Summary
Il protocollo dimostra un metodo di dissezione semplice e facile, adatto per gli insetti femmina migratori di tipo selvatico catturati con trappole a proiettori. Questa tecnica può chiarire in modo significativo la stessa specie confrontando entrambi i tessuti riproduttivi, vale a dire il sacco di accoppiamento e lo sviluppo ovarico degli insetti femmina wild-type.
Abstract
Gli insetti nocivi migratori pongono serie sfide alla produzione e alla sicurezza alimentare in tutto il mondo. I parassiti migratori possono essere monitorati e catturati utilizzando trappole a proiettori. Una delle tecniche più importanti per la previsione dei parassiti migratori è l'identificazione delle specie migratorie. Tuttavia, nella maggior parte dei casi, è difficile ottenere le informazioni solo in apparenza. Pertanto, l'utilizzo delle conoscenze acquisite dall'analisi sistematica del sistema riproduttivo femminile può aiutare a comprendere la morfologia anatomica combinata del sacco di accoppiamento ovarico e il grado di sviluppo ovarico degli insetti migratori wild-type catturati con trappole a proiettori. Per dimostrare l'applicabilità di questo metodo, lo stato di sviluppo ovarico e gli stadi di sviluppo del chicco d'uovo sono stati valutati direttamente in Helicoverpa armigera, Mythimna separata, Spodoptera litura e Spodoptera exigua per l'anatomia ovarica, e le sacche di accoppiamento ovarico sono state studiate in Agrotis ipsilon, Spaelotis valida, Helicoverpa armigera, Athetis lepigone, Mythimna separata, Spodoptera litura, Mamestra brassicae e Spodoptera exigua, per esplorare le loro relazioni. Questo lavoro mostra il metodo di dissezione specifico per prevedere gli insetti migratori wild-type, confrontando il sistema riproduttivo unico di diversi insetti migratori. Quindi, entrambi i tessuti, vale a dire l'ovaio e le sacche di accoppiamento, sono stati ulteriormente studiati. Questo metodo aiuta a prevedere la dinamica e lo sviluppo strutturale dei sistemi riproduttivi negli insetti migratori femmine wild-type.
Introduction
La migrazione degli insetti gioca un ruolo fondamentale nelle dinamiche di popolazione della distribuzione globale degli insetti per insetti come Helicoverpa armigera - il verme del cotone, Mythimna separate - il verme dell'esercito orientale, Spodoptera litura - il bruco del taro, Spodoptera exigua - il verme della barbabietola, che sono stati segnalati come gravi parassiti in Cina 1,2,3,4. Le lunghe distanze di viaggio, gli spostamenti stagionali, l'elevata fecondità dei parassiti migratori e i fattori ecologici hanno portato grandi difficoltà nella previsione, nella previsione e nel controllo di questi parassiti5. Il monitoraggio della migrazione dei parassiti è necessario per rivelare l'adattabilità e i cambiamenti comportamentali che facilitano i parassiti migratori in base ai cambiamenti climatici o ai cicli6. Per sostenere la loro crescita, riproduzione e sopravvivenza, gli insetti hanno acquisito un'adattabilità sequenziale durante l'evoluzione; Questa serie di vita adattativa ha generato molti cambiamenti nel sistema riproduttivo, come la strategia migratoria che porta al controllo dello sviluppo ovarico nel lungo processo migratorio.
