Kvantificering af metal udvaskning i immobiliseret Metalaffinitets kromatografi

Chemistry

Your institution must subscribe to JoVE's Chemistry section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Vi præsenterer en analyse for nem kvantificering af metaller introduceret til prøver tilberedt ved hjælp af immobiliseret metalaffinitets kromatografi. Metoden bruger hydroxynaphthol blå som den kolorimetriske metal indikator og et UV-Vis Spektrofotometer som detektoren.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Swaim, C. M., Brittain, T. J., Marzolf, D. R., Kokhan, O. Quantification of Metal Leaching in Immobilized Metal Affinity Chromatography. J. Vis. Exp. (155), e60690, doi:10.3791/60690 (2020).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Kontaminering af enzymer med metaller udvasket fra immobiliseret metalaffinitets kromatografi (IMAC) søjler giver anledning til stor bekymring for enzymologer, da mange af de fælles di-og trivalente kationer, der anvendes i IMAC-harpiks, har en hæmmende virkning på enzymer. Omfanget af udvaskning af metal og virkningen af forskellige eluering-og reduktions reagenser er imidlertid dårligt forstået i vid udstrækning på grund af fraværet af enkle og praktiske overgangs protokoller til bestemmelse af metallet, der anvender udstyr, som typisk er tilgængeligt i biokemiske laboratorier. For at løse dette problem har vi udviklet en protokol til hurtigt at kvantificere mængden af metalforurening i prøver tilberedt med IMAC som et rensningstrin. Metoden bruger hydroxynaphthol Blue (HNB) som en kolorimetrisk indikator for metal kation indhold i en prøveopløsning og UV-Vis spektroskopi som et middel til at kvantificere mængden af metal til stede, i nanomolær området, baseret på ændringen i HNB spektrum ved 647 nm. Mens metalindhold i en opløsning historisk set er blevet bestemt ved hjælp af atomabsorptionsspektroskopi eller industivt koblede plasma teknikker, kræver disse metoder specialiseret udstyr og træning uden for rammerne af et typisk biokemisk laboratorium. Den metode, der foreslås her, giver en enkel og hurtig måde for biokemikere at bestemme metalindholdet af prøver ved hjælp af eksisterende udstyr og viden uden at ofre nøjagtighed.

Introduction

Siden starten af Porath og kollegaer1, er immobiliseret metal affinitets kromatografi (iMac) blevet en metode til valg til hurtigt at adskille proteiner baseret på deres evne til at binde sig med overgangs metalioner som Zn2 +, ni2 +, cu2 +og co2 +. Dette er mest almindeligt gjort via manipuleret poly-histidin Tags og er nu en af de mest almindelige kromatografiske rensningsteknikker til isolering af rekombinante proteiner2. IMac har også fundet applikationer ud over rekombinant protein rensning som en måde at isolere quinoloner, tetracykliner, aminoglycosider, makrolider, og β-lactamer til fødevare prøveanalyse3 og som et skridt i at identificere blod-serumprotein markører for lever og bugspytkirtelkræft4,5. Ikke overraskende, iMac er også blevet en metode til valg til isolering af en række indfødte bioenergetika enzymer6,7,8,9,10. En vellykket gennemførelse af disse rensningsmetoder for undersøgelser af enzymatisk aktive bioenergiske proteiner afhænger imidlertid af tilstedeværelsen af ubetydelige niveauer af metalkationer, der er udvasket fra kolonne matricen til eluatet. De Divalente metalkationer, der almindeligvis anvendes i iMac, har kendt patologisk biologisk signifikans, selv ved lave koncentrationer på11,12. Den fysiologiske virkning af disse metaller er mest udtalt i bioenergiske systemer, hvor de kan vise sig dødelige som hæmmere af cellulære respiration eller fotosyntese13,14,15. Lignende problemer er uundgåelige for de fleste protein klasser, hvor rester af kontaminerende metaller kan forstyrre et proteinets biologiske funktioner eller karakterisering med biokemiske og biofysiske teknikker.

Mens niveauerne af metalkontaminering under oxiderende betingelser og ved hjælp af imidazol som et eluant typisk er lave16, protein isoleringer udført i nærværelse af cystein reducerende agenter (DTT, β-mercaptoethanol, etc.) eller med stærkere chelatorer som histidin17,18 eller Ethylendiamintetraeddikesyre (EDTA) resultere i meget højere niveauer af metalforurening19,20. Da metalioner i IMAC-harpiks ofte koordineres af carboxylgrupper, er det også sandsynligt, at proteinelutioner, der udføres under sure forhold, har meget højere niveauer af metalkontaminering. Metal indhold i opløsninger kan vurderes ved hjælp af atomabsorptionsspektroskopi (AAS) og indutivt koblet plasma-massespektrometri (ICP-MS) ned til en detektionsgrænse i PPB-PPT-området21,22,23,24. Desværre er AAS og ICP-MS ikke realistiske midler til påvisning i et traditionelt biokemi laboratorium, da disse metoder ville kræve adgang til specialiseret udstyr og uddannelse.

Tidligere arbejde af Brittain25,26 undersøgt brugen af hydroxynaphthol blå (HNB) som en måde at identificere tilstedeværelsen af overgangsmetaller i opløsning. Der var imidlertid flere interne modsætninger i data20 , og disse værker undlod at tilbyde en passende protokol. Studier af Temel et al.27 og Ferreira et al.28 udvidede på BRITTAIN arbejde med HNB som en potentiel metal indikator. Temel udarbejdede imidlertid en protokol, der gør brug af AAS til analyse af prøver, og som kun anvender HNB som Chelat agent. Ferreiras undersøgelse anvendte ændringen i HNB absorbans Spectra ved 563 nm, en region af Free-Dye HNB Spectra, der overlapper kraftigt med Spectra af HNB-metal komplekser ved pH 5,7, hvilket gør analysen følsomhed forholdsvis lav samt resulterer i relativt svage metal binding affinitet20. For at løse problemer i vores eget laboratorium med ni2 + udvaskning fra iMac har vi udvidet det arbejde, som Brittain25,26 og ferreria28 har udført for at udvikle en nem analyse, som kan detektere nanomolære niveauer af flere overgangsmetaller. Vi viste, at HNB binder nikkel og andre fælles for IMAC metaller med sub-nanomolar binding tilhørsforhold og form 1:1 kompleks over en bred vifte af pH-værdier20. Analysen rapporteres her er baseret på disse fund og udnytter absorbans ændringer i HNB spektrum ved 647 nm for metal kvantificering. Analysen kan udføres i det fysiologiske pH-område ved hjælp af fælles buffere og instrumentering fundet i en typisk biokemi Lab ved hjælp af kolorimetrisk detektion og kvantificering af metal-farvestoffer komplekser og den dermed forbundne ændring i absorbans af den frie farve, når det binder sig til metal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. klargøring af analyse komponenten

  1. De kromatografi fraktioner, der skal vurderes ved hjælp af optisk absorbans, bestemmes ved 280 Nm eller alternative metoder til protein kvantificering for at identificere de proteinberigede fraktioner.
    Bemærk: til dette arbejde brugte vi en diodearray UV-Vis Spektrofotometer. For at øge dataoverførselshastigheden kan der anvendes en plade læser, som er i stand til at måle UV-Vis-absorbans.
  2. Klargøring af nødvendige analysekomponenter
    1. Forbered eller få 10-100 mM buffer ("prøve buffer") med en pH-værdi mellem 7 og 12.
      Bemærk: fælles biokemiske buffere såsom Tris, HEPES, MOPS, og fosfat ved neutral eller grundlæggende pH er alle acceptable for analysen. Tricine og Histidin kan anvendes, men vil kræve kalibreringskurver, da de begge væsentligt Chelat metalioner. Et eksempel på kalibrering af Histidin er vist i reference20.
    2. Forbered en 12% w/v (20-fold koncentreret) opløsning af hydroxynaphthol Blue (HNB) dispersion i prøve bufferen ved hjælp af 120 mg HNB reagens for hver milliliter stamopløsning forberedt.
      Forsigtig: udsættelse af HNB for øjet kan forårsage alvorlig beskadigelse og irritation. Øjenværn bør anvendes ved håndtering af HNB, og hænderne skal vaskes grundigt efter håndtering.
      Bemærk: HNB sælges som en dispersion på KCl af større leverandører af videnskabelige reagenser. Som sådan, faktiske koncentration i opløsning vil variere fra forskellige producenter, partier, og hvor i flasken HNB dispersion er taget fra. Ideelt set bør der opnås en absorbans mellem 0,5-0,8 ved 647 nm efter 20 gange fortynding af bestanden.

2. forberedelse og måling af prøver

  1. Klargøring af Spektrofotometer til dataindsamling
    1. Tænd og opvarmer UV-Vis-Spektrofotometer. Indstil spektrofotometeret til at indsamle data ved 647 nm.
      Bemærk: Hvis spektrofotometeret tillader det, skal der desuden indsamles data ved 850 nm eller en anden bølgelængde uden væsentlige ændringer i forbindelse med farvestof-metal og Dye Spectra, som skal anvendes til en baseline korrektion.
    2. Spektrofotometer er tomt ved hjælp af prøve bufferen.
      Bemærk: kvarts eller engangsplast kuvetter kan anvendes. Kvarts kuvetter foretrækkes til kvantitativ analyse, da de vil give større nøjagtighed og præcision over engangsplast kuvetter. Plastik kuvetter blokerer dog UV-lys, som kan være til stede i måle strålerne på nogle diode-array-spektrofotometre. Udsættelse af HNB for intens UV-lys forårsager markant nedbrydning af farvestoffet og et uønsket fald i langsom absorbans, der kan forveksles med langsom metal binding (Se f. eks. figur 1 i understøttende information af reference 20).
  2. Klargøring og absorbans måling af kontrol
    1. Forbered en kontrolopløsning, der indeholder 50 μL HNB-bestand pr. milliliter af samlet analyse volumen. For at sikre god blanding af alle prøver, pipette de små volumener først derefter tilsættes prøve bufferen efterfulgt af blanding ved pipettering. Fortyndet HNB opløsning skal tilberedes frisk, men HNB bestande kan opbevares ved 4 °C og afskærmet fra lys i uger uden signifikant nedbrydning.
    2. Lad kontrolelementet inkubere i mindst 3 minutter ved stuetemperatur.
      Bemærk: en længere inkubationstid kan være nødvendig for prøver ved basisk pH eller ved tilstedeværelse af fosfat på grund af dannelse af dårligt opløselige metal komplekser, hvilket resulterer i langsommere ligevægt.
    3. Absorbansen måles og registreres ved 647 nm for kontrolprøven.
  3. Klargøring og absorbans måling af prøver
    1. Analyseprøverne forberedes ved at blande 50 μL HNB-bestand med 950 μL af passende fortyndede protein fraktioner med prøve bufferen.
      Bemærk: da metal kontamineringsniveauer, der rapporteres i litteraturen, varierer med en faktor på mere end 1000 afhængigt af elueringsforholdene16,20, kan det være nødvendigt at prøve nogle få fortyndinger af de analyseret protein fraktioner med prøve bufferen (Se trin 1.2.1 ovenfor) for at opnå absorbans ændringer inden for analysens dynamiske område.
      Forsigtig: nikkel og andre metaller, der anvendes i IMAC er kendt hudirriterende, mistænkt for at være kræftfremkaldende, og er i stand til at beskadige nyrerne og blodet efter længerevarende eksponering. Handsker og øjenværn bør anvendes ved håndtering af protein prøver, der tilberedes med IMAC.
    2. Prøven kan inkubere i mindst 3 minutter ved stuetemperatur og måle abscisse ved 647 nm.
      Bemærk: det begrænsende trin i analysen med hensyn til investeret tid er inkubations trinnet. Dataene for dette papir blev indsamlet ved hjælp af en enkelt kvarts kuvette, der blev omhyggeligt vasket mellem hver prøve. Selv med den ekstra vaske tid og forberedelse af HNB-bestanden, dataindsamling for 14 prøver og kontrol tog cirka en time og en halv og som sådan, protokollen kan nemt gennemføres uden behov for afbrydelse.
    3. Gentag trin 2.3.1 og 2.3.2 for hver brøk, der skal måles.
      Bemærk: Hvis der anvendes flere kuvetter til flere prøver, skal prøverne tilberedes på en måde, der giver mulighed for sammenlignelig inkubationstid og udsættelse for omgivende lys.

3. kvantificering af metal

  1. Bestemmelse af koncentrationen af metal i hver prøve
    1. Find forskellen mellem hver prøve absorbans ved 647 nm fra HNB-kontrollen.
    2. Bestem metal koncentrationen (i μM) ved hjælp af formlen nedenfor:

      Equation 1

      hvor DF er fortyndingsfaktoren for analyse fraktionen, er δabs647 absorbansændringen ved 647 nm, 3.65 x10-2 repræsenterer ekstinktionskoefficienten for HNB (ε = 36,5 mm-1· cm-1 Se reference20 for flere detaljer) og l er cuvette optiske kurve i cm.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Spektret af fri HNB ved neutral pH (Black Line) og repræsentative spektre af fraktioner, der er analyseret for ni2 + fra ISOLATIONEN af MSP1E3D129 , er vist i figur 2. En vellykket analyseserie bør påvise en nedsat absorbans ved 647 nm sammenlignet med HNB-kontrol, hvilket svarer til dannelsen af HNB-komplekser i nærværelse af et Overgangsmetal. En mislykket analyse ville blive indikeret ved en stigning i absorbans ved 647 nm. Alternativt, mere end 90% fald fra Initial absorbans ved 647 nm ville indikere for højt metalindhold og et behov for at assay mere fortyndede fraktioner. En analyse uden absorbans ændringer fra den frie HNB-kontrol indikerer ikke nødvendigvis en fejl. Det er muligt, at prøverne indeholder væsentlige ingen udvasket metaller. Dette er dog usandsynligt, og enhver prøve, der ikke viser nogen absorbans ændring, bør forberedes og måles igen, helst med mindre fortynding, for at bekræfte resultatet. I alt kan de fleste fejl ved at observere den forventede absorbans ændring tilskrives forkert pipettering under Prøvetilberedning, utilstrækkelig inkubationstid før måling eller pH-værdier uden for det anbefalede 7-12-område.

For at demonstrere anvendelsen af denne analyse analyserede vi 2 hans-tag membran stilladset proteiner MSP1E3D1 (isoleret som i denisov, i. G. et al.29), MSP2N2 (isoleret som i grinkova, Y. V.30), og en roman 3-heme c-type cytochrom GSU0105 fra geobacter sulfurreducens, som blev rekombinant udtrykt i E. coli og elueret med 500 mm imidazol. Elueringsprofilerne for ni2 + fra en ni-NTA harpiks kolonne (Se tabel over materialer) og de tilhørende proteinelueringsprofiler for disse 3 proteiner er vist i figur 3. Ethvert protein vil have en unik nikkel eluering, der kan eller ikke kan justeres med proteinet elueringsprofilen målt ved 280 Nm. For eksempel viser figur 3C , at proteinet og ni2 + indholdet af hver fraktion for GSU0105 er væsentligt forskudt fra hinanden, mens fraktioner til MSP1E3D1 og MSP2N2 (figur 3A, B), der indeholder det mest protein, også har det højeste ni2 + indhold. Figur 3A, B illustrerer også, at metalindholdet ikke kan fordeles jævnt blandt fraktioner, der er indsamlet ved hjælp af iMac. Afhængigt af kolonne pakning, sammensætningen af elueringsbufferen, pumpeudstyr og-betingelser er det muligt at have metal, der i fortløbende fraktioner er i meget forskellige koncentrationer uafhængige af proteinindholdet i disse fraktioner.

Figure 1
Figur 1: struktur af hydroxynaphthol blå (HNB). I analysens funktionelle pH-rækkevidde er alle sulfonatgrupper og en af hydroxyl grupperne ioniserede. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 2
Figur 2: absorbans Spectra for udvalgte MSP1E3D1 fraktioner og HNB. Den relative absorbans på tre fraktioner af MSP1E3D1 (farver) sammenlignet med en HNB-kontrol (sort tyk linje) vises. Prøverne blev fremstillet i 20 mM Tris, pH 7,5. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 3
Figur 3: ni2 + kvantificering for 3 repræsentative hans-tag proteiner. Protein og ni2 + elueringsprofiler for (A) MSP1E3D1, (B) MSP2N2 og (C) GSU0105. Protein elueringsprocessen blev udført med henholdsvis 300 mM, 300 mM og 500 mM imidazol. Ni2 + kvantificering blev udført i 20 mm Tris, pH 7,5. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Kolorimetrisk detektion af metaller ved hjælp af HNB giver en enkel måde at kvantificere graden af protein forurening ved overgangs metalioner fra IMAC-harpiks. Som vi etablerede i Ref. 20 binder ni2 + til hnb med 1:1 støkiometri og dissociationskonstant for ni-HNB-komplekse ændringer med ph. Men den komplekse Kd er i sub-nm-intervallet for alle anbefalede (7-12) pH-værdier. I praksis betyder det, at alle ni2 + i alle testede fraktioner vil binde sig til HNB, så længe der ikke er andre stærke chelerende reagenser, som EDTA, til stede. Alle disse egenskaber tilsammen resulterer i lineære ni2 + titrerings kurver, som vi eksperimentelt observeret. I denne rapport20, vi også fastslået, at de spektral ændringer på grund af metal-Dye kompleksdannelse vil være den samme over hele 7-12 pH-intervallet. Detektionen er begrænset af de minimale, pålidelige absorbans-ændringer (10-4 – 10-3 OD afhængigt af det anvendte Spektrofotometer) svarende til 2,7-27 nm ni2 +. Den øvre rækkevidde er begrænset af mængden af HNB til stede. I vores arbejde bruger vi ~ 15 μM, svarende til ~ 0,6 OD ved 647 nm. Men, dette kan øges op til 50-80 μM HNB, hvis det er nødvendigt. Praktisk set observerede vi ni2 + kontamineringsniveauer i kromatografiske fraktioner, som var sammenlignelige eller højere end den øvre grænse, som tvinger os til at lave 10-til 50 gange fortyndinger af analyseret fraktioner. Dette yderligere fortyndings trin kan dog øge de relative fejl, samtidig med at nikkel koncentrationen bestemmes i en fraktion.

Selv om vi ikke har undersøgt detaljerne, fremgik det, at bindingen af andre metaller, der anvendes i IMAC harpiks (Co, Zn, fe) også har sub-μM dissociations konstanter og næsten ingen overlapning mellem farvestof og Dye-metal absorbans Spectra ved 647 nm, Peak bølgelængde af fri Hnb. Derfor kan komplet metal binding til farvestoffet og de tilhørende spektral ændringer af farvestoffet anvendes til absolut metal bestemmelse over hele det anbefalede pH-interval.

Gennemførelsen af protokollen er ligetil og afhænger mest af korrekt laboratorieteknik. Moderne spektrofotometre har meget lineære respons og dynamiske intervaller på 3-4 størrelsesordener. Derfor er det mest sandsynlige sted for indførelse af fejl i metoden gennem pipette Rings trinene for prøveforberedelse. Som beskrevet i denne tekst er metoden baseret på kvantificeringen af metalindhold baseret på forskellen i HNB absorbans peak ved 647 nm fra en fri HNB kontrol og prøver med HNB kompleks med et metal. Hvis der ikke udvises omhu for nøjagtigt at pipettere HNB-aliquoterne eller buffer volumener, bliver sammenligningen af kontrol-og prøve abscisse ved 647 nm et fejlpunkt. Tilsvarende kan dårlig Pipettering af protein fraktioner til Prøvetilberedning skævvride den opfattede koncentration af metal i en fraktion. På grund af analysens følsomhed anbefales det, at alle pipetter, der anvendes til analyser, hvor nøjagtig kvantificering er påkrævet, kalibreres inden brug.

Metodens primære begrænsninger kommer med analysens funktionelle pH-rækkevidde og tilstedeværelsen af stærke chelerende midler. Analysen er bedst udnyttet i et pH-interval fra 7-12. Under pH 7, spektret af den frie HNB farvestof ændringer, mister peak ved 647 nm anvendes til kvantificering20. Over pH 12, mange metal hydroxider begynder at udfældes, herunder de metaller, der almindeligvis findes i IMAC harpiks, hvilket gør kvantificering langsommere og mindre reproducerbare. Mens det alkaliske maksimum ikke udgør et betydeligt problem, da rensningsprocedurer sjældent kræver en sådan høj pH, er det sure minimum mere tilbøjelige til at være en begrænsende faktor. Da detektionsgrænserne for ni2 + og andre overgangsmetaller er ca. 1000 gange lavere end de ovenfor viste metal kontamineringsniveauer (figur 3), kan den lave pH-grænse for analysen omgås ved fortynding af de analyseret sure protein fraktioner i buffere med neutrale pH-værdier og tilstrækkelig høj bufferkapacitet. Alternativt kan pH af analyserede fraktioner justeres, eller HNB stamopløsningen kan være mere kraftigt bufferet for at opretholde den ønskede pH efter blanding.

Hvis isolations proceduren for det protein, der renses, kræver anvendelse af reagenser med kendte eller formodede overgangs-metal chelerende egenskaber, vil det være nødvendigt at foretage en ændring af metoden for at muliggøre korrekt kvantificering af udvasket metaller. En standardkurve skal tilberedes ved hjælp af det chelaterende middel, der anvendes til protein eluering, og kendte koncentrationer af metal standarder for nøjagtigt at kvantificere koncentrationen af udvasket metal i tilstedeværelsen af chelatoren. Et eksempel på metal kvantificering i nærværelse af Histidin er tilgængelig i Kokhan & Marzolf20.

Nøjagtig kvantificering af metaller i biologiske prøver er stadig i vid udstrækning afhængig af brugen af analytiske teknikker og instrumentering, såsom AAS og ICP-MS, der forbliver uden for den typiske biokemiker31,32. Bonta et al. har beskrevet den simple forberedelse af biologiske prøver på fælles filtrerpapir til analyse af ICP-MS, men deres metode er stadig afhængig af ikke-standard instrumentering for en biokemiker31. Den metode, vi beskriver, giver mulighed for måling af metalindhold i en prøve, der skal tages uden yderligere uddannelse på ny instrumentering eller outsourcing til andre. Lignende kolorimetriske protokoller er udviklet til metal analyse i biologiske prøver33. Metoden beskrevet af Shaymal et al.33 er imidlertid afhængig af en fluorescens analyse ved hjælp af en kommercielt utilgængelig fluorescerende sonde, der giver en højere detektionsgrænse end i dette papir. I betragtning af den relative lethed, hvormed den beskrevne metode kan udføres, og den seneste interesse i udviklingen af bærbare metal afsløring protokoller for vandige prøver34,35, det kunne let tilpasses til afprøvning af vandprøver. Som en bærbar test kunne vores metode ændres til brug med et bærbart Spektrofotometer til kvantificering eller som en kvalitativ foranstaltning til at identificere prøver til yderligere analyse på et fast Prøvningssted.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har intet at afsløre.

Acknowledgments

Dette materiale er baseret på arbejde støttet af National Science Foundation under Grant MCB-1817448 og ved en pris fra Thomas F. og Kate Miller Jeffress Memorial Trust, Bank of America, trustee og den specificerede donor Hazel Thorpe Carman og George Gay Carman Tillid.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
2xYT broth Fisher Scientific BP9743-500 media for E.coli growth
HEPES, free acid BioBasic HB0264 alternative buffer
HisPur Ni-NTA resin Thermo Scientific 88222
Hydroxynaphthol blue disoidum salt Sigma-Aldrich 219916-5g
Imidazole Fisher Scientific O3196-500
Imidazole BioBasic IB0277
MOPS, free acid BioBasic MB0360 alternative buffer
Sodium chloride Fisher Scientific S271-500
Sodium phosphate Fisher Scientific S369-500 alternative buffer
Tricine Gold Bio T870-100
Tris base Fisher Scientific BP152-500
Triton X-100 Sigma-Aldrich T9284-500

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Porath, J., Carlsson, J. A. N., Olsson, I., Belfrage, G. Metal chelate affinity chromatography, a new approach to protein fractionation. Nature. 258, (5536), 598-599 (1975).
  2. Block, H., et al. Immobilized-Metal Affinity Chromatography (IMAC): A Review. Methods in Enzymology. 463, 439-473 (2009).
  3. Takeda, N., Matsuoka, T., Gotoh, M. Potentiality of IMAC as sample pretreatment tool in food analysis for veterinary drugs. Chromatographia. 72, (1/2), 127-131 (2010).
  4. Felix, K., et al. Identification of serum proteins involved in pancreatic cancer cachexia. Life sciences. 88, (5-6), 218-225 (2011).
  5. Wu, C., et al. Surface enhanced laser desorption/ionization profiling: New diagnostic method of HBV-related hepatocellular carcinoma. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 24, (1), 55-62 (2009).
  6. Goldsmith, J. O., Boxer, S. G. Rapid isolation of bacterial photosynthetic reaction centers with an engineered poly-histidine tag. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1276, (3), 171-175 (1996).
  7. Guergova-Kuras, M., et al. Expression and one-step purification of a fully active polyhistidine-tagged cytochrome bc1 complex from Rhodobacter sphaeroides. Protein Expression and Purification. 15, (3), 370-380 (1999).
  8. Mitchell, D. M., Gennis, R. B. Rapid purification of wildtype and mutant cytochrome c oxidase from Rhodobacter sphaeroides by Ni(2+)-NTA affinity chromatography. FEBS Letters. 368, (1), 148-150 (1995).
  9. Tian, H., White, S., Yu, L., Yu, C. A. Evidence for the head domain movement of the rieske iron-sulfur protein in electron transfer reaction of the cytochrome bc1 complex. Journal of Biological Chemistry. 274, (11), 7146-7152 (1999).
  10. Tian, H., Yu, L., Mather, M. W., Yu, C. A. Flexibility of the neck region of the rieske iron-sulfur protein is functionally important in the cytochrome bc1 complex. Journal of Biological Chemistry. 273, (43), 27953-27959 (1998).
  11. Louie, A. Y., Meade, T. J. Metal complexes as enzyme inhibitors. Chemical Reviews. 99, (9), 2711-2734 (1999).
  12. Tamás, M. J., Sharma, S. K., Ibstedt, S., Jacobson, T., Christen, P. Heavy Metals and Metalloids As a Cause for Protein Misfolding and Aggregation. Biomolecules. 4, (1), 252-267 (2014).
  13. Gerencser, L., Maroti, P. Retardation of proton transfer caused by binding of the transition metal ion to the bacterial reaction center is due to pKa shifts of key protonatable residues. Biochemistry. 40, (6), 1850-1860 (2001).
  14. Klishin, S. S., Junge, W., Mulkidjanian, A. Y. Flash-induced turnover of the cytochrome bc1 complex in chromatophores of Rhodobacter capsulatus: binding of Zn2+ decelerates likewise the oxidation of cytochrome b, the reduction of cytochrome c1 and the voltage generation. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1553, (3), 177-182 (2002).
  15. Link, T. A., von Jagow, G. Zinc ions inhibit the QP center of bovine heart mitochondrial bc1 complex by blocking a protonatable group. Journal of Biological Chemistry. 270, (42), 25001-25006 (1995).
  16. Block, H., Kubicek, J., Labahn, J., Roth, U., Schäfer, F. Production and comprehensive quality control of recombinant human Interleukin-1beta: a case study for a process development strategy. Protein Expression and Purification. 57, (2), 244-254 (2008).
  17. Kokhan, O., Shinkarev, V. P., Wraight, C. A. Binding of imidazole to the heme of cytochrome c1 and inhibition of the bc1 complex from Rhodobacter sphaeroides: II. Kinetics and mechanism of binding. Journal of Biological Chemistry. 285, (29), 22522-22531 (2010).
  18. Kokhan, O., Shinkarev, V. P., Wraight, C. A. Binding of imidazole to the heme of cytochrome c1 and inhibition of the bc1 complex from Rhodobacter sphaeroides: I. Equilibrium and modeling studies. Journal of Biological Chemistry. 285, (29), 22513-22521 (2010).
  19. Bornhorst, J. A., Falke, J. J. Purification of proteins using polyhistidine affinity tags. Methods in Enzymology. 326, 245-254 (2000).
  20. Kokhan, O., Marzolf, D. R. Detection and quantification of transition metal leaching in metal affinity chromatography with hydroxynaphthol blue. Analytical Biochemistry. 582, 113347 (2019).
  21. Doyle, C., Naser, D., Bauman, H., Rumfeldt, J., Meiering, E. Spectrophotometric method for simultaneous measurement of zinc and copper in metalloproteins using 4-(2-pyridylazo)resorcinol. Analytical Biochemistry. 579, 44-56 (2019).
  22. Furrer, J., Smith, G. S., Therrien, B. Inorganic Chemical Biology. Gasser, G. (2014).
  23. Hogeling, S. M., Cox, M. T., Bradshaw, R. M., Smith, D. P., Duckett, C. J. Quantification of proteins in whole blood, plasma and DBS, with element-labelled antibody detection by ICP-MS. Analytical Biochemistry. 575, 10-16 (2019).
  24. Yamasaki, S., Tsumura, A., Takaku, Y. Ultratrace Elements in Terrestrial Water as Determined by High-Resolution ICP-MS. Microchemical Journal. 49, (2), 305-318 (1994).
  25. Brittain, H. G. Complex Formation Between Hydroxy Naphthol Blue and First Row Transition Metal Cyanide Complexes. Analytical Letters. 10, (13), 1105-1113 (1977).
  26. Brittain, H. G. Binding of Transition Metal Ions by the Calcium Indicator Hydroxy Naphthol Blue. Analytical Letters. 11, (4), 355-362 (1978).
  27. Temel, N. K., Sertakan, K., Gürkan, R. Preconcentration and Determination of Trace Nickel and Cobalt in Milk-Based Samples by Ultrasound-Assisted Cloud Point Extraction Coupled with Flame Atomic Absorption Spectrometry. Biological Trace Element Research. 186, (2), 597-607 (2018).
  28. Ferreira, S. L. C., Santos, B. F., de Andrade, J. B., Costa, A. C. S. Spectrophotometric and derivative spectrophotometric determination of nickel with hydroxynaphthol blue. Microchimica Acta. 122, (1), 109-115 (1996).
  29. Denisov, I. G., Grinkova, Y. V., Lazarides, A. A., Sligar, S. G. Directed Self-Assembly of Monodisperse Phospholipid Bilayer Nanodiscs with Controlled Size. Journal of the American Chemical Society. 126, (11), 3477-3487 (2004).
  30. Grinkova, Y. V., Denisov, I. G., Sligar, S. G. Engineering extended membrane scaffold proteins for self-assembly of soluble nanoscale lipid bilayers. Protein Engineering, Design and Selection. 23, (11), 843-848 (2010).
  31. Bonta, M., Hegedus, B., Limbeck, A. Application of dried-droplets deposited on pre-cut filter paper disks for quantitative LA-ICP-MS imaging of biologically relevant minor and trace elements in tissue samples. Analytica Chimica Acta. 908, 54-62 (2016).
  32. Olmedo, P., et al. Validation of a method to quantify chromium, cadmium, manganese, nickel and lead in human whole blood, urine, saliva and hair samples by electrothermal atomic absorption spectrometry. Analytica Chimica Acta. 659, (1), 60-67 (2010).
  33. Shyamal, M., et al. Highly Selective Turn-On Fluorogenic Chemosensor for Robust Quantification of Zn(II) Based on Aggregation Induced Emission Enhancement Feature. ACS Sensors. 1, (6), 739-747 (2016).
  34. Kudo, H., Yamada, K., Watanabe, D., Suzuki, K., Citterio, D. Paper-Based Analytical Device for Zinc Ion Quantification in Water Samples with Power-Free Analyte Concentration. Micromachines. 8, (4), 127 (2017).
  35. Liu, R., Zhang, P., Li, H., Zhang, C. Lab-on-cloth integrated with gravity/capillary flow chemiluminescence (GCF-CL): towards simple, inexpensive, portable, flow system for measuring trivalent chromium in water. Sensors and Actuators B: Chemical. 236, (C), 35-43 (2016).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics