Name: Los cultivos neuronales de explantes de Xenopus laevis (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-10-15T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 5 s
Description: Aprende a cultivar explantes neuronales de Xenopus laevis para estudiar la dinámica de los conos de crecimiento mediante proteínas de fusión fluorescentes. Este método permite visualizar cambios en la localización proteica con microscopía de alta resolución.

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Los autores desean agradecer a Bob Freeman para la formación y el laboratorio de Kirschner para la utilización de las instalaciones de rana, y los miembros del laboratorio Van Vactor para el apoyo. Damos las gracias a la Nikon Imaging Center de la Harvard Medical School de asistencia con microscopía de luz para las imágenes de la figura 1. Este trabajo fue financiado por el texto siguiente: NRSA NIH NIH K99 comunión y compañerismo con LAL, Ciencias Básicas Asociación financiación ( <a href="https://bsp.med.harvard.edu/" target="_blank">https://bsp.med.harvard.edu/</a> ) a AEF, y NIH RO1 NS035909 para DVV

Nota: Se describen los pasos en las dos primeras secciones sólo en pocas palabras, como los protocolos excelentes con información detallada de haber sido publicada antes que se centran más concretamente en los siguientes pasos (por ejemplo, 8-12). Además, el protocolo general de colaboración con las neuronas espinales en Xenopus cultivo de células en vivo ha sido publicado previamente en un artículo de métodos detallados 8. Le recomendamos revisar ese artículo como complemento de este video, aunque aquí no proporcionan suficiente información para llevar a cabo con éxito y solucionar problemas de la disección del tubo neural y el protocolo de siembra en el paso 3. 1. Fertilización In Vitro de Xenopus huevos <ol><li> Obtener huevos de ranas hembra que fueron inyectados con gonadotropina coriónica (400 unidades / rana) 12-18 horas antes de la recolección de huevos. Recoger los huevos en 1X solución de Marc Ringer modificado (MMR) (0,1 M NaCl, 2,0 mM KCl, 1,0 mM MgSO 4, 2,0 mM CaCl 2, 5,0 mM de HEPES, pH 7,4 9). </li><li> Fertilizar los óvulos in vitro con testículos picada, como se describe anteriormente 9. </li><li> Después de al menos 20 min, eliminar embrión capa gelatinosa por incubación de embriones en 2% de cisteína en 1X MMR (se llevó a pH 7,8 con NaOH) durante 3-5 min. Lavar con 0,1 X MMR (o 0,1 X. MBS (Modificado salina de Barth, receta 1X: 88 mM NaCl, 1 mM de KCl, 0,7 mM CaCl 2, 1 mM MgSO 4, 2,5 mM NaHCO 3, 5 mM de HEPES, pH 7,8)) 3 embriones -5 horas y mantienen a temperatura ambiente hasta que las inyecciones, o si se desea, los embriones lugar a 14-18 ° C para retardar el desarrollo. </li></ol> 2. La microinyección de ARN Nota: mientras que nosotros utilizamos inyección de ARN aquí, estas técnicas no se limitan al ARN, y ADN, las proteínas o ácidos nucleicos modificados para la manipulación de genes también se pueden usar y se han descrito previamente 12. <ol><li> Antes del experimento, los ARN de etiquetado de las estructuras del citoesqueleto u otro are transcribe a partir de moldes de ADN linealizados utilizando el kit mMessage mMachine (Ambion). mRNAs requiere un 5 &#39;tapa y un 3&#39; cola de poliadenilación para promover la traducción y prevenir la degradación en los embriones. pCS2 + es un vector comúnmente usado para este propósito, y el kit de transcripción incluye un análogo de la tapa durante la reacción de síntesis. Se volvieron a suspender ARNm transcrito en nucleasa libre de ddH 2 0, a una concentración de valores entre 500 y 2.000 ng / l, seguido de almacenamiento del sistema a -80 ° C. Antes de la inyección, diluir ARN en ddH 2 0 a la concentración apropiada para inyección. Como sólo un pequeño volumen se inyectan en embriones, resuspendiendo en tampón no es necesario. Nuestra concentración final de inyección es típicamente 50-200 pg / nl, dependiendo de la construcción, y nosotros generalmente se inyecte hasta 4 nl por embrión, aunque muchos laboratorios tradicionalmente inyectar hasta 10 nl, es decir, aproximadamente 1% del volumen total de un embrión. ARN puede ser tóxico en altas dosis, y la dosis por géneros embrionesLLY varía de 10 pg a 1 ng, aunque hasta 5 ng puede ser tolerada en función del gen particular y pureza. Sin embargo, para la localización de imágenes de proteínas, el nivel más bajo posible se debe inyectar para evitar la sobre-expresión de artefactos. ARN para EB1-GFP en este protocolo se utiliza en cantidad final de 250 pg por embrión. </li><li> Preparar agujas de inyección tirando capilar con un extractor de aguja 9, a un diámetro de la punta de ~ 0,2 micras. Con una Sutter P-87 extractor, utilizamos los siguientes parámetros: calor 644, 125 tracción, velocidad 70, hora 250, pero estos parámetros varían dependiendo de la máquina y debe ser reajustado después de cambiar el filamento (que usamos actualmente de 2,5 mm filamento caja cuadrada que es de 2,5 mm de ancho). Bajo el microscopio, romper punta de la aguja con una pinza en ángulo para generar una forma de pluma-como. Hay otros métodos para romper el llenado y agujas de inyección (por ejemplo 11,12), pero llenar la aguja con el ARN mediante la colocación de una gota pequeña (0,5 - 1 l) a la parte final de laaguja. Para la microinyección en embriones, hay un número de sistemas de inyección disponibles comercialmente, dos de las más comunes son el Pico-inyector (Medical Systems), y la Nanoject (Drummond Scientific) (ver 11 para más información). Usamos el Medical Systems PLI-100 Pico-inyector, que utiliza gas comprimido durante un período determinado de tiempo digitalmente con el fin de entregar volúmenes consistentes nanolitros. Volumen de inyección debe ser calibrado para cada micropipeta nueva usando un micrómetro, y el tiempo de inyección debe ser ajustada para alcanzar la cantidad deseada de ARN inyectado. </li><li> Place embriones fertilizados en la 1 - a etapa 4-células en un plato de plástico que contiene 5% de Ficoll en 0,1 X MMR. Sosteniendo el embrión en su lugar con pinzas, o colocar en una plataforma de soporte (una malla de plástico, con una rejilla de 1 mm ~, adherida a la parte inferior del plato con plastilina o cera dental), inyectar volumen deseado en blastómeros animales (ver paso 2,1 para más detalles sobre el volumen de inyección). Distribuir en varios locciones de todo embrión, al menos una inyección en cada uno de los blastómeros animales, para obtener una distribución más uniforme (por ejemplo, para un embrión en la fase 4-células, que normalmente inyectan 1-2 veces en cada blastómero, mientras que en una etapa de 2-células embrión, inyectamos 2-4 veces en cada uno de blastómeros). Una ventaja de esperar hasta la etapa de célula 2-4 es que se asegure de que el embrión haya comenzado a escindir normalmente. Sin embargo, si el tiempo es la esencia, se puede iniciar en la etapa 1-célula, con poca diferencia en el resultado final no sea más embriones que necesitan ser inyectados. Mayores embriones en la etapa se puede utilizar también, y esto es particularmente útil si los tipos específicos de células son objeto de inyección, pero como generalmente prefieren la expresión más amplia, se inyecta en los embriones más jóvenes para reducir la necesidad de inyecciones más numerosos. </li><li> Transferencia de embriones inyectados a un plato de plástico con MMR 0,1 X y les permiten desarrollar hasta la etapa 20-23 13. Incubar los embriones a los 14 a 22 ° C, dependiendo de SPE deseadaed de desarrollo. (Para la disección de los tubos neurales al día siguiente, utilice ~ 22 ° C. Para el día siguiente, utilice ~ 14 ° C) </li></ol> 3. Disección del tubo neural y Revestimiento <ol><li> Antes de realizar las disecciones, preparar las 14 placas de cultivo. En primer lugar, los cubreobjetos capa con suficiente solución de 200 mg / ml de poli-lisina en PBS para piscina sobre la superficie del cubreobjetos, de cualquiera de Mattek o Lab-Tek placas de cultivo, y se incuba durante una hora (alternativamente, se podría usar cubreobjetos de vidrio que se sientan suelta en una placa de Petri, para posterior colocación en portaobjetos de vidrio para la formación de imágenes y la inmunocitoquímica). Aspirar y lavar con un exceso de PBS 3 veces, y dejar secar. Entonces platos capa con 10 ug / ml de laminina en PBS (que suelen utilizar 500 l por cubreobjetos, suficiente para piscina sobre la superficie) durante una hora a 37 grados. Aspirar solución de laminina y lavar 3 veces con un exceso de PBS, teniendo cuidado de no dejar que las superficies recubiertas de laminina se exponen a la interfaz de aire. Sustitucie PBS con medios de cultivo (50% de Ringer, 49% 15 L-media, 1% de suero bovino fetal, más 50 g / ml de penicilina / estreptomicina y gentamicina, pH 7,4 y se esterilizó filtro). (Media de Ringer, 115 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 2 mM CaCl 2, 10 mM de HEPES, pH 7,4, 0,5 mM EDTA). Mientras que nuestro protocolo utiliza este medio, cabe señalar que se trata de un medio enriquecido común para cultivos más viejos ganglionares de la retina de Xenopus, donde las neuronas han reducido de energía reservados. Jóvenes culturas de la médula espinal va a sobrevivir y crecer durante más de 24 horas en los medios de comunicación Timbres puros, sin factores de crecimiento adicionales, y esto es de hecho una de las ventajas de utilizar este sistema. Opcional: añadir NT3 y el BDNF (a concentraciones finales de 25 ng / l cada uno) a los medios de cultivo para aumentar axón. </li><li> Debido a la variabilidad en la expresión de ARNm inyectado, los embriones pueden exhibir un mosaico de fluorescencia. Antes de realizar disecciones, embriones de pantalla para la presencia de fluorescencia, para identificar aquellos embriones que expulse la proteína de fusión de fluorescencia en el tubo neural. Colocar los embriones en la fase de 20-23 fluorescentes en un plato de plástico de agarosa recubierta lleno de medios de Steinberg (58 mM NaCl, 0,67 mM KCl, 0,44 mM Ca (NO 3) 2, 1,3 mM MgSO 4, 4,6 mM de Tris, pH 7,8 a continuación tratado en autoclave) 5. Para hacer el plato de agarosa recubiertas, cubrir el fondo del plato con plástico derretida 1% de agarosa en 0,1 X MMR y endurecer let. Esto proporciona una superficie suave para que no se produce daño a las pinzas finas y agujas de tungsteno utilizados durante las etapas posteriores de disección. La disección de los embriones más allá de la etapa 23 es posible, pero es más difícil ya que los tejidos se adhieren más estrechamente entre sí y por lo tanto requieren un tratamiento más largo con colagenasa. </li><li> Bajo un microscopio de disección, retirar la membrana vitelina con unas pinzas finas, y luego aislar toda la parte dorsal del embrión, haciendo una serie de incisiones. Mientras que un fórceps mantener el embrión en su lugar, utilizar la segunda para hacer una incisión en ellado del embrión para exponer el interior hueco. A continuación, utilice ambas pinzas para apretar a lo largo del tejido entre las mitades dorsal y ventral del embrión, cortando así el embrión en un medio para aislar la porción dorsal que contiene el tubo neural. </li><li> Coloque el explante dorsal en un tubo Eppendorf con 2 mg / ml de colagenasa en los medios de Steinberg durante 15-20 min en un agitador rotatorio, para aflojar los tejidos y, a continuación explante pipeta dorsal en un plástico recubierto con agarosa plato con solución fresca de Steinberg. Alternativamente, el explante se puede colocar en una placa de Petri que contiene la solución de colagenasa durante 15 min, donde la disección completa a continuación, podría llevarse a cabo. </li><li> El uso de un par de fórceps, suavemente diseccionar el tubo neural a partir de la epidermis dorsal y ventral de la notocorda. Deslice la punta de las pinzas entre la epidermis y el tejido subyacente y tire lentamente la epidermis, revelando el tubo neural debajo. A continuación, utilizar una pinza para sujetar el tejido y otro para deslizar la punta entre latubo neural y la notocorda. Por último, utilizar fórceps para extraer los somitas a cada lado del tubo. </li><li> Transferir el tubo neural a un plato de agarosa recubierta llena con medios de cultivo, tal como se describe en el paso 3,1. </li><li> Después de la recogida de varios tubos neurales, las corte en numerosas piezas (aproximadamente 20, si todo el tubo está aislado) utilizando agujas de tungsteno afiladas o fórceps, y después las piezas de la placa en placas de cultivo lleno de medio (preparado en el paso 3,1), extendiéndose los explantes uniformemente en filas. </li><li> Después de la siembra, no te muevas los platos porque esto perturbaría las células de fijación. Incubar los explantes bañados del tubo neural en torno a 20-22 º C. Por lo general dejan la placa de células en el banquillo a temperatura ambiente durante la noche. Uno de los beneficios de Xenopus laevis neuronas es que una incubadora especial para el cultivo celular que regula los niveles de CO 2 o la temperatura no es necesario. Neuritas y conos de crecimiento pueden ser observadas y fotografiadas a temperatura ambiente 12-24 Horas después de la siembra, aunque excrecencia puede acelerarse con la adición de factores de crecimiento. En general, la expresión de un ARN o producto de plásmido tendrá como resultado la expresión variable entre las células, y por lo tanto puede haber una gama de niveles de expresión de fluorescencia entre los conos de crecimiento. Hemos observado la expresión de ARN de proteínas fluorescentes para persisten más allá de 48 h después de la siembra, aunque esto depende de la construcción particular. </li></ol> 4. Los resultados representativos Después de seguir el protocolo, que se resume en la Figura 1A, sano, correctamente, disecados y se cultivaron explantes neuronales enviará numerosos axones o neuritas en todas direcciones sobre sustrato de laminina / poli-lisina sustrato, que se muestra en la Figura 1B. Los conos de crecimiento en las puntas de los axones pueden ser reflejados por cualquiera de óptica DIC, como se ve en la Figura 1C, a la dinámica de la imagen motilidad general, o alta resolución de la microscopía de fluorescencia para examinar la LOcalization de fluorescentemente etiquetado proteínas del citoesqueleto, por ejemplo, EB1-GFP se muestra en la Figura 1D. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4232/4232fig1.jpg" /> Figura 1. Resumen del protocolo experimental y los resultados esperados. A) Protocolo de diagrama de flujo. Ver película para detalles con respecto a la disección en el día 3. El tubo neural entera debe ser cortado en piezas de 20 del mismo tamaño y distribuyen de manera uniforme en hileras sobre el cubreobjetos. En esta caricatura, tijeras se representan para representar a cortar el tejido con unas pinzas finas. CG gonadotropina coriónica B) Imagen DIC de los axones o neuritas que crecen fuera de explante (explante en la esquina superior izquierda). C) Ampliación de imagen superior del cono de crecimiento en el extremo de un axón en crecimiento. D) Imagen de microscopía de fluorescencia de EB1-GFP en cono de crecimiento. Barra de nivel 10 micras. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4232/4232fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ampliar la cifra</a> .

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</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Xenopus laevis explantes neuronales enviar neuritas de una manera muy robusta por 24 hr después de la siembra en la laminina / poli-lisina sustrato, si las condiciones son apropiadas. Con este sustrato, los conos de crecimiento son muy móviles y pueden alcanzar longitudes de los axones de hasta 1 mm, que se extiende en todas las direcciones hacia el exterior a partir del explante, aunque longitudes típicas son 100 micras o más. Si neuritas no crecen hacia fuera, hay un número limitado de razones para que esto s...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre de Reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Gonadotropina Coriónica </td><td> Argent Chemical Laboratories </td><td> C-HCG-ON-10 </td></tr><tr><td> Cisteína </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 52-90-4 </td></tr><tr><td> mMessage mMachine kit </td><td> Ambion </td><td> AM1340 </td></tr><tr><td> Capilar Agujas Borosil 1,2 mm (diámetro exterior) x 0,9 mm (ID) </td><td> FHC </td><td> 30-31-0 </td></tr><tr><td> Ficoll </td><td> Sigma </td><td> F2637 </td></tr><tr><td> Dumont # 5 Biologie Inox Pinzas </td><td> Herramientas Artes Ciencias </td><td> 11252-20 </td></tr><tr><td> La colagenasa </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 9001-12-1 </td></tr><tr><td> Mattek platos </td><td> Mat Tek Corporation </td><td> P35G-1.5-14-C </td></tr><tr><td> L-15 </td><td> Invitrogen </td><td> 21083-027 </td></tr><tr><td> Poli-L-Lysinordeste </td><td> Sigma </td><td> P-1399 </td></tr><tr><td> La laminina </td><td> Sigma </td><td> L2020 </td></tr><tr><td> NT3 </td><td> Sigma </td><td> N1905 </td></tr><tr><td> BDNF </td><td> Sigma </td><td> B3795 </td></tr></tbody></table>

los cultivos neuronales de explantes de<em&gt; xenopus laevis</em

Neural Explant Cultures from Xenopus laevis

El complejo proceso de orientación axón está impulsado principalmente por el cono de crecimiento, que es la estructura dinámica móviles en la punta del axón en crecimiento. Durante axón resultado, el cono de crecimiento debe integrar múltiples fuentes de información de guía señal para modular su citoesqueleto con el fin de propulsar el cono de crecimiento hacia adelante y precisa navegar a encontrar sus objetivos específicos 1. Cómo esta integración se produce a nivel del citoesqueleto todavía está emergiendo, y el examen de proteína del citoesqueleto y la dinámica efectoras dentro del cono de crecimiento puede permitir la elucidación de estos mecanismos. Xenopus laevis conos de crecimiento son lo suficientemente grandes (10-30 micras de diámetro) para realizar alta resolución de imagen en directo de la dinámica del citoesqueleto (por ejemplo, 2-4) y son fáciles de aislar y manipular en un ambiente de laboratorio en comparación con otros vertebrados. La rana es un sistema modelo clásico de desarrollo de los estudios de neurobiología e importantes reflexiones tempranas en mic cono de crecimientodinámica rotubule se encontraron inicialmente utilizando este sistema de 5-7. En este método 8, se recogen los huevos y fertilizados in vitro, inyectados con ARN que codifica las proteínas de fusión etiquetadas fluorescentemente citoesqueleto o de otras construcciones para manipular la expresión génica, y luego se dejó desarrollar a la etapa del tubo neural. Tubos neurales están aislados por la disección y luego cultivadas son, y los conos de crecimiento de neuritas outgrowing fotografiado está. En este artículo, se describe cómo llevar a cabo este método, el objetivo de las cuales es para los conos de crecimiento de cultivo de Xenopus laevis para su posterior análisis de imágenes de alta resolución. Si bien damos el ejemplo de proteína de fusión + TIP EB1-GFP, este método se puede aplicar a cualquier número de proteínas para dilucidar sus comportamientos en el cono de crecimiento.

Cultivo de explantes neuronales de disección<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Embriones que expresan proteínas fluorescentes de fusión permite la obtención de imágenes de cono de crecimiento dinámica del citoesqueleto.

Los cultivos neuronales de explantes de<em&gt; Xenopus laevis</em

El complejo proceso de guía axonal es impulsado en gran medida por el cono de crecimiento, que es la estructura motriz dinámica situada en la punta del axón en crecimiento. Durante...

El objetivo de este procedimiento es cultivar conos de crecimiento de Xenopus laevis para su posterior análisis de imágenes de alta resolución. Esto se logra primero inyectando hormona en ranas hembra para estimular la producción de huevos. El segundo paso consiste en recolectar y fertilizar los huevos, y luego inyectarlos con ARNm u otras construcciones de interés.Al día siguiente, se diseccionan los embriones y se aíslan los tubos neurales, que se cortan y colocan sobre cubreobjetos. El paso final consiste en obtener imágenes de los axones en crecimiento y de los conos de crecimiento. En última instancia, se puede utilizar microscopía de fluorescencia de alta resolución para mostrar los cambios en la localización de proteínas en los conos de crecimiento a lo largo del tiempo.La demostración visual de este método es fundamental, ya que las disecciones del tubo neural pueden ser difíciles de aprender únicamente mediante la lectura de una sección de métodos sin observar directamente la técnica. Obtenga huevos de ranas hembras previamente inyectadas con 400 unidades de gonadotropina coriónica 12 a 14 horas antes. Recolecte los huevos en una solución de Ringer modificada marcada con una X.Luego, fertilice los X recolectados in vitro con testículos picados tal como se describió previamente, y agregue 0,1 XMMR después de al menos 20 minutos. Retire el medio e incube los embriones en 2 % de cisteína en un XMMR a pH 7,8 durante tres a cinco minutos para eliminar la capa de gelatina del embrión. A continuación, vierta los embriones en un vaso de precipitados.A continuación, lave los embriones con XMMR 0,1 X o salina modificada para baño 0,1 x de tres a cinco veces después del lavado final. Mantenga los embriones en XMMR 0,1 X a temperatura ambiente hasta la inyección, o si se desea. Coloque los embriones a 14-18 grados Celsius para ralentizar el desarrollo antes de la inyección.Diluya el ARN con caperuza previamente preparado a una concentración final de 50 a 200 picogramos por litro de agua destilada doblemente, y luego almacénelo en hielo hasta la microinyección. A continuación, prepare la aguja de inyección estirando una capilar de borosilicato utilizando un estirador de Suter o un instrumento similar. Luego, bajo un microscopio, use pinzas para romper la punta de la aguja en un ángulo para generar una forma similar a una pluma y rellene la aguja desde atrás con 0,5 a un microlitro de la solución de ARN diluida.Monte la aguja en el micromanipulador. Aquí se utiliza un inyector PLI 100 PICO del sistema médico. Ahora, coloque los embriones fertilizados en estadio de una a cuatro células en un recipiente de plástico que contenga 5%fol en 0.1 XMMR. Calibre el volumen de inyección para cada nueva micropipeta utilizando un micrómetro radial o de platina.Luego, configure el inyector pico para administrar la cantidad deseada de ARN para cada inyección. Aquí se utiliza un volumen de inyección de un nanolitro. Sujete los embriones con pinzas o, si se prefiere, colóquelos sobre una plataforma de sujeción e inyecte el volumen deseado en los blástulas animales.Distribuya las inyecciones en varios lugares a lo largo del embrión para obtener una distribución uniforme de ARN. Se realizan de una a dos inyecciones en cada blastómero para un embrión en estadio de cuatro células, mientras que se utilizan de dos a cuatro inyecciones para un embrión en estadio de dos células. Después de las inyecciones, transfiera los embriones inyectados a una placa de plástico que contenga MMR 0,1 X y déjelos desarrollar hasta el estadio 20 a 23.Dependiendo de la velocidad deseada de desarrollo, los embriones se incuban a una temperatura de 14 a 22 grados Celsius. Recubra placas de cultivo tratadas con PLL con laminina al 10 microgramos por mililitro en PBS y coloque las placas a 37 grados Celsius durante una hora. Una vez transcurrido el tiempo de incubación, lave las placas tres veces con PBS, teniendo cuidado de no dejar que la superficie recubierta con laminina se exponga al aire después del lavado final. Reemplace el PBS con medio de cultivo.Finalmente, prepare tres placas recubiertas con agros al recubrir el fondo de una placa de cultivo con 1 %aros en 0,1 XMMR y permitir que se endurezca. Una vez endurecida, llene una placa con medio de Steinberg; la variabilidad en la expresión del ARNm inyectado puede hacer que los embriones presenten un mosaico de fluorescencia antes de realizar las disecciones. Seleccione los embriones para detectar la presencia de fluorescencia e identifique aquellos embriones que expresan la proteína de fusión fluorescente en el tubo neural.Luego, transfiera los embriones fluorescentes en las etapas 20 a 23 a un recipiente de plástico recubierto con agros que contenga medio de Steinberg. Coloque el recipiente bajo un microscopio estereoscópico y use pinzas finas para retirar la membrana vitelina. A continuación, mientras una pinza sostiene el embrión en su lugar, use la segunda para hacer una incisión en el costado del embrión y exponer el interior hueco.A continuación, utilice ambos pares de pinzas para pellizcar el tejido entre las mitades dorsal y ventral del embrión, cortando así el embrión por la mitad y aislando la porción dorsal que contiene el tubo neural. Coloque el explante dorsal X en un tubo microcentrífugo que contenga colagenasa al dos miligramos por mililitro en medio de Steinberg y colóquelo en un rotador durante 15 a 20 minutos. Luego, transfiera el explante dorsal a una placa recubierta con agarosa llena con medio de Steinberg fresco.Mientras trabaja bajo el microscopio, seccione el tubo neural del epitelio dorsal y del mesénquima ventral introduciendo la punta de la pinza entre el epitelio y el tejido subyacente, y retirando lentamente el epitelio. Luego, use una pinza para sostener el tejido y otra para eliminar el tejido que rodea el tubo neural. A continuación, transfiera el tubo neural diseccionado a una placa recubierta con agarosa llena con medio de cultivo fresco.Una vez que se han recolectado varios tubos neurales, afila agujas o pinzas de tungsteno para cortar cada tubo en aproximadamente 20 trozos. Luego, coloque los trozos en las placas de cultivo recubiertas con laminina, distribuyendo los fragmentos uniformemente en hileras. Después de sembrar los tubos neurales, no debe moverse las placas, ya que esto alteraría la adhesión de las células.Incubar el explante del tubo neural en placas a 20-22 grados Celsius. No se requiere un incubador de cultivo celular para el cultivo de neuronas XUS lavis 12 a 24 horas después de sembrar las neuronas; realice el imagenológico de las neuronas y los conos de crecimiento a temperatura ambiente. Tenga en cuenta que la expresión variable de ARN puede dar lugar a un rango de niveles de fluorescencia entre los conos de crecimiento.Esta imagen DIC muestra axones y neuritas creciendo desde el explante X en la esquina superior izquierda del campo de visión. La barra de escala en esta imagen y en las siguientes representa 10 micrones. Esta película con mayor aumento muestra el cono de crecimiento en el extremo de un axón en crecimiento.Finalmente, esta película de microscopía de fluorescencia muestra la expresión de EB1-GFP en un cono de crecimiento. Aunque aquí presentamos el ejemplo de imágenes de la proteína de fusión en el extremo positivo EB1-GFP, este método de explante neural puede aplicarse a una variedad de proteínas para elucidar sus comportamientos dentro del cono de crecimiento durante el crecimiento de los neuritos.

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