chimica Acta. 908, 54-62 (2016).
  32. Olmedo, P., et al. Validation of a method to quantify chromium, cadmium, manganese, nickel and lead in human whole blood, urine, saliva and hair samples by electrothermal atomic absorption spectrometry. Analytica Chimica Acta. 659, (1), 60-67 (2010).
  33. Shyamal, M., et al. Highly Selective Turn-On Fluorogenic Chemosensor for Robust Quantification of Zn(II) Based on Aggregation Induced Emission Enhancement Feature. ACS Sensors. 1, (6), 739-747 (2016).
  34. Kudo, H., Yamada, K., Watanabe, D., Suzuki, K., Citterio, D. Paper-Based Analytical Device for Zinc Ion Quantification in Water Samples with Power-Free Analyte Concentration. Micromachines. 8, (4), 127 (2017).
  35. Liu, R., Zhang, P., Li, H., Zhang, C. Lab-on-cloth integrated with gravity/capillary flow chemiluminescence (GCF-CL): towards simple, inexpensive, portable, flow system for measuring trivalent chromium in water. Sensors and Actuators B: Chemical. 236, (C), 35-43 (2016).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics