Summary
Le protocole démontre une méthode de dissection simple et facile, adaptée aux insectes femelles migrateurs de type sauvage capturés avec des pièges à projecteurs. Cette technique permet d’éclaircir de manière significative la même espèce en comparant les deux tissus reproducteurs, à savoir le sac d’accouplement et le développement ovarien d’insectes femelles de type sauvage.
Abstract
Les insectes migrateurs nuisibles posent de sérieux défis à la production alimentaire et à la sécurité dans le monde entier. Les ravageurs migrateurs peuvent être surveillés et capturés à l’aide de pièges à projecteurs. L’une des techniques les plus importantes pour la prévision des ravageurs migrateurs consiste à identifier les espèces migratrices. Cependant, dans la plupart des cas, il est difficile d’obtenir l’information simplement par l’apparence. Par conséquent, l’utilisation des connaissances acquises par l’analyse systématique de l’appareil reproducteur femelle peut aider à comprendre la morphologie anatomique combinée du sac d’accouplement ovarien et de la classification du développement ovarien des insectes migrateurs de type sauvage capturés avec des pièges à projecteurs. Pour démontrer l’applicabilité de cette méthode, l’état de développement ovarien et les stades de développement des grains d’œuf ont été directement évalués chez Helicoverpa armigera, Mythimna separata, Spodoptera litura et Spodoptera exigua pour l’anatomie ovarienne, et les sacs d’accouplement ovariens ont été étudiés chez Agrotis ipsilon, Spaelotis valida, Helicoverpa armigera, Athetis lepigone, Mythimna separata, Spodoptera litura, Mamestra brassicae et Spodoptera exigua, pour explorer leurs relations. Ce travail montre la méthode de dissection spécifique pour prédire les insectes migrateurs de type sauvage, en comparant le système reproducteur unique de différents insectes migrateurs. Ensuite, les deux tissus, à savoir l’ovaire et les sacs d’accouplement, ont été étudiés plus en détail. Cette méthode permet de prédire la dynamique et le développement structurel des systèmes reproducteurs chez les insectes migrateurs femelles de type sauvage.
Introduction
La migration des insectes joue un rôle essentiel dans la dynamique des populations de la distribution mondiale des insectes comme Helicoverpa armigera - le ver de la capsule du cotonnier, Mythimna separate - la chenille légionnaire orientale, Spodoptera litura - la chenille du taro, Spodoptera exigua - la chenille légionnaire de la betterave, qui ont été signalés comme des ravageurs graves en Chine 1,2,3,4 . Les longues distances parcourues, les déplacements saisonniers, la forte fécondité des ravageurs migrateurs et les facteurs écologiques ont rendu très difficiles la prévision, la prévision et la lutte contre ces ravageurs5. La surveillance de la migration des ravageurs est nécessaire pour révéler l’adaptabilité et les changements de comportement qui facilitent les ravageurs migrateurs en fonction des changements climatiques ou des cycles6. Pour soutenir leur croissance, leur reproduction et leur survie, les insectes ont acquis une adaptabilité séquentielle au cours de l’évolution ; Cette série de vie adaptative a généré de nombreux changements dans le système reproducteur, tels que la stratégie migratoire conduisant au contrôle du développement ovarien dans le long processus migratoire.
Le développement ovarien est fréquent chez les ravageurs migrateurs, ce qui affecte la croissance de leur population7. Par conséquent, le développement ovarien est un sujet brûlant de la recherche sur les ravageurs migrateurs depuis longtemps. Une série d’études a conduit à plusieurs indicateurs de développement ovarien et à des stratégies de classification. Jusqu’à présent, plusieurs méthodes ont été utilisées pour analyser le développement des ovaires, par exemple, Loxostege sticticalis - le développement de l’ovaire de la teigne des prés - qui comprend le stade initial de plumage, le début de la période de frai, la période de frai et la fin de la ponte8. Certains chercheurs divisent les niveaux ovariens sur la base du développement de la couleur du vitellus chez les lépidoptères migrateurs, tels que S. exigua - la chenille légionnaire de la betterave, Pseudaletia unipuncta - la vraie chenille légionnaire, et Cnaphalocrocis medinalis - la plieuse des feuilles de riz, etc.9,10,11,12. Dans des études antérieures, les niveaux de développement ovarien des ravageurs, tels que le ver de la capsule du coton et la tordeuse du riz, ont été divisés en cinq stades : le stade de ponte du vitellus, le stade de maturité du grain d’œuf, l’attente de naissance mature, la période d’ovogenèse maximale et le stade de frai final13,14. Le développement ovarien de la pyrale du maïs a été divisé en six stades de développement : le stade de ponte du vitellus, le stade de maturation des œufs, l’élimination des œufs avant les œufs, le stade de frai maximal et le stade de fraifinal 15.
