Kvantifiering av Metallurlakning i immobiliserad Metallaffinitetskromatografi

Chemistry

Your institution must subscribe to JoVE's Chemistry section to access this content.

Fill out the form below to receive a free trial or learn more about access:

 

Summary

Vi presenterar en analys för enkel kvantifiering av metaller som introduceras i prover som bereds med immobiliserad metallaffinitetskromatografi. Metoden använder hydroxynaphthol blått som den kolorimetriska metall indikatorn och en UV-VIS spektrofotometer som detektorn.

Cite this Article

Copy Citation | Download Citations | Reprints and Permissions

Swaim, C. M., Brittain, T. J., Marzolf, D. R., Kokhan, O. Quantification of Metal Leaching in Immobilized Metal Affinity Chromatography. J. Vis. Exp. (155), e60690, doi:10.3791/60690 (2020).

Please note that all translations are automatically generated.

Click here for the english version. For other languages click here.

Abstract

Förorening av enzymer med metaller som lakats från immobiliserade metallaffinitetskromatografi (IMAC) kolumner utgör ett stort bekymmer för enzymologer, eftersom många av de gemensamma di-och trivalenta katjoner som används i IMAC hartser har en hämmande effekt på enzymer. Omfattningen av utlakning av metaller och effekten av olika elminerande och reducerande reagenser är dock dåligt förstådd till stor del på grund av avsaknaden av enkla och praktiska kvantifieringsprotokoll för övergångsmetaller som använder utrustning som vanligtvis finns i biokemi Labs. För att lösa detta problem har vi utvecklat ett protokoll för att snabbt kvantifiera mängden metall förorening i prover som förberetts med IMAC som reningssteg. Metoden använder hydroxynaphtol blå (HNB) som en kolorimetrisk indikator för metall katjonhalten i en provlösning och UV-VIS-spektroskopi som ett sätt att kvantifiera mängden metall som finns, i nanomolar-området, baserat på förändringen i HNB-spektrumet vid 647 nm. Medan Metallhalt i en lösning historiskt har fastställts med hjälp av atomabsorptionsspektroskopi eller induktivt kopplade plasma tekniker, dessa metoder kräver specialiserad utrustning och utbildning utanför tillämpningsområdet för ett typiskt biokemi laboratorium. Den metod som föreslås här ger ett enkelt och snabbt sätt för biokemister att bestämma metallhalten i prover med hjälp av befintlig utrustning och kunskap utan att offra noggrannhet.

Introduction

Sedan starten av Porath och medarbetare1, immobiliserade metallaffinitetskromatografi (iMac) har blivit en metod för val att snabbt separera proteiner baserat på deras förmåga att binda med övergång metalljoner såsom Zn2+, ni2 +, Cu2 +, och co2 +. Detta görs oftast via konstruerade Poly-Histidine Taggar och är nu en av de vanligaste kromatografiska reningstekniker för isolering av rekombinanta proteiner2. IMac har också funnit tillämpningar utöver rekombinant Proteinrening som ett sätt att isolera kinoloner, tetracykliner, aminoglykosider, makrolider, och β-lactams för mat provanalys3 och som ett steg i att identifiera blod-serumprotein markörer för lever och pankreascancer4,5. Inte överraskande, iMac har också blivit en metod för val för isolering av ett antal infödda blockeringar enzymer6,7,8,9,10. Men framgångsrikt genomförande av dessa reningsmetoder för studier av enzymatiskt aktiva bioenergetiska proteiner är beroende av närvaron av obetydliga nivåer av metallkatjoner som lakas från kolonnmatrisen till eluatet. De divalenta metallkatjoner som vanligen används i iMac har känd patologisk biologisk betydelse, även vid låga koncentrationer11,12. Den fysiologiska effekten av dessa metaller är mest uttalad i bioenergetiska system, där de kan visa sig dödliga som hämmare av cellandning eller fotosyntes13,14,15. Liknande frågor är oundvikliga för de flesta protein klasser där rester av främmande metaller kan störa proteiners biologiska funktioner eller karaktärisering med biokemiska och biofysiska metoder.

Även om halterna av metallkontaminering under oxiderande förhållanden och användning av Imidazol som eluant vanligtvis är låga16, proteinisoleringar utförs i närvaro av cystein reducerande medel (DTT, β-merkaptoetanol, etc.) eller med starkare kelatorer som histidin17,18 eller etylendiamintetraättiksyra (EDTA) resultera i mycket högre nivåer av metall förorening19,20. Likaså, eftersom metalljoner i IMAC hartser ofta samordnas av karboxylska grupper, protein elutioner utförs under sura förhållanden är också sannolikt att ha mycket högre nivåer av metall förorening. Metallhalten i lösningar kan bedömas med hjälp av atomabsorptionsspektroskopi (AAS) och induktivt kopplad plasma-masspektrometri (ICP-MS) ner till en detektionsgräns i ppb-PPT-intervallet21,22,23,24. Tyvärr, AAS och ICP-MS är inte realistiska sätt för detektion i en traditionell biokemi Lab som dessa metoder skulle kräva tillgång till specialiserad utrustning och utbildning.

Tidigare arbete av Brittain25,26 undersökt användningen av hydroxynaphthol blå (HNB) som ett sätt att identifiera förekomsten av övergångsmetaller i lösning. Det fanns dock flera interna motsägelser i data20 och dessa arbeten misslyckades med att erbjuda ett adekvat protokoll. Studier av Temel et al.27 och Ferreira et al.28 expanderade på BRITTAIN arbete med HNB som en potentiell metall indikator. Dock utvecklade Temel ett protokoll som utnyttjar AAS för provanalys, med HNB endast som en kelat agent. Ferreiras studie använde förändringen i HNB absorbans Spectra på 563 nm, en region av fri-Dye HNB Spectra som överlappar kraftigt med spektra av HNB-metall komplex vid pH 5,7, vilket gör analysens känslighet ganska låg samt resulterar i relativt svag metallbindande samhörighet20. För att lösa problem i vårt eget labb med ni2 + urlakning från iMac har vi utökat det arbete som utförts av Brittain25,26 och Ferreria28 för att utveckla en enkel analys som kan detektera nanomolära nivåer av flera övergångsmetaller. Vi visade att HNB binder nickel och andra vanliga för IMAC metaller med sub-nanomolar bindande tillhörighet och form 1:1 komplex över ett brett spektrum av pH-värden20. Analysen som rapporteras här baseras på dessa fynd och utnyttjar absorbansförändringar i HNB-spektrumet vid 647 Nm för metallkvantifiering. Analysen kan utföras i det fysiologiska pH-intervallet med hjälp av vanliga buffertar och instrumentering som finns i en typisk biokemi Lab med hjälp av kolorimetrisk detektion och kvantifiering av metall-färgkomplex och tillhörande förändring i absorbans av fri-färg när den binder till metall.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. förberedelse av komponent analys

  1. Bestäm vilka kromatografifraktioner som ska analyseras med optisk absorbans vid 280 nm eller alternativa metoder för proteinkvantifiering för att identifiera de proteinberikade fraktionerna.
    Obs: för detta arbete använde vi en diodarray UV-VIS spektrofotometer. För att öka genomströmningen kan en Plattläsare som klarar mätning av UV-VIS-absorbans användas.
  2. Beredning av nödvändiga analys komponenter
    1. Bered eller Erhåll 10-100 mM buffert ("provbuffert") med ett pH mellan 7 och 12.
      Anmärkning: vanliga biokemiska buffertar såsom Tris, HEPES, moppar och fosfat vid neutralt eller basiskt pH är alla godtagbara för analysen. Tricin och histidin kan användas men kommer att kräva kalibreringskurvor som de båda väsentligen kelat metalljoner. Ett exempel på kalibrering av histidin visas i referens20.
    2. Bered en 12% w/v (20-faldig koncentrerad) lösning av hydroxynaphthol Blue (HNB) dispersion i provet buffert med 120 mg HNB reagens för varje milliliter stamlösning beredd.
      Varning: exponering av HNB i ögat kan orsaka allvarliga skador och irritation. Ögonskydd ska användas vid hantering av HNB och händerna ska tvättas noggrant efter hantering.
      Obs: HNB säljs som en dispersion på KCl av stora leverantörer av vetenskapliga reagenser. Som sådan, faktisk koncentration i lösningen kommer att variera från olika tillverkare, partier, och var i flaskan den HNB spridningen tas från. Helst bör en absorbans mellan 0,5-0,8 vid 647 nm efter 20-faldig utspädning av beståndet uppnås.

2. provberedning och mätning

  1. Beredning av spektrofotometer för datainsamling
    1. Sätt på och Värm upp UV-VIS spektrofotometer. Ställ in spektrofotometern för att samla data vid 647 nm.
      Anmärkning: Om spektrofotometer tillåter, samla dessutom in data vid 850 nm, eller någon annan våglängd utan betydande förändringar i samband med färg-metall och färgspektrum, som skall användas för en baslinjekorrigering.
    2. Blanka spektrofotometern med hjälp av Provbufferten.
      Kvarts-eller engångsplastcuvetter kan användas. Kvarts kyvetter är att föredra för kvantitativ analys eftersom de kommer att möjliggöra högre noggrannhet och precision över disponibel plast kyvetter. Men plast kyvetter blockera UV-ljus, som kan förekomma i Mät balkar av vissa diodarray spektrofotometrar. Exponering av HNB till intensivt UV-ljus orsakar märkbar färg nedbrytning och en oönskad långsam absorbans minskning som kan förväxlas med långsam metall bindning (se till exempel figur 1 i stödjande information om referens 20).
  2. Förberedelse och absorbans mätning av kontroll
    1. Bered en kontroll lösning som innehåller 50 μL HNB-lager per milliliter total analys volym. För att säkerställa god blandning av alla prover, Pipettera de små volymerna först och tillsätt sedan Exempelbufferten följt av blandning genom pipettering. Utspädd HNB-lösning skall beredas färska men HNB-bestånd kan förvaras vid 4 ° c och skyddas från ljus i veckor utan signifikant nedbrytning.
    2. Låt kontrollen Inkubera i minst 3 minuter vid rumstemperatur.
      Anmärkning: en längre inkubationstid kan vara nödvändig för prover vid alkaliskt pH eller i närvaro av fosfat på grund av bildandet av svårlösliga metall komplex, vilket resulterar i långsammare jämning.
    3. Mät och anteckna absorbansen vid 647 Nm för kontrollprovet.
  3. Beredning och absorbans mätning av prover
    1. Bered analysproverna genom att blanda 50 μL av HNB-beståndet med 950 μL av lämpligt utspädda protein fraktioner med Provbufferten.
      Anmärkning: eftersom metallkontamineringsnivåer som rapporteras i litteraturen varierar med en faktor på mer än 1000 beroende på elutionsförhållandena16,20, kan det vara nödvändigt att prova några spädningar av de analyserade protein fraktionerna med exempelbufferten (se steg 1.2.1 ovan) för att uppnå absorbansförändringar inom analysens dynamiska omfång.
      Varning: nickel och andra metaller som används i IMAC är kända hudirriterande, misstänks vara cancerframkallande, och kan skada njurarna och blodet efter långvarig exponering. Handskar och ögonskydd bör användas vid hantering av proteinprover som bereds med IMAC.
    2. Låt provet Inkubera i minst 3 minuter vid rumstemperatur och Mät absorbanserna vid 647 nm.
      Anmärkning: det begränsande steget i analysen när det gäller tid investerat är inkubations steget. Uppgifterna för detta papper samlades in med en enda kvarts kuvette som omsorgsfullt tvättades mellan varje prov. Även med den extra tvätt tid och beredning av HNB beståndet, datainsamling för 14 prover och kontrollen tog ungefär en och en halv timme och som sådan, protokollet kan enkelt slutföras utan behov av avbrott.
    3. Upprepa steg 2.3.1 och 2.3.2 för varje fraktion som ska mätas.
      Anmärkning: om flera cuvetter kommer att användas för flera prover, bör proverna förberedas på ett sätt som möjliggör jämförbar inkubationstid och exponering för omgivande ljus.

3. kvantifiering av metaller

  1. Bestämning av metall koncentrationen i varje prov
    1. Hitta skillnaden mellan varje prov absorbans vid 647 nm från HNB kontroll.
    2. Bestäm metall koncentrationen (i μM) med nedanstående formel:

      Equation 1

      Om DF är utspädningsfaktorn för analys fraktionen är δabs647 absorbansförändringen vid 647 nm, 3,65 X10-2 motsvarar utdöningskoefficienten för HNB (ε = 36,5 mm-1· cm-1 se referens20 för mer detaljer) och l är Cuvette optiska väg i cm.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Det spektrum av fria HNB vid neutral pH (svart linje) och representativa spektra av fraktioner analyseras för ni2 + från ISOLERINGEN av MSP1E3D129 visas i figur 2. En framgångsrik analysserie bör uppvisa en minskad absorbans vid 647 nm jämfört med HNB kontroll, vilket motsvarar bildandet av HNB komplex i närvaro av en övergång metall. En misslyckad analys skulle indikeras genom en ökning av absorbans vid 647 nm. Alternativt, mer än 90% minskning från initial absorbans vid 647 nm skulle indikera för hög metallhalt och ett behov av att assay mer utspädda fraktioner. Ett test utan absorbansförändringar från den fria HNB-kontrollen indikerar inte nödvändigtvis ett misslyckande. Det är möjligt att proverna innehåller i huvudsak inga urlakade metaller. Detta är dock osannolikt och varje prov som inte visar någon absorbans förändring bör förberedas och mätas igen, helst med mindre utspädning, för att bekräfta resultatet. Totalt kan de flesta misslyckanden med att iaktta den förväntade absorbans förändringen hänföras till felaktig pipettering under provberedning, en otillräcklig inkubationstid före mätningen, eller pH-värden utanför det rekommenderade intervallet 7-12.

För att demonstrera tillämpningen av denna analys, analyserade vi 2 his-tag membran byggnadsställning proteiner MSP1E3D1 (isolerade som i Denisov, i. G. et al.29), MSP2N2 (isolerad som i grinkova, Y. V.30), och en roman 3-heme c-typ cytokrom GSU0105 från geobacter sulfurreducens, som var recombinantly uttryckt i E. coli och eluerade med 500 mm Imidazol. Elutionsprofilerna för ni2 + från en ni-nta-hartskolonn (se tabell över material) och tillhörande proteinelueringprofiler för dessa 3 proteiner visas i figur 3. Varje protein kommer att ha en unik nickel eluering som kan eller inte kan överensstämma med proteinelueringprofilen mätt vid 280 nm. Till exempel visar figur 3C att proteinet och ni2 + innehållet i varje fraktion för GSU0105 är väsentligt förskjuten från varandra medan fraktioner för MSP1E3D1 och MSP2N2 (figur 3A, B) som innehåller mest protein också har den högsta ni2 + innehåll. Figur 3A, B visar också att metallhalten inte får fördelas jämnt mellan fraktioner som samlats in med iMac. Beroende på kolumn packning, sammansättningen av elutionsbufferten, pumputrustning och förhållanden, är det möjligt att ha metall eluera i varandra följande fraktioner vid mycket olika koncentrationer oberoende av proteinhalten i dessa fraktioner.

Figure 1
Figur 1: struktur av hydroxynaphthol blå (HNB). I analysens funktionella pH-omfång är alla sulfonatgrupper och en av hydroxylgrupperna joniserade. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 2
Figur 2: Absorbansspektra för utvalda MSP1E3D1 fraktioner och HNB. Den relativa absorbansen för tre fraktioner av MSP1E3D1 (färger) jämfört med en HNB-kontroll (svart tjock linje) visas. Proverna preparerades i 20 mM Tris, pH 7,5. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 3
Figur 3: ni2 + kvantifiering för 3 representativa his-tag proteiner. Protein och ni2 + elutionsprofiler för (a) MSP1E3D1, (B) MSP2N2, och (C) GSU0105. Proteineluering utfördes med 300 mM, 300 mM respektive 500 mM Imidazol. Ni2 + kvantifieringen utfördes i 20 mm Tris, pH 7,5. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Kolorimetrisk detektion av metaller med HNB ger ett enkelt sätt att kvantifiera graden av protein förorening genom övergång metalljoner från IMAC hartser. Som vi etablerat i Ref. 20 binder ni2 + till hnb med 1:1 stoichiometri och dissociationskonstant för ni-HNB-komplexet ändras med pH. Dock är komplexet Kd i sub-nm-området för alla rekommenderade (7-12) pH-värden. I praktiken innebär det att alla ni2 + i alla testade fraktioner kommer att binda till HNB så länge inga andra starka kelerande reagenser, som EDTA, är närvarande. Alla dessa egenskaper tillsammans resultera i linjära ni2 + titreringskurvor, som vi experimentellt observerade. I den rapporten20, vi också fastställt att de spektrala förändringarna på grund av metall-Dye komplex formation kommer att vara densamma över hela 7-12 pH-intervallet. Detekteringen begränsas av de minimala pålitliga absorbansförändringsmätningarna (10-4 – 10-3 OD beroende på vilken spektrofotometer som används) motsvarande 2,7-27 nm ni2 +. Det övre intervallet begränsas av mängden HNB närvarande. I vårt arbete använder vi ~ 15 μM, vilket motsvarar ~ 0,6 OD vid 647 nm. Detta kan dock ökas upp till 50-80 μM HNB, om det behövs. I praktiken observerade vi ni2 + kontamineringsnivåer i kromatografiska fraktioner jämförbara eller högre än den övre gränsen tvingar oss att göra 10-till 50-faldig utspädningar av analyseras fraktioner. Detta ytterligare utspädningssteg kan dock öka relativa fel samtidigt som nickel koncentrationen bestäms i ett bråk.

Även om vi inte har undersökt detaljerna, visade det sig att bindningen av andra metaller som används i IMAC hartser (Co, Zn, Fe) har också sub-μM dissociationskonstanter och praktiskt taget ingen överlappning mellan färg och Dye-metal absorbans Spectra vid 647 nm, den maximala våglängd av fria Hnb. Därför kan fullständig metall bindning till färgämnet och tillhörande spektrala förändringar av färgämnet användas för absolut metall bestämning över hela det rekommenderade pH-intervallet.

Utförandet av protokollet är okomplicerat och beror hårdast på korrekt laboratorieteknik. Moderna spektrofotometrar har mycket linjära responser och dynamiska intervall på 3-4 storleksordningar. Följaktligen är den mest sannolika platsen för införande av fel i metoden genom pipettering steg för provberedning. Som beskrivs i denna text baseras metoden på kvantifieringen av metallhalten baserat på skillnaden i HNB-absorbanstoppen vid 647 nm från en fri HNB-kontroll och prover med HNB komplex med en metall. Om man inte bryr sig om att noggrant Pipettera HNB-aliquoterna eller buffertvolymerna, blir jämförelsen av kontrollen och prov absorbanserna vid 647 nm en felpunkt. På samma sätt kan dålig pipettering av protein fraktioner för provberedning skeva den upplevda koncentrationen av metall i ett bråk. På grund av analysens känslighet rekommenderas att alla pipetter som används för analyser där exakt kvantifiering krävs kalibreras före användning.

De primära begränsningarna av metoden kommer med den funktionella pH-intervallet av analysen och närvaron av starka kelat agenter. Analysen är bäst utnyttjas i ett pH-intervall från 7-12. Under pH 7, spektrumet av den fria HNB Dye förändringar, förlorar toppen vid 647 nm som används för kvantifiering20. Över pH 12, många metallhydroxider börjar fällas, inklusive de av metaller som vanligtvis finns i IMAC hartser, vilket gör kvantifiering långsammare och mindre reproducerbara. Medan den alkaliska maximala inte utgör ett betydande problem som reningsförfaranden sällan kräver ett sådant högt pH, är det sura minimum mer sannolikt att vara en begränsande faktor. Eftersom detektionsgränserna för ni2 + och andra övergångsmetaller är ungefär 1000 gånger lägre än de metallkontamineringsnivåer som visats ovan (figur 3), kan den låga pH-gränsen för analysen kringgås genom utspädning av de analyserade sura protein fraktionerna i buffertar med neutrala pH-värden och tillräckligt hög buffertkapacitet. Alternativt kan pH analyserade fraktioner justeras eller HNB stamlösning kan vara mer starkt buffrad för att bibehålla önskat pH efter blandning.

Om isolerings förfarandet för det protein som renas kräver användning av reagenser med kända eller misstänkta övergångs metallkelerande egenskaper, skulle en modifiering av metoden vara nödvändig för att möjliggöra en korrekt kvantifiering av lakade metaller. En standardkurva skulle behöva förberedas med hjälp av kelat medel som används för protein eluering och kända koncentrationer av metall standarder för att exakt kvantifiera koncentrationen av lakade metall i närvaro av kelatorn. Ett exempel på metallkvantifiering i närvaro av histidin finns i Kokhan & Marzolf20.

Noggrann kvantifiering av metaller i biologiska prover är fortfarande till stor del beroende av användningen av analytiska tekniker och instrumentering, såsom AAS och ICP-MS, som återstår utanför sfären av den typiska biokemist31,32. Bonta et al. har beskrivit enkel beredning av biologiska prover på vanliga filterpapper för analys av ICP-MS, men deras metod fortfarande förlitar sig på icke-standardiserade instrument för en biokemist31. Den metod som vi beskriver möjliggör mätning av metallhalten i ett prov som ska tas utan ytterligare utbildning om ny instrumentering eller outsourcing till andra. Liknande kolorimetriska protokoll har utvecklats för metall analys i biologiska prover33. Emellertid, den metod som beskrivs av Shaymal et al.33 förlitar sig på en fluorescens analys med hjälp av en kommersiellt otillgänglig fluorescerande sond som ger en högre detektionsgräns än den i detta papper. Med tanke på den relativa lätthet genom vilken den beskrivna metoden kan utföras och det senaste intresset för utvecklingen av bärbara metall detekterings protokoll för vattenhaltiga prover34,35, det kan lätt anpassas för fältprovning av vattenprover. Som ett portabelt test kan vår metod modifieras för användning med en bärbar spektrofotometer för kvantifiering eller som en kvalitativ åtgärd för att identifiera prover för vidare analys vid en fast provnings plats.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inget att avslöja.

Acknowledgments

Detta material är baserat på arbete som stöds av National Science Foundation under Grant MCB-1817448 och av en utmärkelse från Thomas F. och Kate Miller Jeffress Memorial Trust, Bank of America, förvaltare och specificerade givare Hazel Thorpe Carman och George gay Carman Förtroende.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
2xYT broth Fisher Scientific BP9743-500 media for E.coli growth
HEPES, free acid BioBasic HB0264 alternative buffer
HisPur Ni-NTA resin Thermo Scientific 88222
Hydroxynaphthol blue disoidum salt Sigma-Aldrich 219916-5g
Imidazole Fisher Scientific O3196-500
Imidazole BioBasic IB0277
MOPS, free acid BioBasic MB0360 alternative buffer
Sodium chloride Fisher Scientific S271-500
Sodium phosphate Fisher Scientific S369-500 alternative buffer
Tricine Gold Bio T870-100
Tris base Fisher Scientific BP152-500
Triton X-100 Sigma-Aldrich T9284-500

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Porath, J., Carlsson, J. A. N., Olsson, I., Belfrage, G. Metal chelate affinity chromatography, a new approach to protein fractionation. Nature. 258, (5536), 598-599 (1975).
  2. Block, H., et al. Immobilized-Metal Affinity Chromatography (IMAC): A Review. Methods in Enzymology. 463, 439-473 (2009).
  3. Takeda, N., Matsuoka, T., Gotoh, M. Potentiality of IMAC as sample pretreatment tool in food analysis for veterinary drugs. Chromatographia. 72, (1/2), 127-131 (2010).
  4. Felix, K., et al. Identification of serum proteins involved in pancreatic cancer cachexia. Life sciences. 88, (5-6), 218-225 (2011).
  5. Wu, C., et al. Surface enhanced laser desorption/ionization profiling: New diagnostic method of HBV-related hepatocellular carcinoma. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 24, (1), 55-62 (2009).
  6. Goldsmith, J. O., Boxer, S. G. Rapid isolation of bacterial photosynthetic reaction centers with an engineered poly-histidine tag. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1276, (3), 171-175 (1996).
  7. Guergova-Kuras, M., et al. Expression and one-step purification of a fully active polyhistidine-tagged cytochrome bc1 complex from Rhodobacter sphaeroides. Protein Expression and Purification. 15, (3), 370-380 (1999).
  8. Mitchell, D. M., Gennis, R. B. Rapid purification of wildtype and mutant cytochrome c oxidase from Rhodobacter sphaeroides by Ni(2+)-NTA affinity chromatography. FEBS Letters. 368, (1), 148-150 (1995).
  9. Tian, H., White, S., Yu, L., Yu, C. A. Evidence for the head domain movement of the rieske iron-sulfur protein in electron transfer reaction of the cytochrome bc1 complex. Journal of Biological Chemistry. 274, (11), 7146-7152 (1999).
  10. Tian, H., Yu, L., Mather, M. W., Yu, C. A. Flexibility of the neck region of the rieske iron-sulfur protein is functionally important in the cytochrome bc1 complex. Journal of Biological Chemistry. 273, (43), 27953-27959 (1998).
  11. Louie, A. Y., Meade, T. J. Metal complexes as enzyme inhibitors. Chemical Reviews. 99, (9), 2711-2734 (1999).
  12. Tamás, M. J., Sharma, S. K., Ibstedt, S., Jacobson, T., Christen, P. Heavy Metals and Metalloids As a Cause for Protein Misfolding and Aggregation. Biomolecules. 4, (1), 252-267 (2014).
  13. Gerencser, L., Maroti, P. Retardation of proton transfer caused by binding of the transition metal ion to the bacterial reaction center is due to pKa shifts of key protonatable residues. Biochemistry. 40, (6), 1850-1860 (2001).
  14. Klishin, S. S., Junge, W., Mulkidjanian, A. Y. Flash-induced turnover of the cytochrome bc1 complex in chromatophores of Rhodobacter capsulatus: binding of Zn2+ decelerates likewise the oxidation of cytochrome b, the reduction of cytochrome c1 and the voltage generation. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1553, (3), 177-182 (2002).
  15. Link, T. A., von Jagow, G. Zinc ions inhibit the QP center of bovine heart mitochondrial bc1 complex by blocking a protonatable group. Journal of Biological Chemistry. 270, (42), 25001-25006 (1995).
  16. Block, H., Kubicek, J., Labahn, J., Roth, U., Schäfer, F. Production and comprehensive quality control of recombinant human Interleukin-1beta: a case study for a process development strategy. Protein Expression and Purification. 57, (2), 244-254 (2008).
  17. Kokhan, O., Shinkarev, V. P., Wraight, C. A. Binding of imidazole to the heme of cytochrome c1 and inhibition of the bc1 complex from Rhodobacter sphaeroides: II. Kinetics and mechanism of binding. Journal of Biological Chemistry. 285, (29), 22522-22531 (2010).
  18. Kokhan, O., Shinkarev, V. P., Wraight, C. A. Binding of imidazole to the heme of cytochrome c1 and inhibition of the bc1 complex from Rhodobacter sphaeroides: I. Equilibrium and modeling studies. Journal of Biological Chemistry. 285, (29), 22513-22521 (2010).
  19. Bornhorst, J. A., Falke, J. J. Purification of proteins using polyhistidine affinity tags. Methods in Enzymology. 326, 245-254 (2000).
  20. Kokhan, O., Marzolf, D. R. Detection and quantification of transition metal leaching in metal affinity chromatography with hydroxynaphthol blue. Analytical Biochemistry. 582, 113347 (2019).
  21. Doyle, C., Naser, D., Bauman, H., Rumfeldt, J., Meiering, E. Spectrophotometric method for simultaneous measurement of zinc and copper in metalloproteins using 4-(2-pyridylazo)resorcinol. Analytical Biochemistry. 579, 44-56 (2019).
  22. Furrer, J., Smith, G. S., Therrien, B. Inorganic Chemical Biology. Gasser, G. (2014).
  23. Hogeling, S. M., Cox, M. T., Bradshaw, R. M., Smith, D. P., Duckett, C. J. Quantification of proteins in whole blood, plasma and DBS, with element-labelled antibody detection by ICP-MS. Analytical Biochemistry. 575, 10-16 (2019).
  24. Yamasaki, S., Tsumura, A., Takaku, Y. Ultratrace Elements in Terrestrial Water as Determined by High-Resolution ICP-MS. Microchemical Journal. 49, (2), 305-318 (1994).
  25. Brittain, H. G. Complex Formation Between Hydroxy Naphthol Blue and First Row Transition Metal Cyanide Complexes. Analytical Letters. 10, (13), 1105-1113 (1977).
  26. Brittain, H. G. Binding of Transition Metal Ions by the Calcium Indicator Hydroxy Naphthol Blue. Analytical Letters. 11, (4), 355-362 (1978).
  27. Temel, N. K., Sertakan, K., Gürkan, R. Preconcentration and Determination of Trace Nickel and Cobalt in Milk-Based Samples by Ultrasound-Assisted Cloud Point Extraction Coupled with Flame Atomic Absorption Spectrometry. Biological Trace Element Research. 186, (2), 597-607 (2018).
  28. Ferreira, S. L. C., Santos, B. F., de Andrade, J. B., Costa, A. C. S. Spectrophotometric and derivative spectrophotometric determination of nickel with hydroxynaphthol blue. Microchimica Acta. 122, (1), 109-115 (1996).
  29. Denisov, I. G., Grinkova, Y. V., Lazarides, A. A., Sligar, S. G. Directed Self-Assembly of Monodisperse Phospholipid Bilayer Nanodiscs with Controlled Size. Journal of the American Chemical Society. 126, (11), 3477-3487 (2004).
  30. Grinkova, Y. V., Denisov, I. G., Sligar, S. G. Engineering extended membrane scaffold proteins for self-assembly of soluble nanoscale lipid bilayers. Protein Engineering, Design and Selection. 23, (11), 843-848 (2010).
  31. Bonta, M., Hegedus, B., Limbeck, A. Application of dried-droplets deposited on pre-cut filter paper disks for quantitative LA-ICP-MS imaging of biologically relevant minor and trace elements in tissue samples. Analytica Chimica Acta. 908, 54-62 (2016).
  32. Olmedo, P., et al. Validation of a method to quantify chromium, cadmium, manganese, nickel and lead in human whole blood, urine, saliva and hair samples by electrothermal atomic absorption spectrometry. Analytica Chimica Acta. 659, (1), 60-67 (2010).
  33. Shyamal, M., et al. Highly Selective Turn-On Fluorogenic Chemosensor for Robust Quantification of Zn(II) Based on Aggregation Induced Emission Enhancement Feature. ACS Sensors. 1, (6), 739-747 (2016).
  34. Kudo, H., Yamada, K., Watanabe, D., Suzuki, K., Citterio, D. Paper-Based Analytical Device for Zinc Ion Quantification in Water Samples with Power-Free Analyte Concentration. Micromachines. 8, (4), 127 (2017).
  35. Liu, R., Zhang, P., Li, H., Zhang, C. Lab-on-cloth integrated with gravity/capillary flow chemiluminescence (GCF-CL): towards simple, inexpensive, portable, flow system for measuring trivalent chromium in water. Sensors and Actuators B: Chemical. 236, (C), 35-43 (2016).

Comments

0 Comments


    Post a Question / Comment / Request

    You must be signed in to post a comment. Please or create an account.

    Usage Statistics