Lo sviluppo ovarico è comune nei parassiti migratori, il che influisce sulla crescita della loro popolazione7. Pertanto, lo sviluppo ovarico è stato un argomento caldo della ricerca sui parassiti migratori per molto tempo. Una serie di studi ha portato a diversi indicatori di sviluppo ovarico e strategie di classificazione. Fino ad ora, sono stati utilizzati diversi metodi per analizzare lo sviluppo delle ovaie, ad esempio Loxostege sticticalis - la falena dei prati - lo sviluppo delle ovaie che include la fase iniziale di piume, il primo periodo di deposizione delle uova, il periodo di deposizione delle uova e la fine dell'ovideposizione8. Alcuni ricercatori dividono i livelli ovarici in base allo sviluppo del colore del tuorlo nei parassiti migratori dei lepidotteri, come S. exigua - il verme della barbabietola, Pseudaletia unipuncta - il vero verme dell'esercito e Cnaphalocrocis medinalis - la cartella delle foglie di riso, ecc.9,10,11,12. In studi precedenti, i livelli di sviluppo ovarico per i parassiti, come il verme del cotone e il rullo fogliare di riso, sono stati divisi in cinque fasi: fase di deposizione del tuorlo, fase di maturazione del chicco d'uovo, attesa matura per la nascita, periodo di picco dell'ovogenesi e fase di fine deposizione delle uova13,14. Lo sviluppo ovarico della piralide del mais è stato suddiviso in sei fasi di sviluppo: fase di deposizione del tuorlo, maturazione delle uova, disposizione pre-uova, fase di picco della deposizione delle uova e fase di deposizione delle uova finali15.
Inoltre, gli insetti dello stesso genere hanno diversi stadi di sviluppo, come i livelli di sviluppo ovarico di Spodoptera frugiperda - il verme dell'esercito autunnale - rientra in quattro livelli: fase di deposizione del tuorlo, attesa matura per il parto, picco di ovi-positività e fase di fine deposizione delle uova16. D'altra parte, lo sviluppo ovarico in Spodoptera exigua - la falena della barbabietola - ha cinque livelli: trasparente, vitellogenesi, maturazione delle uova, rilascio delle uova e livelli di deposizione tardivadelle uova 17.
Gli studi precedenti possono classificare lo sviluppo da uno a più livelli di sviluppo ovarico solo utilizzando la maturità del colore del tuorlo, l'ovideposizione e lo sviluppo dell'uovo, ma la classificazione non può essere fatta in base all'anatomia del sistema riproduttivo. Lo sviluppo di un'ovaia in base all'anatomia della morfogenesi è un'area meno studiata. In questo caso, il metodo di dissezione è stato progettato per prevedere le femmine migratrici nella popolazione utilizzando due tipi di tessuto ovarico, per elaborare le loro dinamiche riproduttive sulla base della morfogenesi anatomica dello stadio di sviluppo ovarico e del sacco di accoppiamento, fornendo prove dirette per distinguere le femmine selvatiche migratorie.
Alcuni studi hanno scoperto che le specie migratorie di insetti Noctuidae sono state spesso catturate dai proiettori18. L'ovario della maggior parte delle specie migratorie di insetti Noctuidae è nelle prime fasi di sviluppo durante la fase iniziale della migrazione e il livello ovarico aumenta con il progresso migratorio. In questo studio, viene descritto il metodo di dissezione per i gradi di sviluppo ovarico, per studiare i due tessuti riproduttivi di diversi parassiti della popolazione femminile, catturati dalla luce di ricerca. Questo metodo non solo fa progredire la ricerca per comprendere le dinamiche migratorie, ma anche le strutture nella classificazione degli insetti, nello studio della fisiologia degli insetti, nella previsione dei parassiti e nella previsione delle specie di parassiti femminili.
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Protocol
NOTA: Prestare attenzione alle misure di sicurezza prima di intrappolare insetti migratori di tipo selvatico, si consiglia di indossare indumenti di sicurezza (guanti, magliette a maniche lunghe e occhiali). Inoltre, spegnere la trappola quando non è in uso per evitare altri rischi per la sicurezza e il surriscaldamento della luce. È importante seguire i protocolli di sicurezza prima della dissezione, come indossare guanti, occhiali e camice da laboratorio per prevenire l'esposizione a fluidi corporei e sostanze chimiche.
1. Cattura di insetti migratori
- Inizia questo protocollo intrappolando gli insetti usando la lampada del proiettore. In questo protocollo, la fonte dell'insetto di prova è il distretto di Jiyang, città di Jinan, provincia di Shandong, Cina (36.977088° N, 116.982747° E).
- Utilizzare il corpo principale della lampada del proiettore, che è realizzato in acciaio non arrugginito, la scatola, che è un corpo rettangolare, e la lampada frontale alogena di tipo GT75, con una potenza di 1000 W. Posizionare la lampada frontale al centro come fonte di luce.
- Posizionare un canale di raccolta degli insetti a forma di imbuto all'interno e nella parte inferiore della luce, posizionare una scatola per la raccolta degli insetti con un diametro di 5 cm, seguita da un sacchetto di rete raccoglitore di insetti da 60 ordini (0,5 m x 0,5 m), che viene utilizzato per raccogliere gli insetti intrappolati dalla luce. La proiezione nota della luce è di circa 500 m dal suolo.
- Questo protocollo pone l'accento sulle dinamiche migratorie delle femmine selvatiche e sullo sviluppo delle ovaie; quindi, raccogliere diverse specie di insetti (qui la raccolta è stata fatta da aprile ad agosto, durante il 2021 e il 2022). Evita di raccogliere insetti di piccole dimensioni e feriti, seleziona parassiti di grandi dimensioni di dimensioni simili per questo esperimento.
2. Preparazione degli insetti
- Trasferire tutti gli insetti raccolti dal sacchetto di rete (0,5 m) alla gabbia di rete (30 cm x 30 cm), quindi fornire una capsula di Petri contenente una soluzione sterilizzata di acqua di miele al 10% (l'alimentazione è facoltativa). Posizionare la gabbia a 27 ± 2 °C, 65% ± 12% di umidità relativa e mantenere al buio per 8-12 ore.
- Seleziona le femmine selvatiche che sono volate all'interno della gabbia lo stesso giorno, trasferiscile con cura nelle singole provette della fiala e chiudi ogni provetta con un coperchio di cotone. Evitare la manipolazione diretta, che potrebbe danneggiare o ferire il parassita a causa di una pressione eccessiva.
NOTA: Tutte le femmine selvatiche sono state catturate di notte e la dissezione è stata eseguita di giorno. Pertanto, ogni esperimento è stato eseguito nell'arco di un giorno.
3. Preparazione per il metodo di paralisi degli insetti (Figura 1)
- Posizionare il parassita femmina selezionato individualmente in un tubo della fiala di mosca al centro e anestetizzare la femmina usando il gas CO2 tenendo l'ago della pistola ad aria compressa per causare una lieve paralisi. Per confermare se il parassita è paralizzato o meno, spingilo delicatamente o toccalo usando una spazzola morbida. L'assenza di risposta a stimoli deboli e l'immobilità indicano una paralisi riuscita.
NOTA: La bassa temperatura (-20 °C) può essere utilizzata anche come tecnica alternativa per paralizzare gli insetti.
4. Dissezione di insetti
- Mettere la femmina appena paralizzata nella capsula di Petri da dissezione contenente etanolo assoluto (10 ml). Per evitare l'influenza dei peli di cocciniglie e della polvere delle ali durante la dissezione, infiltrare l'insetto vivo o paralizzato con alcol assoluto e risciacquare con acqua pulita.
- Separare le ali dorsali dalla giunzione del torace e del corpo dell'addome, utilizzando due paia di pinze.
- Trasferire l'addome in una nuova capsula di Petri monouso, contenente una quantità adeguata di acqua (2-5 mm di profondità), e staccare delicatamente l'esoscheletro addominale lungo la linea ventrale dorsale dalla bocca appuntita alla coda, utilizzando una pinza da dissezione. Ripeti gli stessi passaggi sull'altro lato, quindi mettilo in acqua pulita per disperdere i tessuti intatti.
- Staccare con cura i tessuti adiposi dell'epidermide usando le pinze, quindi tirare e rilasciare delicatamente le ovaie.
- Usa una pinza da dissezione per rimuovere delicatamente le particelle di grasso e altri organi intorno alle ovaie. Generalmente, le ovaie del parassita sono per lo più ripiegate verso l'interno su entrambi i lati dell'addome, cercano di operare in un ambiente liquido mentre si aprono le ovaie e lentamente staccano il sacco di accoppiamento dal centro e raccolgono le particelle di grasso attaccate alle tube ovariche.
- Afferrare delicatamente l'ovaio e il sacco di accoppiamento dall'estremità posteriore verticale e aprirlo con cautela verso il basso. Per evitare danni durante lo spiegamento, trasferire l'ovaio in una capsula di Petri nuova o pulita contenente acqua. Tenere la punta dell'ovaio e aprire l'ovaio verso l'interno; Eseguire con attenzione questo passaggio per evitare danni agli ovarioli.
5. Analisi dei dati per l'anatomia dei tessuti ovarici
- In questa fase valutare lo sviluppo delle uova per ogni insetto, seguendo il colore e le dimensioni delle uova, per giudicarne la maturità. Quindi, giudica il grado ovarico in base allo sviluppo dell'ovulo.
NOTA: La divisione dei vari livelli di sviluppo ovarico è principalmente suddivisa, prima della deposizione delle uova o dello sviluppo delle uova con il livello di precipitazione del tuorlo. Lo sviluppo del chicco d'uovo degli insetti è ulteriormente suddiviso in fasi per maggiore chiarezza, come la fase di comparsa del tuorlo, la fase di maturazione del tuorlo e la fase di morte del tuorlo. La maturità del chicco d'uovo dipende dalla pienezza, dal colore e dalle dimensioni dell'uovo per giudicarne la maturità. - Dopo la dissezione, assicurarsi di separare i tessuti delle sacche di accoppiamento femminili dalle ovaie intatte e osservare la morfologia per distinguere la specie perché l'anatomia della maggior parte delle sacche di accoppiamento varia da specie a specie. Pertanto, utilizzare le sacche di accoppiamento per distinguere tra le specie.
- In questa fase, valuta l'anatomia ovarica e analizza il grado di sviluppo ovarico. Dividi i tessuti ovarici in cinque gradi (dal grado 1 al grado 5).
- Cerca i seguenti cambiamenti e la struttura per organizzare il tessuto: il primo grado (1) è una fase iniziale dello sviluppo (trasparente lattiginoso), addome pieno, corpo molle, grasso soffice, colore chiaro, difficile da sbucciare. Il secondo grado (2) è la fase di deposizione del tuorlo e, se necessario, classificare le ovaie separatamente dopo aver osservato il canale ovarico più lungo e più spesso. Il terzo grado (3) ha meno corpi grassi e solo pochi granuli attaccati all'ovaio. Il quarto grado (4) appare meno elastico e facile da rompere, e alcuni ovuli possono essere presenti al centro della tuba uterina. Il quinto grado (5) è facile da identificare con corpi meno o nessun corpo, ovaie atrofiche e fragili.
- Cattura le immagini utilizzando una fotocamera digitale secondo le esigenze sperimentali.
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Representative Results
Sviluppo delle uova
Il protocollo di cui sopra è stato applicato per analizzare lo sviluppo degli ovuli nell'ovaio. A questo scopo, in primo luogo, le uova sono state classificate generalmente in quattro stadi per distinguere lo stadio iniziale e maturo dello sviluppo delle uova tra tutte le specie, ad esempio verme bollworm, verme dell'esercito, bruco del taro e falena della barbabietola. Qui è stato osservato lo stadio iniziale del piumaggio (stadio trasparente bianco latte). La figura 2A mostra che le ovaie non hanno ancora iniziato a svilupparsi, il dotto ovarico è filamentoso con una buona elasticità. Il chicco d'uovo formato non può essere visualizzato alla luce del giorno, a causa della delicatezza delle uova, e le macchie bianco latte possono essere viste con la trasmissione della luce allungando la tuba ovarica.
Lo sviluppo ovarico (fase di deposizione del tuorlo) contiene uova grandi, leggermente immature e di colore bianco latte, e le uova sono strettamente a contatto (Figura 2B). Nella Figura 2C si può osservare la maturità in attesa del parto (fase di maturazione), le uova sono a forma di perlina e completamente mature con colore giallo brillante. La Figura 2D mostra il periodo di estinzione del tuorlo (fase di deposizione delle uova), la fragilità di una tuba ovarica. La maggior parte dei chicchi d'uovo attivi viene rilasciata, solo pochi o nessun granello d'uovo e forse sono presenti uova inattive.
Confronto delle morfologie del sacco di accoppiamento
Un totale di otto specie femminili selvatiche sono state confrontate sulla base delle sacche di accoppiamento. Il conteggio di ogni specie di insetti era superiore a 100. La sacca di accoppiamento più rappresentativa è stata selezionata come esempio per la visualizzazione (Figura 3). La sacca di accoppiamento di Helicoverpa armigera era un'elica destra colonnare con un lume interno (Figura 3A). La sacca di accoppiamento di Mythimna separata era a forma di G/amo da pesca - a forma di bande marrone scuro all'interno (Figura 3B). Il sacco di accoppiamento di Agrotis ipsilon era lineare, con grandi spire e cisti esterne sul dorso (Figura 3C).
Spaelotis valida (Figura 3D) aveva un sacco di accoppiamento leggermente sottile e a forma di J dopo l'ingrandimento; Ha l'aspetto di una zampa ed è di colore leggermente brunastro. La specie di Spodoptera exigua mostra una sacca bianca traslucida a forma di manubrio con una cisti a bolle al centro e l'estremità distale è bianco latte (Figura 3E). Il sacco di accoppiamento di Spodoptera litura è rosso all'estremità della bocca e la parte superiore può essere osservata come trasparente bianco latte e la cavità cistica interna è debolmente visibile (Figura 3F). La sacca di accoppiamento di Pseudoptera lepigone è piccola arrotolata, con cisti esterne che sembrano un fiore chiuso, di colore bianco e marrone dall'alto verso il basso (Figura 3G), e Mamestra brassicae ha una doppia sacca a spirale con cisti esterne di colore olivastro (Figura 3H).
Classificazione dello sviluppo ovarico nelle femmine selvatiche migratorie
Nella classificazione dello sviluppo ovarico, sono stati valutati dal grado 1 al grado 5 in 4 specie femminili selvatiche, verme bollworm, verme dell'esercito, bruco del taro e falena della barbabietola. I risultati dell'analisi del grading ovarico di H. armigera (Figura 4) hanno mostrato che il dotto ovarico è trasparente ed elastico con ovociti visibili sottili di grado 1 (Figura 4A). Il dotto ovarico è trasparente, le uova sono di colore giallo tenero con involucri trasparenti di grado 2 (Figura 4B). Al grado 3 (Figura 4C), non erano presenti grandi corpi grassi, solo poche particelle di grasso erano attaccate al dotto ovarico. Il dotto ovarico è il più lungo e spesso vicino all'ovopositore, ha una netta divisione tra aree mature, aree di crescita e aree proto-uovo, il dotto ovarico è giallo e rosario pieno. I gradi 4 e 5 (Figura 4D,E) hanno mostrato grappoli e meno uova nelle ovaie con colore giallo pallido e verdastro.
Allo stesso modo, tutti e cinque i gradi di osservazione sono stati notati nel verme dell'esercito (M. separata), come mostrato nella Figura 5. Un corpo grasso è una consistenza flocculante composta da più particelle di grasso, soffice, di colore chiaro e bianco latte con delicati ovociti fini visibili (Figura 5A). Al grado 2, la struttura delle tube ovariche è gialla e piena di uova a forma di perlina (Figura 5B). Mentre i gradi 3 e 4 (Figura 5C,D) sono completamente maturi, il dotto ovarico è bianco e color crema e il chicco d'uovo è bianco con un involucro di ricciolo trasparente all'esterno, le uova sono piene ma affollate. Il grado 5 mostra (Figura 5E) un declino della colorazione dal giallo al marrone scuro; Enfatizza lo stadio finale dell'ovaio sviluppato.
Anche il bruco del taro (S. litura) e la falena della barbabietola (S. exigua) sono stati osservati utilizzando gli stessi livelli di classificazione ovarica mostrati nella Figura 6 e nella Figura 7. Le ovaie di grado 1 e 2 (Figura 6A,B) del bruco del taro erano sottili e di colore rosato rispetto alle ovaie della falena della barbabietola (Figura 7A,B), che sono bianche, corte, soffici e larghe. Entrambe le ovaie hanno gradi simili di morfogenesi del dotto ovarico, con ovociti visibili, trasparenti, elastici e sottili. I risultati dei gradi 3 e 4 di entrambe le specie mostrano che le ovaie sono allo stesso stadio di sviluppo, sono di colore giallo scuro con uova piene (Figura 6C,D). D'altra parte, lo stesso cambiamento di colore può essere visualizzato dall'azzurro al verdastro chiaro (Figura 7C,D); Questo cambiamento di colore indica la fase matura dello sviluppo dell'ovaio. L'ovideposizione tardiva è stata valutata con grappoli di uova brunastre e pochi nell'ovidotto (Figura 6E). La Figura 7E mostra un ovario con un ovidotto sottile e grappoli di uova soffici che raffigurano lo sviluppo ovarico di grado 5 per le uova, con le ovaie che diventano gradualmente più grandi e di colore più scuro, di colore biancastro-bluastro.
Figura 1: Strumenti utilizzati per la sperimentazione. Gli strumenti di base necessari per la dissezione delle ovaie e della sacca di accoppiamento dagli insetti migratori. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Fasi di sviluppo dell'ovulo. Fasi di sviluppo delle uova negli insetti migratori di tipo selvatico (verme dell'esercito, verme dell'esercito, bruco del taro e falena della barbabietola), (A) stadio trasparente bianco latte, (B) stadio di deposizione del tuorlo, (C) stadio maturo e (D) fase di fine deposizione delle uova o periodo di estinzione del tuorlo. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Sacche di accoppiamento di diversi insetti. (A) Sacco di accoppiamento di Helicoverpa armigera; (B) Sacca di accoppiamento di Mythimna separata; (C) Sacco di accoppiamento di Agrotis ipsilon; (D) Sacco di accoppiamento di Spaelotis valida; (E) Sacco di accoppiamento di Spodoptera exigua; (F) Sacco di accoppiamento di Spodoptera litura; (G) Sacco di accoppiamento di Athetis lepigone; (H) Sacco di accoppiamento di Mamestra brassicae. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 4: Classificazione dello sviluppo ovarico di Helicoverpa armigera. (A) Grado 1 (periodo trasparente lattiginoso); (B) Il grado 2 rappresenta il periodo di sviluppo ovarico (periodo di deposizione del tuorlo); (C) Il grado 3 mostra il periodo maturo; (D) Il grado 4 indica il grado di deposizione delle uova; e (E) Il grado 5 rappresenta l'ovideposizione tardiva. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: Classificazione dello sviluppo ovarico di Mythimna separata. (A) Grado 1 (periodo trasparente lattiginoso); (B) Il grado 2 rappresenta il periodo di sviluppo ovarico (periodo di deposizione del tuorlo); (C) Il grado 3 mostra il periodo maturo; (D) Il grado 4 indica il livello di deposizione delle uova; (E) Il grado 5 rappresenta l'ovideposizione tardiva. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 6: Classificazione dello sviluppo ovarico di Spodoptera litura. (A) Grado 1 (periodo trasparente lattiginoso); (B) Il grado 2 rappresenta il periodo di sviluppo ovarico (periodo di deposizione del tuorlo); (C) Il grado 3 mostra il periodo maturo; (D) Il grado 4 indica il livello di deposizione delle uova; (E) Il grado 5 rappresenta l'ovideposizione tardiva. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 7: Classificazione dello sviluppo ovarico di Spodoptera exigua. (A) Grado 1 (periodo trasparente lattiginoso); (B) Il grado 2 rappresenta il periodo di sviluppo ovarico (periodo di deposizione del tuorlo); (C) Il grado 3 mostra il periodo maturo; (D) Il grado 4 indica il livello di deposizione delle uova; (E) Il grado 5 rappresenta l'ovideposizione tardiva. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
I metodi di analisi ovarica sono utilizzati abitualmente nella protezione delle piante, per chiarire il movimento del volo e della popolazione degli insetti per la previsione 19,20,21 e per elaborare le variazioni fisiologiche negli insetti. È stato notato che la migrazione unica e la rapida capacità di dispersione dei parassiti agricoli comuni, come il verme dell'esercito, il bruco del taro e la falena della barbabietola, rendono difficile la previsione da altre regioni. Alcuni studi hanno considerato l'Athetis lepigone come parassita migratore22,23, ma le dinamiche migratorie e la previsione di questo parassita sono elusive. Recentemente, è stato introdotto un altro metodo di intrappolamento della luce in cui sono state utilizzate lampade di proiettori da 1000 W per il monitoraggio dei parassiti migratori18,24, che ha un buon effetto applicativo sul monitoraggio dei parassiti migratori. Si ipotizza inoltre che i metodi di cattura della luce non siano sufficienti per distinguere gli insetti migratori. In questo studio, durante il picco migratorio, il numero di individui adulti catturati dalle trappole a proiettorio erano principalmente parassiti migratori, mentre il numero di individui regionali era trascurabile. Ciò evidenzia che il periodo di comparsa delle specie migratorie è abbastanza simile25. Per evitare l'individuo regionale, è importante considerare il periodo di picco migratorio per intrappolare l'abbondanza di individui migranti. Pertanto, l'identificazione degli insetti migratori con lampade a proiettorio e la classificazione delle ovaie sono entrambi aspetti fondamentali. Tuttavia, ci sono solo una manciata di metodi per identificare l'anatomia ovarica degli insetti migratori 13,26,27,28,29. Il metodo fattibile qui presentato è un lavoro innovativo che stabilisce l'uso di entrambi i tessuti ovarici, le sacche di accoppiamento e il grading ovarico, per distinguere i vari stadi di sviluppo e ha cercato di discutere le proprietà di morfogenesi dei tessuti ovarici in modo più dettagliato rispetto agli studi precedenti 11,21,30; in particolare per quanto riguarda le femmine selvatiche più pericolose, come H. armigera31, M. separata32 e S. litura33 che sono state catturate con lampade a proiettori.
La maggior parte degli studi precedenti ha classificato lo sviluppo ovarico utilizzando metodi distintivi per valutare l'identificazione degli insetti migratori. L'obiettivo di questi studi era la maturità del colore del tuorlo, l'ovideposizione, gli sviluppi alla nascita, la frequenza di accoppiamento, ecc.22,30,34,35. Il metodo utilizzato in questo studio ha introdotto un'evidenza comparativa bidirezionale, basata su due tessuti ovarici. Per il verme bollworm, il verme dell'esercito, il bruco del taro, la falena della barbabietola, Agrotis ipsilon, Spaelotis valida, Athetis lepigone e Mamestra brassicae, sono state studiate le sacche di accoppiamento. Gli stadi di sviluppo del chicco d'uovo sono stati valutati direttamente in Helicoverpa armigera, Mythimna separata, Spodoptera litura e Spodoptera exigua per l'anatomia ovarica. Secondo l'anatomia delle ovaie adulte femminili dell'insetto, lo sviluppo dell'uovo varia da specie a specie 16,17,36,37. Pertanto, è utile studiare le morfologie ovariche ad entrambi i livelli degli insetti migratori analizzando i gradi di sviluppo ovarico e le sacche di accoppiamento utilizzando questo metodo di dissezione.
In generale, la conservazione a lungo termine o impropria, come la fluttuazione dell'umidità, della temperatura e della fonte di cibo degli insetti intrappolati con le lampade a faro, può influire sul peso corporeo, sulla salute delle uova e sulle dimensioni delle ovaie 5,38,39,40,41,42. Ciò porta a difficoltà nella selezione e nella dissezione degli insetti nella fase successiva e porta a dati incompleti. Per ridurre al minimo questi errori, è necessaria una conservazione a breve termine e adeguata. Inoltre, dopo aver applicato il protocollo, sono state ulteriormente selezionate femmine di dimensioni simili. Questa selezione e raccolta di femmine consente di risparmiare tempo, con risultati rapidi e significativi nel presente studio. Questo metodo dimostra la dissezione di insetti migratori adulti di tipo selvatico dall'ambiente naturale e la sua classificazione ovarica. Per eseguire questo protocollo con risultati efficaci, è necessario considerare alcuni passaggi critici. Ad esempio, la selezione degli insetti dall'ambiente naturale è un passo cruciale per prevenire le ovaie vuote e gli ovuli sterili; L'insetto vivo con tessuti intatti è preferibile, evitando insetti morti, deboli, rotti o rimpiccioliti della cavità addominale.
Di conseguenza, la dissezione dei tessuti ovarici potrebbe essere stimata confrontando i gradienti ovarici come nel bollworm (H. armigera) classificazione ovarica (Figura 4), le uova maturano da oogoni bianco latte e trasparenti nelle ovaie al giallo scuro. La deposizione di uova sparse (Figura 5) si verifica nei vermi dell'esercito in cui le ovaie maturano da oogoni trasparenti bianco latte e appaiono bianco latte o giallo pallido. Il bruco del taro ha mostrato uno sviluppo obliquo da cellule di oogonia trasparenti bianco latte che erano rosa e tenere, e sono ulteriormente maturate con colorazione marrone o gialla (Figura 6). La continuazione di questo lavoro decide contemporaneamente l'anatomia ovarica in specie diverse. Questa pratica aiuterà nel campo della protezione delle piante a studiare il movimento degli insetti e può guidare la previsione dei parassiti.
Al momento, questo studio ha alcune limitazioni. L'applicazione di questo metodo dipende dall'analisi dettagliata dei chicchi d'uovo e delle proprietà di sviluppo ovarico. Una delle principali sfide future in corso è quella di far progredire e migliorare ulteriormente l'analisi sul campo per valutare le dinamiche migratorie dei parassiti femminili nell'ecosistema. Pertanto, è necessario combinare i dati sul campo per l'analisi statistica, perché la classificazione ovarica è influenzata da fattori ambientali come la quantificazione annuale degli insetti migratori, la temperatura, l'umidità, la direzione del vento del sito e il cibo, ecc. Si presumeva che tutte le specie avessero gli stessi livelli di classificazione ovarica e di capsula di accoppiamento. Tuttavia, deve essere verificato con specie relativamente simili poiché la disponibilità di insetti in natura varia e può comportare una mancanza di previsione. Pertanto, è ancora necessario verificare la dissezione di specie simili di femmine migratrici d'alta quota utilizzando due tessuti ovarici in futuro.
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Disclosures
Gli autori non hanno conflitti di interesse da dichiarare.
Acknowledgments
Questo studio è stato supportato dall'importante progetto di innovazione scientifica e tecnologica (2020CXGC010802).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Digital camera | Canon ( China ) co., LTD | EOS 800D | |
| Dropper | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | ||
| Ethanol absolute (99.7%) | Shanghai Hushi Laboratory Equipmentco., LTD | ||
| Forceps | Vetus Tools co., LTD | ST-14 | |
| GT75 type halogen headlamp (1000 W) | Shanghai Yadeng Industry co., LTD | ||
| Helicoverpa armigera, Mythimna separate, Spodoptera litura, Spodoptera exigua | Jiyang district, Jinan city, Shandong province, China | ||
| Measuring cylinder, beaker, flask | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | ||
| Net bag | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | 0.5 m | |
| Net cages | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | 30 cm x 30 cm | |
| Petri dishes | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | 60 mm diameter |
References
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