De plus, les insectes d’un même genre ont différents stades de développement, tels que les niveaux de développement ovarien de Spodoptera frugiperda - la chenille légionnaire d’automne - se répartissent en quatre niveaux : le stade de ponte vitellin, l’attente mature de la livraison, le pic de ovi-positivité et le stade de frai final16. D’autre part, le développement ovarien chez Spodoptera exigua - la teigne de la betterave - comporte cinq niveaux : transparent, vitellogenèse, maturation des œufs, libération des œufs et ponte tardive17.
Les études antérieures ne peuvent classer le développement d’un seul à plusieurs niveaux de développement ovarien qu’en utilisant la maturité de la couleur du vitellus, de la ponte et du développement des œufs, mais la classification ne peut pas être effectuée sur la base de l’anatomie du système reproducteur. Le développement d’un ovaire basé sur l’anatomie de la morphogenèse est un domaine moins étudié. Ici, la méthode de dissection a été conçue pour prédire les femelles migratrices dans la population à l’aide de deux types de tissus ovariens, afin d’élaborer leur dynamique de reproduction en fonction de la morphogenèse anatomique du stade de développement ovarien et du sac nuptial, fournissant des preuves directes pour distinguer les femelles migratrices de type sauvage.
Certaines études ont montré que les espèces migratrices d’insectes Noctuidae étaient fréquemment capturées par les projecteurs18. L’ovaire de la plupart des espèces migratrices d’insectes Noctuidae est aux premiers stades de développement au cours de la phase initiale de migration et le niveau ovarien augmente avec les progrès migratoires. Dans cette étude, la méthode de dissection pour les grades de développement ovarien est décrite, afin d’étudier les deux tissus reproducteurs de différents ravageurs de la population femelle, capturés par la lumière de recherche. Cette méthode permet non seulement de faire progresser la recherche pour comprendre la dynamique migratoire, mais aussi de faciliter la classification des insectes, l’étude de la physiologie des insectes, la prédiction des ravageurs et la prévision des espèces de ravageurs femelles.
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Protocol
REMARQUE : Faites attention aux mesures de sécurité avant de piéger des insectes migrateurs de type sauvage, il est suggéré de porter un équipement de sécurité (gants, chemises à manches longues et lunettes de protection). Éteignez également le piège lorsqu’il n’est pas utilisé pour éviter d’autres risques pour la sécurité et la surchauffe de la lumière. Il est important de suivre les protocoles de sécurité avant la dissection, tels que le port de gants, de lunettes de protection et de blouse de laboratoire pour éviter l’exposition aux fluides corporels et aux produits chimiques.
1. Piégeage des insectes migrateurs
- Commencez ce protocole en piégeant les insectes à l’aide de la lampe de projecteur. Dans ce protocole, la source de l’insecte d’essai est le district de Jiyang, ville de Jinan, province du Shandong, Chine (36,977088° N, 116,982747° E).
- Utilisez le corps principal de la lampe de projecteur, qui est en acier non rouillé, le boîtier, qui est un corps rectangulaire, et le phare halogène de type GT75, d’une puissance de 1000 W. Placez la lampe frontale au milieu comme source de lumière.
- Placez un canal de collecte d’insectes en forme d’entonnoir à l’intérieur et au bas de la lumière, placez une boîte de collecte d’insectes d’un diamètre de 5 cm, suivie d’un sac de filet de collecte d’insectes de 60 ordres (0,5 m x 0,5 m), qui sert à collecter les insectes piégés par la lumière. La projection connue de la lumière est d’environ 500 m au-dessus du sol.
- Ce protocole met l’accent sur la dynamique migratoire des femelles de type sauvage et le développement des ovaires ; par conséquent, collecter différentes espèces d’insectes (ici la collecte s’est faite d’avril à août, de 2021 à 2022). Évitez de ramasser des insectes de petite taille et blessés, sélectionnez de gros parasites de taille similaire pour cette expérience.
2. Préparation des insectes
- Transférez tous les insectes collectés du sac en filet (0,5 m) à la cage en filet (30 cm x 30 cm), puis fournissez une boîte de Pétri contenant une solution stérilisée contenant 10 % d’eau de miel (l’alimentation est facultative). Placez la cage à 27 ± 2 °C, 65 % ± 12 % d’humidité relative et maintenez-la dans l’obscurité pendant 8 à 12 h.
- Sélectionnez les femelles de type sauvage qui ont volé à l’intérieur de la cage le même jour, transférez-les soigneusement dans les tubes individuels du flacon et fermez chaque tube avec un couvercle en coton. Évitez la manipulation directe, qui pourrait endommager ou blesser le ravageur en raison d’une pression excessive.
REMARQUE : Toutes les femelles de type sauvage ont été capturées la nuit et la dissection a été effectuée le jour. Ainsi, chaque expérience a été réalisée en une journée.
3. Préparation à la méthode de paralysie des insectes (Figure 1)
- Placez la femelle sélectionnée individuellement dans un tube de fiole à mouches au milieu et anesthésiez la femelle avec du gaz CO2 en tenant l’aiguille de la sarbacane pour provoquer une légère paralysie. Pour confirmer si le ravageur est paralysé ou non, poussez-le doucement ou touchez-le à l’aide d’une brosse douce. Aucune réponse aux stimuli mous et à l’immobilité n’indique une paralysie réussie.
REMARQUE : La basse température (-20 °C) peut également être utilisée comme technique alternative pour paralyser les insectes.
4. Dissection d’insectes
- Placer la femelle fraîchement paralysée dans la boîte de Pétri contenant de l’éthanol absolu (10 ml). Pour éviter l’influence des poils d’écailles et de la poudre d’ailes lors de la dissection, infiltrez l’insecte vivant ou paralysé avec de l’alcool absolu et rincez à l’eau claire.
- Séparez les ailes dorsales de la jonction du corps de la poitrine et de l’abdomen, à l’aide de deux paires de pinces.
- Transférez l’abdomen dans une nouvelle boîte de Pétri jetable, contenant une quantité appropriée d’eau (2 à 5 mm de profondeur), et décollez doucement l’exosquelette abdominal le long de la ligne dorsale ventrale, de la bouche pointue à la queue, à l’aide d’une pince à disséquer. Répétez les mêmes étapes de l’autre côté, puis mettez-le dans de l’eau propre pour disperser les tissus intacts.
- Décollez soigneusement les tissus adipeux de l’épiderme à l’aide d’une pince, puis tirez et relâchez doucement les ovaires.
- Utilisez une pince à dissection pour retirer délicatement les particules de graisse et d’autres organes autour des ovaires. Généralement, les ovaires du ravageur sont principalement repliés vers l’intérieur des deux côtés de l’abdomen, essaient d’opérer dans un environnement liquide tout en dépliant les ovaires, et décollent lentement le sac d’accouplement du milieu et choisissent les particules de graisse attachées aux trompes ovariennes.
- Tenez doucement l’ovaire et le sac d’accouplement à partir de l’extrémité postérieure verticale et dépliez-les soigneusement vers le bas. Pour éviter tout dommage lors du dépliage, transférez l’ovaire dans une boîte de Pétri neuve ou propre contenant de l’eau. Tenez l’extrémité de l’ovaire et dépliez l’ovaire vers l’intérieur ; Effectuez soigneusement cette étape pour éviter d’endommager les ovarioles.
5. Analyser les données pour l’anatomie des tissus ovariens
- À ce stade, évaluez le développement des œufs pour chaque insecte, en fonction de la couleur et de la taille des œufs, pour juger de sa maturité. Ensuite, jugez le grade ovarien en fonction du développement de l’ovule.
REMARQUE : La division des différents niveaux de développement ovarien est principalement divisée, soit avant la ponte, soit avant le développement des œufs avec le niveau de précipitation du vitellus. Le développement des grains d’œufs d’insectes est divisé en étapes pour plus de clarté, telles que le stade d’apparition du jaune, le stade de maturité du jaune et le stade de la mort du vitellus. La maturité du grain d’œuf dépend de la plénitude, de la couleur et de la taille de l’œuf pour juger de sa maturité. - Après la dissection, assurez-vous de séparer les tissus des sacs d’accouplement femelles des ovaires intacts et observez la morphologie pour distinguer l’espèce, car l’anatomie de la plupart des sacs d’accouplement varie d’une espèce à l’autre. Par conséquent, utilisez des sacs d’accouplement pour distinguer les espèces.
- À cette étape, évaluez l’anatomie ovarienne et analysez le classement du développement ovarien. Divisez les tissus ovariens en cinq grades (grade 1 à grade 5).
- Recherchez les changements et la structure suivants pour organiser les tissus : le premier grade (1) est un stade précoce de développement (transparent laiteux), abdomen plein, mou, corps gras moelleux, couleur claire, difficile à peler. Le deuxième grade (2) est l’étape de dépôt du vitellus et de classer les ovaires séparément si nécessaire après avoir observé le canal ovarien plus long et plus épais. Le troisième grade (3) a moins de corps adipeux et seulement quelques granules attachés à l’ovaire. La quatrième année (4) semble moins élastique et facile à casser, et certains œufs peuvent être présents au milieu de la trompe utérine. Le cinquième grade (5) est facile à identifier avec moins ou pas de corps adipeux, des ovaires atrophiques et fragiles.
- Capturez des images à l’aide d’un appareil photo numérique selon les besoins expérimentaux.
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Representative Results
Développement des oeufs
Le protocole ci-dessus a été appliqué pour analyser le développement des ovules dans l’ovaire. À cette fin, tout d’abord, les œufs ont été classés en quatre stades afin de distinguer les stades précoces et matures du développement des œufs parmi toutes les espèces, par exemple le ver de la capsule, la chenille légionnaire, la chenille du taro et la teigne de la betterave. Ici, le stade précoce du plumage (stade transparent blanc laiteux) a été observé. La figure 2A montre que les ovaires n’ont pas encore commencé à se développer, le canal ovarien est filamenteux avec une bonne élasticité. Le grain d’œuf formé ne peut pas être visualisé à la lumière du jour, en raison de la délicatesse des œufs, et des taches blanches laiteuses peuvent être vues avec la transmission de la lumière en étirant la trompe ovarienne.
Le développement ovarien (stade de ponte du vitellus) contient de gros œufs, légèrement immatures et de couleur blanc laiteux, et les œufs sont étroitement en contact (Figure 2B). Des œufs matures en attente d’accouchement (stade de maturation) peuvent être observés sur la figure 2C, les œufs sont en forme de perle et complètement mûrs avec une couleur jaune vif. La figure 2D montre la période d’extinction du vitellus (stade de frai final), la fragilité d’une trompe ovarienne. La plupart des grains d’œuf actifs sont libérés, seulement quelques grains d’œuf ou pas du tout, et peut-être des œufs inactifs sont présents.
Comparaison des morphologies des sacs d’accouplement
Au total, huit espèces de femelles de type sauvage ont été comparées sur la base de sacs d’accouplement. Chaque espèce d’insectes a été dénombrée à plus de 100. Le sac d’accouplement le plus représentatif a été choisi comme exemple d’exposition (figure 3). Le sac nuptial d’Helicoverpa armigera était une hélice droite colonnaire avec une lumière interne (figure 3A). Le sac d’accouplement de Mythimna separata était en forme de G et d’hameçon, avec des bandes brun foncé à l’intérieur (figure 3B). Le sac nuptial d’Agrotis ipsilon était linéaire, avec de grandes bobines et des kystes externes sur le dos (figure 3C).
Spaelotis valida (figure 3D) avait un sac d’accouplement légèrement mince et en forme de J après l’élargissement ; Il ressemble à une patte et est de couleur légèrement brunâtre. L’espèce Spodoptera exigua présente un sac blanc translucide en forme d’haltère avec un kyste à bulles au milieu, et l’extrémité distale est blanc laiteux (Figure 3E). Le sac d’accouplement de Spodoptera litura est rouge à l’extrémité de la bouche, et la partie supérieure peut être observée comme transparente blanc laiteux, et la cavité kystique interne est faiblement visible (Figure 3F). Le sac d’accouplement de Pseudoptera lepigone est petit enroulé, avec des kystes externes qui ressemblent à une fleur fermée, de couleur blanche et brune de haut en bas (figure 3G), et Mamestra brassicae a un sac à double enroulement avec des kystes externes de couleur olive (figure 3H).
Classement du développement ovarien chez les femelles migratrices de type sauvage
Dans le classement du développement ovarien, les grades 1 à 5 ont été évalués chez 4 espèces femelles de type sauvage, le ver de la capsule, la chenille légionnaire, la chenille du taro et la teigne de la betterave. Les résultats de l’analyse du classement ovarien du ver de la capsule (H. armigera) (Figure 4) ont montré que le canal ovarien est transparent et élastique avec des ovocytes visibles subtils de grade 1 (Figure 4A). Le canal ovarien est transparent, les ovules sont jaune tendre avec des enveloppes transparentes de grade 2 (Figure 4B). Au grade 3 (Figure 4C), aucun gros corps adipeux n’était présent, seules quelques particules de graisse étaient attachées au canal ovarien. Le canal ovarien est le plus long et le plus épais près de l’ovipositeur, a une division claire des zones matures, des zones de croissance et des zones proto-œufs, le canal ovarien est jaune et chapelet complet. Les grades 4 et 5 (Figure 4D,E) ont montré des grappes et moins d’œufs dans les ovaires de couleur jaune pâle et verdâtre.
De même, les cinq grades d’observations ont été observés chez la chenille légionnaire (M. separata), comme le montre la figure 5. Un corps adipeux est une texture floculante composée de multiples particules de graisse, duveteuse, de couleur claire et blanc laiteux avec de délicats ovocytes fins et visibles (Figure 5A). Au grade 2, la structure de la trompe ovarienne est jaune et pleine d’œufs en forme de perle (figure 5B). Alors que les grades 3 et 4 (figures 5C,D) sont complètement matures, que le canal ovarien est blanc et de couleur crème et que le grain de l’œuf est blanc avec une boucle transparente à l’extérieur, les œufs sont pleins mais encombrés. Le grade 5 montre (figure 5E) un déclin de la coloration du jaune au brun foncé ; Il met l’accent sur le stade final de l’ovaire développé.
La chenille du taro (S. litura) et la teigne de la betterave (S. exigua) ont également été observées en utilisant les mêmes niveaux de classification ovarienne que ceux indiqués à la figure 6 et à la figure 7. Les ovaires de grade 1 et 2 (figure 6A,B) de la chenille du taro étaient minces, élargis et de couleur rosâtre par rapport aux ovaires de la teigne de la betterave (figure 7A,B), qui sont blancs, courts, duveteux et larges. Les deux ovaires ont des degrés similaires de morphogenèse du canal ovarien, avec des ovocytes transparents, élastiques et visibles subtils. Les résultats des grades 3 et 4 des deux espèces montrent que les ovaires sont au même stade de développement, ils sont jaune foncé avec des œufs pleins (Figure 6C,D). D’autre part, le même changement de couleur peut être visualisé du bleu ciel au verdâtre clair (Figure 7C,D) ; Ce changement de couleur indique le stade mature du développement de l’ovaire. La ponte tardive a été évaluée avec des grappes brunâtres et peu d’œufs dans l’oviducte (figure 6E). La figure 7E montre un ovaire avec un oviducte mince et des grappes d’œufs duveteux qui illustrent le développement ovarien de grade 5 pour les œufs, avec des ovaires devenant progressivement plus gros et de couleur plus foncée, de couleur blanchâtre-bleuâtre.
Figure 1 : Outils utilisés pour l’expérimentation. Les outils de base nécessaires à la dissection des ovaires et du sac d’accouplement des insectes migrateurs. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Stades de développement de l’œuf. Stades de développement des œufs chez les insectes migrateurs de type sauvage (ver de la capsule, chenille légionnaire, chenille du taro et teigne de la betterave), (A) stade blanc laiteux transparent, (B) stade de ponte vitellin, (C) stade de maturité et (D) stade de frai final ou période d’extinction du vitellus. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Sacs d’accouplement de différents insectes. (A) Sac d’accouplement d’Helicoverpa armigera ; (B) Sac nuptial de Mythimna séparé ; (C) Sac nuptial d’Agrotis ipsilon ; (D) Sac nuptial de Spaelotis valida ; (E) Sac d’accouplement de Spodoptera exigua ; (F) Sac nuptial de Spodoptera litura ; (G) Sac nuptial d’Athetis lepigone ; (H) Sac d’accouplement de Mamestra brassicae. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Classement du développement ovarien d’Helicoverpa armigera. (Un) Grade 1 (période transparente laiteuse) ; (B) Le grade 2 représente la période de développement ovarien (période de dépôt du vitellus) ; (C) La 3e année montre une période de maturité ; (D) La catégorie 4 indique la catégorie de frai ; et (E) le grade 5 représente la ponte tardive. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Classement du développement ovarien de Mythimna separata. (A) Grade 1 (période transparente laiteuse) ; (B) Le grade 2 représente la période de développement ovarien (période de dépôt du vitellus) ; (C) La 3e année montre une période de maturité ; (D) La catégorie 4 indique le niveau de frai ; (E) Le grade 5 représente la ponte tardive. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Classement du développement ovarien de Spodoptera litura. (A) Grade 1 (période transparente laiteuse) ; (B) Le grade 2 représente la période de développement ovarien (période de dépôt du vitellus) ; (C) La 3e année montre une période de maturité ; (D) La catégorie 4 indique le niveau de frai ; (E) Le grade 5 représente la ponte tardive. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 7 : Classement du développement ovarien de Spodoptera exigua. (A) Grade 1 (période transparente laiteuse) ; (B) Le grade 2 représente la période de développement ovarien (période de dépôt du vitellus) ; (C) La 3e année montre une période de maturité ; (D) La catégorie 4 indique le niveau de frai ; (E) Le grade 5 représente la ponte tardive. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Les méthodes d’analyse ovarienne sont couramment utilisées dans la protection des plantes, pour élucider le mouvement du vol et de la population d’insectes afin de prévoir 19,20,21 et pour élaborer sur les variations physiologiques chez les insectes. Il a été remarqué que la migration unique et la capacité de dispersion rapide des ravageurs agricoles courants, tels que le ver de la capsule, la chenille légionnaire, la chenille du taro et la teigne de la betterave, rendent difficile la prévision à partir d’autres régions. Certaines études ont considéré Athetis lepigone comme un ravageur migrateur22,23, mais la dynamique de migration et la prédiction de ce ravageur sont insaisissables. Récemment, une autre méthode de piégeage de la lumière a été introduite où des lampes de projecteur de 1000 W ont été utilisées pour la surveillance des ravageurs migrateurs18,24, ce qui a un bon effet d’application sur la surveillance des ravageurs migrateurs. On suppose également que les méthodes de piégeage par la lumière ne sont pas suffisantes pour distinguer les insectes migrateurs. Dans cette étude, pendant le pic migratoire, le nombre d’individus adultes capturés par des pièges à projecteurs était principalement des ravageurs migrateurs, tandis que le nombre d’individus régionaux était négligeable. Cela met en évidence que la période d’émergence des espèces migratrices est assez similaire25. Pour éviter l’individu régional, il est important de tenir compte de la période de pointe migratoire pour piéger l’abondance des individus migrateurs. Par conséquent, l’identification des insectes migrateurs à l’aide de projecteurs et le classement des ovaires sont deux aspects fondamentaux. Cependant, il n’existe qu’une poignée de méthodes pour identifier l’anatomie ovarienne des insectes migrateurs 13,26,27,28,29. La méthode réalisable présentée ici est un travail novateur qui établit l’utilisation à la fois des tissus ovariens, des sacs d’accouplement et de la classification ovarienne, pour distinguer les différents stades de développement et a essayé de discuter des propriétés de morphogenèse des tissus ovariens plus en détail que les études précédentes 11,21,30 ; en particulier en ce qui concerne les ravageurs femelles sauvages les plus dangereux, tels que H. armigera31, M. separata32 et S. litura33 qui ont été capturés à l’aide de lampes de projecteur.
La plupart des études antérieures ont classé le développement ovarien à l’aide de méthodes distinctives pour évaluer l’identification des insectes migrateurs. L’objectif de ces études était la maturité de la couleur du vitellus, la ponte, le développement des naissances, la fréquence des accouplements, etc.22,30,34,35. La méthode utilisée dans cette étude a introduit des preuves comparatives bidirectionnelles, basées sur deux tissus ovariens. Pour le ver de la capsule, la chenille légionnaire, la chenille du taro, la teigne de la betterave, Agrotis ipsilon, Spaelotis valida, Athetis lepigone et Mamestra brassicae, les sacs d’accouplement ont été étudiés. Les stades de développement des grains d’œuf ont été directement évalués chez Helicoverpa armigera, Mythimna separata, Spodoptera litura et Spodoptera exigua pour l’anatomie de l’ovaire. Selon l’anatomie des ovaires femelles adultes de l’insecte, le développement de l’œuf varie d’une espèce à l’autre 16,17,36,37. Par conséquent, il est utile d’étudier les morphologies ovariennes aux deux niveaux des insectes migrateurs en analysant les grades de développement ovarien et les sacs d’accouplement en utilisant cette méthode de dissection.
En général, un entreposage à long terme ou inadéquat, comme les fluctuations de l’humidité, de la température et de la source de nourriture des insectes piégés à l’aide de lampes de projecteur, peut affecter le poids corporel, la santé des œufs et la taille des ovaires 5,38,39,40,41,42. Cela entraîne des difficultés dans le tri et la dissection des insectes à un stade ultérieur et conduit à des données incomplètes. Pour minimiser ces erreurs, un stockage à court terme et approprié est nécessaire. De plus, après l’application du protocole, des femelles de taille similaire ont été sélectionnées. Cette sélection et cette collecte de femelles permettent de gagner du temps, avec des résultats rapides et significatifs dans la présente étude. Cette méthode démontre la dissection d’insectes migrateurs adultes de type sauvage dans le milieu naturel et son classement ovarien. Pour effectuer ce protocole avec des résultats efficaces, certaines étapes critiques doivent être prises en compte. Par exemple, la sélection des insectes dans l’environnement naturel est une étape cruciale dans la prévention des ovaires vides et des ovules infertiles ; L’insecte vivant avec des organes de tissus intacts est préférable, en évitant les insectes morts, faibles, cassés ou rétrécis de la cavité abdominale.
En conséquence, la dissection des tissus ovariens a pu être estimée en comparant les gradients ovariens tels que dans le classement ovarien du ver de la capsule (H. armigera) (Figure 4), les œufs mûrissent du blanc laiteux et de l’oogonie transparente dans les ovaires au jaune foncé. La ponte éparse (figure 5) se produit chez les chenilles légionnaires où les ovaires arrivent à maturité à partir d’oogonies transparentes d’un blanc laiteux et apparaissent d’un blanc laiteux ou d’un jaune pâle. La chenille du taro a montré un développement oblique à partir de cellules d’oogonie transparentes blanc laiteux qui étaient roses et tendres, et qui ont ensuite mûri avec une coloration brune ou jaune (figure 6). La suite de ce travail décide de l’anatomie ovarienne chez différentes espèces en même temps. Cette pratique aidera dans le domaine de la protection des plantes à étudier le mouvement des insectes et peut guider la prévision des ravageurs.
À l’heure actuelle, cette étude présente certaines limites. L’application de cette méthode dépend de l’analyse détaillée des grains d’œuf et des propriétés de développement ovarien. L’un des principaux défis à relever à l’avenir est de faire progresser et d’améliorer l’analyse sur le terrain afin d’évaluer la dynamique migratoire des ravageurs femelles dans l’écosystème. Par conséquent, il est nécessaire de combiner les données de terrain pour l’analyse statistique, car le classement ovarien est affecté par des facteurs environnementaux tels que la quantification annuelle des insectes migrateurs, la température, l’humidité, la direction du vent du site et de la nourriture, etc. On a supposé que toutes les espèces auraient le même classement ovarien et les mêmes niveaux de capsules d’accouplement. Néanmoins, cela doit être vérifié avec des espèces relativement similaires, car la disponibilité des insectes dans la nature varie et peut entraîner un manque de prédiction. Ainsi, il est encore nécessaire de vérifier à l’avenir la dissection d’espèces similaires de femelles migratrices de haute altitude à l’aide de deux tissus ovariens.
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Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.
Acknowledgments
Cette étude a été soutenue par le grand projet d’innovation scientifique et technologique (2020CXGC010802).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Digital camera | Canon ( China ) co., LTD | EOS 800D | |
| Dropper | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | ||
| Ethanol absolute (99.7%) | Shanghai Hushi Laboratory Equipmentco., LTD | ||
| Forceps | Vetus Tools co., LTD | ST-14 | |
| GT75 type halogen headlamp (1000 W) | Shanghai Yadeng Industry co., LTD | ||
| Helicoverpa armigera, Mythimna separate, Spodoptera litura, Spodoptera exigua | Jiyang district, Jinan city, Shandong province, China | ||
| Measuring cylinder, beaker, flask | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | ||
| Net bag | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | 0.5 m | |
| Net cages | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | 30 cm x 30 cm | |
| Petri dishes | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | 60 mm diameter |
References
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