Summary
Das Protokoll demonstriert eine einfache und leichte Seziermethode, die für wandernde Wildtyp-Insekten geeignet ist, die mit Suchscheinwerferfallen gefangen wurden. Diese Technik kann die gleiche Art signifikant aufklären, indem beide Fortpflanzungsgewebe verglichen werden, nämlich die Paarungssack- und Eierstockentwicklung von Wildtyp-Weibchen.
Abstract
Wandernde Schadinsekten stellen weltweit eine ernsthafte Herausforderung für die Nahrungsmittelproduktion und -sicherheit dar. Die wandernden Schädlinge können mit Suchscheinwerferfallen überwacht und eingefangen werden. Eine der wichtigsten Techniken zur Vorhersage wandernder Schädlinge ist die Identifizierung der wandernden Arten. In den meisten Fällen ist es jedoch schwierig, die Informationen nur durch das Aussehen zu erhalten. Daher kann die Nutzung von Wissen, das durch systematische Analyse des weiblichen Fortpflanzungssystems gewonnen wurde, dazu beitragen, die kombinierte anatomische Morphologie des Eierstock-Paarungssacks und die Abstufung der Eierstockentwicklung von Wildtyp-Wanderinsekten zu verstehen, die mit Suchscheinwerferfallen gefangen wurden. Um die Anwendbarkeit dieser Methode zu demonstrieren, wurden der Entwicklungsstatus der Eierstöcke und die Entwicklungsstadien der Eikörner in Helicoverpa armigera, Mythimna separata, Spodoptera litura und Spodoptera exigua direkt für die Anatomie der Eierstöcke untersucht, und die Paarungssäcke der Eierstöcke wurden in Agrotis ipsilon, Spaelotis valida, Helicoverpa armigera, Athetis lepigone, Mythimna separata, Spodoptera litura, Mamestra brassicae und Spodoptera exigua untersucht, um ihre Beziehungen zu erforschen. Diese Arbeit zeigt die spezifische Dissektionsmethode zur Vorhersage von Wildtyp-Wanderinsekten und vergleicht das einzigartige Fortpflanzungssystem verschiedener wandernder Insekten. Dann wurden beide Gewebe, nämlich der Eierstock und die Paarungssäcke, weiter untersucht. Diese Methode hilft dabei, die Dynamik und die strukturelle Entwicklung von Fortpflanzungssystemen bei Wildtyp-Wanderinsekten vorherzusagen.
Introduction
Die Migration von Insekten spielt eine wichtige Rolle in der Populationsdynamik der globalen Verbreitung von Insekten wie Helicoverpa armigera - dem Baumwollkapselwurm, Mythimna separate - dem orientalischen Heerwurm, Spodoptera litura - der Taro-Raupe, Spodoptera exigua - dem Rüben-Heerwurm, die in China als ernsthafte Schädlinge gemeldet wurden 1,2,3,4. Die langen Reisedistanzen, die saisonalen Bewegungen, die hohe Fruchtbarkeit der wandernden Schädlinge und die ökologischen Faktoren haben große Schwierigkeiten bei der Vorhersage, Vorhersage und Bekämpfung dieser Schädlinge mit sich gebracht5. Die Überwachung der Schädlingswanderung ist erforderlich, um die Anpassungsfähigkeit und Verhaltensänderungen aufzudecken, die wandernde Schädlinge entsprechend den Klimaveränderungen oder -zyklen begünstigen6. Um ihr Wachstum, ihre Fortpflanzung und ihr Überleben aufrechtzuerhalten, haben Insekten im Laufe der Evolution eine sequentielle Anpassungsfähigkeit erworben. Diese Reihe adaptiven Lebens hat viele Veränderungen im Fortpflanzungssystem hervorgerufen, wie z.B. die Migrationsstrategie, die zur Kontrolle der Entwicklung der Eierstöcke während des langen Migrationsprozesses führt.
Die Entwicklung der Eierstöcke ist bei wandernden Schädlingen weit verbreitet, was sich auf das Wachstum ihrer Population auswirkt7. Daher ist die Entwicklung der Eierstöcke seit langem ein heißes Thema der wandernden Schädlingsforschung. Eine Reihe von Studien hat zu mehreren Indikatoren für die Entwicklung der Eierstöcke und Klassifikationsstrategien geführt. Bisher wurden verschiedene Methoden zur Analyse der Eierstockentwicklung verwendet, z.B. Loxostege sticticalis - die Wiesenmotte - die Eierstockentwicklung, die das anfängliche Befiederstadium, die frühe Laichperiode, die Laichzeit und das Ende der Eiablageumfasst 8. Einige Forscher unterteilen die Eierstockkonzentration auf der Grundlage der Farbentwicklung des Dotters bei wandernden Lepidoptera-Schädlingen, wie z. B. S. exigua - dem Rüben-Heerwurm, Pseudaletia unipuncta - dem echten Heerwurm und Cnaphalocrocis medinalis - dem Reisblattfalter usw.9,10,11,12. In früheren Studien wurden die Entwicklungsstufen der Eierstöcke für Schädlinge wie Baumwollkapselwurm und Reisblattroller in fünf Stadien unterteilt: Dotterablagerungsstadium, Eikornreifestadium, Reife Wartezeit auf die Geburt, Spitzenphase der Ovogenese und Endlaichstadium13,14. Die Entwicklung der Eierstöcke des Maiszünslers wurde in sechs Entwicklungsstadien unterteilt: Dotterablagestadium, Eireifung, Disposition vor den Eiern, Hauptlaichstadium und Endlaichstadium15.
Darüber hinaus haben Insekten derselben Gattung unterschiedliche Entwicklungsstadien, wie z. B. das Entwicklungsniveau der Eierstöcke von Spodoptera frugiperda - dem Herbst-Heerwurm - fällt in vier Stufen: Dotterablagerungsstadium, reifes Warten auf die Lieferung, maximale Ei-Positivität und Endlaichstadium16. Auf der anderen Seite hat die Entwicklung der Eierstöcke bei Spodoptera exigua - dem Rübenwickler - fünf Ebenen: transparent, Vitelogenese, Reifung der Eier, Eifreisetzung und späte Eiablage17.
Frühere Studien können die Entwicklung von einzelnen bis zu mehreren Entwicklungsstufen der Eierstöcke nur anhand der Farbreife des Dotters, der Eiablage und der Eizellentwicklung klassifizieren, aber die Klassifizierung kann nicht auf der Grundlage der Anatomie des Fortpflanzungssystems erfolgen. Die Entwicklung eines Eierstocks auf der Grundlage der Morphogenese-Anatomie ist ein weniger untersuchtes Gebiet. Hier wurde die Dissektionsmethode entwickelt, um wandernde Weibchen in der Population anhand von zwei ovariellen Gewebetypen vorherzusagen, ihre Fortpflanzungsdynamik basierend auf der anatomischen Morphogenese des ovariellen Entwicklungsstadiums und des Paarungssacks zu untersuchen und einen direkten Beweis für die Unterscheidung wandernder Wildtyp-Weibchen zu liefern.
Einige Studien haben ergeben, dass wandernde Noctuidae-Insektenarten häufig von Suchscheinwerfern erfasst wurden18. Der Eierstock der meisten wandernden Noctuidae-Insektenarten befindet sich in der Anfangsphase der Migration in einem frühen Entwicklungsstadium und das Niveau der Eierstöcke steigt mit dem Migrationsfortschritt. In dieser Studie wird die Seziermethode für die Entwicklung der Eierstöcke beschrieben, um die beiden Fortpflanzungsgewebe verschiedener weiblicher Populationsschädlinge zu untersuchen, die mit einem Suchscheinwerfer erfasst wurden. Diese Methode bringt nicht nur die Forschung voran, um die Migrationsdynamik zu verstehen, sondern erleichtert auch die Klassifizierung von Insekten, die Untersuchung der Physiologie von Insekten, die Vorhersage von Schädlingen und die Vorhersage weiblicher Schädlingsarten.
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Protocol
HINWEIS: Achten Sie auf Sicherheitsmaßnahmen, bevor Sie wandernde Wildinsekten fangen, es wird empfohlen, Sicherheitsausrüstung (Handschuhe, langärmelige Hemden und Schutzbrillen) zu tragen. Schalten Sie den Siphon auch aus, wenn er nicht verwendet wird, um andere Sicherheitsrisiken und eine Überhitzung des Lichts zu vermeiden. Es ist wichtig, vor der Sektion Sicherheitsprotokolle zu befolgen, wie z. B. das Tragen von Handschuhen, Schutzbrillen und Laborkitteln, um eine Exposition gegenüber Körperflüssigkeiten und Chemikalien zu vermeiden.
1. Fangen von Zuginsekten
- Beginnen Sie dieses Protokoll, indem Sie Insekten mit der Suchlampe fangen. In diesem Protokoll ist die Testinsektenquelle der Bezirk Jiyang, Stadt Jinan, Provinz Shandong, China (36,977088° N, 116,982747° E).
- Verwenden Sie den Hauptkörper der Suchlampe, der aus nicht rostendem Stahl besteht, den Kasten, der ein rechteckiges Gehäuse ist, und den Halogenscheinwerfer vom Typ GT75 mit einer Leistung von 1000 W. Platzieren Sie den Scheinwerfer als Lichtquelle in der Mitte.
- Platzieren Sie einen trichterförmigen Insektensammelkanal im Inneren und am Boden der Lampe, platzieren Sie eine Schachtel zum Sammeln von Insekten mit einem Durchmesser von 5 cm, gefolgt von einem 60er-Insektensammelnetzbeutel (0,5 m x 0,5 m), der zum Sammeln von Insekten verwendet wird, die durch Licht gefangen werden. Die bekannte Projektion des Lichts befindet sich etwa 500 m über dem Boden.
- Dieses Protokoll legt den Schwerpunkt auf die Einwanderungsdynamik von Wildtyp-Weibchen und die Entwicklung der Eierstöcke; Sammeln Sie daher verschiedene Insektenarten (hier wurde von April bis August in den Jahren 2021 bis 2022 gesammelt). Vermeiden Sie es, kleine und verletzte Insekten zu sammeln, wählen Sie für dieses Experiment ähnlich große Schädlinge aus.
2. Zubereitung von Insekten
- Alle gesammelten Insekten aus dem Netzbeutel (0,5 m) in den Netzkäfig (30 cm x 30 cm) überführen und dann eine Petrischale mit sterilisierter Lösung aus 10%igem Honigwasser bereitstellen (Fütterung ist optional). Stellen Sie den Käfig bei 27 ± 2 °C, 65 % ± 12 % relativer Luftfeuchtigkeit auf und lassen Sie ihn 8-12 Stunden im Dunkeln.
- Wählen Sie Wildtyp-Weibchen aus, die am selben Tag in den Käfig geflogen sind, setzen Sie sie vorsichtig in die einzelnen Fläschchenröhrchen um und verschließen Sie jedes Röhrchen mit einem Baumwolldeckel. Vermeiden Sie direkte Handhabung, die den Schädling durch übermäßigen Druck beschädigen oder verletzen könnte.
HINWEIS: Alle Wildtyp-Weibchen wurden nachts gefangen und tagsüber präpariert. So wurde jedes Experiment innerhalb eines Tages durchgeführt.
3. Vorbereitung für die Insektenlähmungsmethode (Abbildung 1)
- Legen Sie ausgewählte weibliche Schädlinge einzeln in ein Fliegenfläschchenröhrchen in der Mitte und betäuben Sie das Weibchen mit CO2 - Gas, indem Sie die Blaspistolennadel halten, um eine leichte Lähmung zu verursachen. Um zu bestätigen, ob der Schädling gelähmt ist oder nicht, stupsen oder berühren Sie den Schädling vorsichtig mit einer weichen Bürste. Keine Reaktion auf sanfte Reize und Immobilität deutet auf eine erfolgreiche Lähmung hin.
HINWEIS: Niedrige Temperaturen (-20 °C) können auch als alternative Technik verwendet werden, um Insekten zu lähmen.
4. Sezieren von Insekten
- Frisch gelähmtes Weibchen in die Sezier-Petrischale mit absolutem Ethanol (10 ml) legen. Um den Einfluss von Schuppenhaaren und Flügelpuder während der Sektion zu vermeiden, infiltrieren Sie das lebende oder gelähmte Insekt mit absolutem Alkohol und spülen Sie es mit klarem Wasser ab.
- Trennen Sie die Rückenflügel mit zwei Pinzetten von der Verbindung von Brust und Bauchkörper.
- Übertragen Sie den Bauch in eine neue Einweg-Petrischale, die eine angemessene Menge Wasser enthält (2-5 mm tief), und ziehen Sie das abdominale Exoskelett vorsichtig entlang der dorsalen ventralen Linie vom spitzen Mund bis zum Schwanz mit einer Präparierzange ab. Wiederholen Sie die gleichen Schritte auf der anderen Seite und legen Sie es dann in sauberes Wasser, um das intakte Gewebe zu verteilen.
- Ziehen Sie das Fettgewebe der Epidermis vorsichtig mit einer Pinzette ab und ziehen Sie vorsichtig an den Eierstöcken und lassen Sie sie los.
- Verwenden Sie eine Präparierzange, um Fettpartikel und andere Organe um die Eierstöcke herum vorsichtig zu entfernen. Im Allgemeinen sind die schädlingsbehafteten Eierstöcke meist auf beiden Seiten des Bauches nach innen gefaltet, versuchen Sie, in einer flüssigen Umgebung zu operieren, während Sie die Eierstöcke entfalten, und ziehen Sie den Paarungssack langsam von der Mitte ab und picken Sie die Fettpartikel heraus, die an den Eierstöcken haften.
- Halten Sie den Eierstock und den Paarsack vorsichtig vom vertikalen hinteren Ende aus fest und klappen Sie ihn vorsichtig nach unten auf. Um Beschädigungen während der Entfaltung zu vermeiden, überführen Sie den Eierstock in eine neue oder saubere Petrischale mit Wasser. Halten Sie die Eierstockspitze fest und klappen Sie den Eierstock nach innen; Führen Sie diesen Schritt vorsichtig durch, um eine Beschädigung der Eierstöcke zu vermeiden.
5. Analyse von Daten für die Anatomie des Eierstockgewebes
- Beurteilen Sie in diesem Schritt die Entwicklung der Eier für jedes Insekt anhand der Farbe und Größe der Eier, um seine Reife zu beurteilen. Beurteilen Sie dann den Grad der Eierstöcke entsprechend der Entwicklung der Eizelle.
HINWEIS: Die Einteilung der verschiedenen Entwicklungsstufen der Eierstöcke ist hauptsächlich unterteilt, entweder vor der Eiablage oder vor der Eientwicklung mit dem Dotterausfällungsniveau. Die Entwicklung der Eierkörner von Insekten wird zur besseren Übersichtlichkeit weiter in Stadien unterteilt, wie z. B. das Stadium des Auftretens des Dotters, das Stadium der Dotterreife und das Stadium des Absterbens des Dotters. Die Reife von Eikörnern hängt von der Fülle, Farbe und Größe des Eies ab, um seine Reife zu beurteilen. - Stellen Sie nach der Sektion sicher, dass Sie das Gewebe der weiblichen Paarungssäcke von den intakten Eierstöcken trennen, und beobachten Sie die Morphologie, um die Arten zu unterscheiden, da die Anatomie der meisten Paarungssäcke von Art zu Art variiert. Verwenden Sie daher Paarungssäcke, um zwischen den Arten zu unterscheiden.
- Bewerten Sie in diesem Schritt die Anatomie der Eierstöcke und analysieren Sie die Bewertung der Eierstockentwicklung. Unterteilen Sie das Eierstockgewebe in fünf Grade (Grad 1 bis Grad 5).
- Achten Sie auf die folgenden Veränderungen und die Struktur, um das Gewebe zu organisieren: erster Grad (1) ist ein frühes Entwicklungsstadium (milchig transparent), voller Bauch, weicher, fetter Körper flauschig, helle Farbe, schwer zu schälen. Der zweite Grad (2) ist das Stadium der Dotterablagerung und sortiert die Eierstöcke bei Bedarf separat nach der Beobachtung des längeren und dickeren Eierstockkanals. Der dritte Grad (3) hat weniger Fettkörper und nur wenige Körnchen, die am Eierstock haften. Der vierte Grad (4) scheint weniger elastisch und leicht zu brechen, und einige Eizellen können in der Mitte des Gebärmutterschlauchs vorhanden sein. Die fünfte Klasse (5) ist leicht zu erkennen, mit weniger oder keinen Fettkörpern, atrophischen und brüchigen Eierstöcken.
- Nehmen Sie Bilder mit einer Digitalkamera auf, je nach experimentellem Bedarf.
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Representative Results
Entwicklung der Eizellen
Das obige Protokoll wurde angewendet, um die Entwicklung von Eizellen im Eierstock zu analysieren. Zu diesem Zweck wurden die Eier zunächst allgemein in vier Stadien eingeteilt, um das frühe und das reife Stadium der Eientwicklung bei allen Arten zu unterscheiden, z. B. Kapselwurm, Heerwurm, Taroraupe und Rübenmotte. Hier wurde das frühe Stadium der Befiederung (milchig-weißes, transparentes Stadium) beobachtet. Abbildung 2A zeigt, dass sich die Eierstöcke noch nicht entwickelt haben, der Eierstockgang ist fadenförmig mit guter Elastizität. Das gebildete Eikorn kann aufgrund der Zartheit der Eier bei Tageslicht nicht sichtbar gemacht werden, und milchig-weiße Flecken sind bei Lichtdurchlässigkeit durch Dehnen des Eierstockschlauchs zu sehen.
Die Entwicklung der Eierstöcke (Dotterablagerungsstadium) enthält große, leicht unreife und milchig-weiße Eier, und die Eizellen stehen in engem Kontakt (Abbildung 2B). Die reife Auslieferung (Reifestadium) ist in Abbildung 2C zu sehen, die Eier sind perlenförmig und voll reif mit leuchtend gelber Farbe. Abbildung 2D zeigt die Extinktionsperiode des Dotters (Endlaichstadium) und die Fragilität eines Eierstocks. Die meisten aktiven Eikörner werden freigesetzt, nur wenige oder gar keine Eikörner, und vielleicht sind inaktive Eier vorhanden.
Vergleich der Paarungssackmorphologien
Insgesamt wurden acht weibliche Wildtyp-Arten anhand von Paarungssäcken verglichen. Jede Insektenart zählte mehr als 100 an der Zahl. Als Beispiel für die Darstellung wurde der repräsentativste Gegenbeutel ausgewählt (Abbildung 3). Der Paarungssack von Helicoverpa armigera war eine säulenförmige rechte Helix mit einem inneren Lumen (Abbildung 3A). Der Paarungssack von Mythimna separata war G-förmig/angelhakenförmig mit dunkelbraunen Bändern auf der Innenseite (Abbildung 3B). Der Paarungssack von Agrotis ipsilon war linear, mit großen Windungen und äußeren Zysten auf dem Rücken (Abbildung 3C).
Spaelotis valida (Abbildung 3D) besaß einen Paarungssack, der nach der Vergrößerung etwas dünn und J-förmig ist; Es sieht aus wie ein Bein und hat eine leicht bräunliche Farbe. Die Spezies Spodoptera exigua zeigt einen weißen, durchscheinenden, hantelförmigen Sack mit einer Blasenzyste in der Mitte, und das distale Ende ist milchig-weiß (Abbildung 3E). Der Paarungssack von Spodoptera litura ist am Ende des Mauls rot, und der obere Teil kann als milchig-weiß-transparent beobachtet werden, und die innere zystische Höhle ist schwach sichtbar (Abbildung 3F). Der Paarungssack von Pseudoptera lepigone ist klein, gewunden, mit äußeren Zysten, die wie eine geschlossene Blüte aussehen und von oben nach unten eine weiße und braune Farbe haben (Abbildung 3G), und Mamestra brassicae hat einen doppelt gewundenen Sack mit äußeren Zysten, die olivfarben sind (Abbildung 3H).
Einstufung der ovariellen Entwicklung bei wandernden Wildtyp-Weibchen
In der Bewertung der Ovarialentwicklung wurden die Grade 1 bis 5 bei 4 weiblichen Wildtyp-Arten bewertet: Kapselwurm, Heerwurm, Taro-Raupe und Rübenmotte. Die Analyseergebnisse der Ovarialeinstufung des Kapselwurms (H. armigera) (Abbildung 4) zeigten, dass der Eierstockgang transparent und elastisch ist, mit subtil sichtbaren Eizellen bei Grad 1 (Abbildung 4A). Der Eierstockgang ist durchsichtig, die Eier sind zartgelb mit transparenten Umhüllungen bei Grad 2 (Abbildung 4B). Bei Grad 3 (Abbildung 4C) waren keine großen Fettkörper vorhanden, nur wenige Fettpartikel waren am Eierstockgang haftet. Der Eierstockgang ist der längste und dickste in der Nähe des Eiablages, hat eine klare Trennung in reife Bereiche, Wachstumsbereiche und Proto-Ei-Bereiche, der Eierstockgang ist gelb und voller Rosenkranz. Grad 4 und 5 (Abbildung 4D,E) zeigten Cluster und weniger Eizellen in den Eierstöcken mit blassgelber und grünlicher Farbe.
In ähnlicher Weise wurden alle fünf Grade von Beobachtungen beim Heerwurm (M. separata) beobachtet, wie in Abbildung 5 dargestellt. Ein Fettkörper ist eine flockige Textur, die aus mehreren Fettpartikeln besteht, flauschig, hell und milchig weiß mit zarten, fein sichtbaren Eizellen (Abbildung 5A). Bei Grad 2 ist die Struktur der Eierstöcke gelb und voller perlenförmiger Eier (Abbildung 5B). Während die Grade 3 und 4 (Abbildung 5C,D) voll ausgereift sind, der Eierstockgang weiß und cremefarben ist und das Eikorn weiß ist mit einer transparenten Locke auf der Außenseite, sind die Eier voll, aber überfüllt. Grad 5 zeigt (Abbildung 5E) einen Rückgang der Färbung von gelb zu dunkelbraun; Es betont das Endstadium des entwickelten Eierstocks.
Die Einstufung der Eierstöcke von Taroraupe (S. litura) und Rübenmotte (S. exigua) wurde ebenfalls mit den gleichen Ovarialgraden beobachtet, wie in Abbildung 6 und Abbildung 7 dargestellt. Die Eierstöcke des Grades 1 und 2 (Abbildung 6A,B) der Taroraupe waren dünn, vergrößert und rosa gefärbt im Vergleich zu den Eierstöcken der Rübenmotte (Abbildung 7A,B), die weiß, kurz, flauschig und breit sind. Beide Eierstöcke weisen einen ähnlichen Grad der Morphogenese der Eierstockgänge auf, mit transparenten, elastischen und subtil sichtbaren Eizellen. Die Ergebnisse der Grade 3 und 4 beider Arten zeigen, dass sich die Eierstöcke im gleichen Entwicklungsstadium befinden, sie sind dunkelgelb mit vollen Eizellen (Abbildung 6C,D). Auf der anderen Seite kann die gleiche Farbänderung von Himmelblau zu hellgrünlich visualisiert werden (Abbildung 7C,D); Diese Farbveränderung zeigt das reife Stadium der Eierstockentwicklung an. Die späte Eiablage wurde mit bräunlichen und wenigen Eiclustern im Eileiter beurteilt (Abbildung 6E). Abbildung 7E zeigt einen Eierstock mit dünnen Eileitern und flauschigen Eiclustern, die die Entwicklung der Eierstöcke Grad 5 für Eizellen darstellen, wobei die Eierstöcke allmählich größer und dunkler werden und eine weißlich-bläuliche Farbe haben.
Abbildung 1: Werkzeuge, die zum Experimentieren verwendet werden. Die grundlegenden Werkzeuge, die für die Präparation von Eierstöcken und Paarungssäcken von wandernden Insekten benötigt werden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Entwicklungsstadien der Eizellen. Eientwicklungsstadien bei Wildtyp-Wanderinsekten (Kapselwurm, Heerwurm, Taroraupe und Rübenmotte), (A) milchig-weißes, transparentes Stadium, (B) Eigelbablagerungsstadium, (C) Reifestadium und (D) Endlaichstadium oder Dotter-Aussterbeperiode. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Paarungssäcke verschiedener Insekten. a) Paarungssack von Helicoverpa armigera; (B) Paarungssack von Mythimna getrennt; c) Paarungssack von Agrotis ipsilon; d) Paarungssack von Spaelotis valida; e) Paarungssack von Spodoptera exigua; f) Paarungssack von Spodoptera litura; g) Paarungssack von Athetis lepigone; (H) Paarungssack von Mamestra brassicae. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Einstufung der Entwicklung der Eierstöcke von Helicoverpa armigera. (Ein) Grad 1 (milchig-transparente Periode); (B) Grad 2 steht für die Entwicklungsphase der Eierstöcke (Dotterablagerungsperiode); (C) Grad 3 zeigt die Reifezeit; (D) Grad 4 gibt den Laichgrad an; und (E) Grad 5 stellt eine späte Eiablage dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: Grad der Entwicklung der Eierstöcke von Mythimna separata. (A) Grad 1 (milchige, transparente Periode); (B) Grad 2 steht für die Entwicklungsphase der Eierstöcke (Dotterablagerungsperiode); (C) Grad 3 zeigt die Reifezeit; (D) Grad 4 gibt das Laichniveau an; (E) Grad 5 stellt eine späte Eiablage dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 6: Einstufung der Entwicklung der Eierstöcke von Spodoptera litura. (A) Grad 1 (milchig-transparente Periode); (B) Grad 2 steht für die Entwicklungsphase der Eierstöcke (Dotterablagerungsperiode); (C) Grad 3 zeigt die Reifezeit; (D) Grad 4 gibt das Laichniveau an; (E) Grad 5 stellt eine späte Eiablage dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 7: Einstufung der Eierstockentwicklung von Spodoptera exigua. (A) Grad 1 (milchig-transparente Periode); (B) Grad 2 steht für die Entwicklungsphase der Eierstöcke (Dotterablagerungsperiode); (C) Grad 3 zeigt die Reifezeit; (D) Grad 4 gibt das Laichniveau an; (E) Grad 5 stellt eine späte Eiablage dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Ovarielle Analysemethoden werden routinemäßig im Pflanzenschutz eingesetzt, um die Bewegung des Insektenflugs und der Population für die Vorhersage von 19,20,21 aufzuklären und die physiologischen Variationen bei Insekten zu untersuchen. Es wurde festgestellt, dass die einzigartige Migration und die schnelle Ausbreitungsfähigkeit gängiger landwirtschaftlicher Schädlinge wie Kapselwurm, Heerwurm, Taroraupe und Rübenmotte die Vorhersage aus anderen Regionen erschweren. Einige Studien betrachteten Athetis lepigone als wandernden Schädling22,23, aber die Migrationsdynamik und Vorhersage dieses Schädlings ist schwer fassbar. Kürzlich wurde eine weitere Lichtfangmethode eingeführt, bei der 1000-W-Suchscheinwerferlampen zur Überwachung von wandernden Schädlingenverwendet wurden 18,24, was einen guten Anwendungseffekt auf die Überwachung wandernder Schädlinge hat. Es wird auch spekuliert, dass Lichtfangmethoden nicht ausreichen, um wandernde Insekten zu unterscheiden. In dieser Studie handelte es sich bei der Anzahl der erwachsenen Individuen, die von der Suchscheinwerferfalle gefangen wurden, während der Spitze der Migration hauptsächlich um wandernde Schädlinge, während die Anzahl der regionalen Individuen vernachlässigbar war. Dies unterstreicht, dass die Entstehungszeit der wandernden Arten recht ähnlich ist25. Um regionale Individuen zu vermeiden, ist es wichtig, die Migrationshochzeit zu berücksichtigen, um eine Fülle von Migranten einzufangen. Daher sind die Identifizierung wandernder Insekten mit Suchlampen und die Einstufung von Eierstöcken grundlegende Aspekte. Es gibt jedoch nur eine Handvoll Methoden, um die Anatomie der Eierstöcke der wandernden Insekten zu identifizieren 13,26,27,28,29. Bei der hier vorgestellten praktikablen Methode handelt es sich um eine innovative Arbeit, die die Verwendung von Eierstockgewebe, Paarungssäcken und Ovarialgradierung zur Unterscheidung verschiedener Entwicklungsstadien etabliert und versucht hat, die Morphogeneseeigenschaften von Eierstockgeweben detaillierter zu diskutieren als frühere Studien 11,21,30; insbesondere in Bezug auf die gefährlichsten wilden weiblichen Schädlinge wie H. armigera31, M. separata32 und S. litura33, die mit Suchscheinwerferlampen erfasst wurden.
In den meisten bisherigen Studien wurde die Entwicklung der Eierstöcke anhand von Unterscheidungsmethoden klassifiziert, um die Identifizierung wandernder Insekten zu bewerten. Der Fokus dieser Studien lag auf der Farbreife des Dotters, der Eiablage, der Geburtsentwicklung, der Paarungshäufigkeit usw.22,30,34,35. Die in dieser Studie verwendete Methode führte eine bidirektionale vergleichende Evidenz ein, die auf zwei Eierstockgeweben basierte. Für den Kapselwurm, den Heerwurm, die Taroraupe, den Rübenspinner, Agrotis ipsilon, Spaelotis valida, Athetis lepigone und Mamestra brassicae wurden Paarungssäcke untersucht. Die Entwicklungsstadien von Eikörnern wurden bei Helicoverpa armigera, Mythimna separata, Spodoptera litura und Spodoptera exigua direkt für die Anatomie der Eierstöcke untersucht. Entsprechend der Anatomie der weiblichen erwachsenen Eierstöcke des Insekts variiert die Entwicklung des Eies von Art zu Art 16,17,36,37. Daher ist es sinnvoll, die Morphologien der Eierstöcke auf beiden Ebenen der wandernden Insekten zu untersuchen, indem die Entwicklungsgrade der Eierstöcke und die Paarungssäcke mit dieser Seziermethode analysiert werden.
Im Allgemeinen kann eine langfristige oder unsachgemäße Lagerung, wie z. B. Schwankungen der Luftfeuchtigkeit, der Temperatur und der Nahrungsquelle der mit Suchlampen gefangenen Insekten, das Körpergewicht, die Gesundheit der Eier und die Größe der Eierstöcke beeinträchtigen 5,38,39,40,41,42. Dies führt zu Schwierigkeiten bei der Sortierung und Sektion von Insekten in einem späteren Stadium und zu unvollständigen Daten. Um diese Fehler zu minimieren, ist eine kurzfristige und ordnungsgemäße Lagerung notwendig. Darüber hinaus wurden nach Anwendung des Protokolls ähnlich große Weibchen weiter ausgewählt. Diese Selektion und Sammlung von Weibchen ist zeitsparend, mit schnellen und signifikanten Ergebnissen in der vorliegenden Studie. Diese Methode demonstriert die Sektion von wildtypischen adulten wandernden Insekten aus der natürlichen Umgebung und deren ovarielle Einstufung. Um dieses Protokoll mit effektiven Ergebnissen durchzuführen, sollten einige kritische Schritte berücksichtigt werden. Zum Beispiel ist die Selektion von Insekten aus der natürlichen Umgebung ein entscheidender Schritt, um leere Eierstöcke und unbefruchtete Eier zu verhindern. Das lebende Insekt mit intakten Gewebeorganen ist vorzuziehen, um tote, schwache, gebrochene oder geschrumpfte Insekten in der Bauchhöhle zu vermeiden.
Dementsprechend konnte die Dissektion von Ovarialgewebe durch den Vergleich von Ovarialgradienten wie z.B. bei Kapselwürmern (H. armigera) abgeschätzt werden, Ovarialgradierung (Abbildung 4), Eizellen reifen von milchig-weißen und transparenten Oogonien in den Eierstöcken zu dunkelgelb. Die verstreute Eiablage (Abbildung 5) findet bei Heerwürmern statt, bei denen die Eierstöcke aus milchig-weißen, durchsichtigen Oogonien heranreifen und milchig weiß oder blassgelb erscheinen. Die Taro-Raupe zeigte eine schräge Entwicklung aus milchig-weißen, transparenten Oogonia-Zellen, die rosa und zart waren und mit brauner oder gelber Färbung weiter reiften (Abbildung 6). Die Fortsetzung dieser Arbeit entscheidet über die Anatomie der Eierstöcke bei verschiedenen Spezies gleichzeitig. Diese Praxis wird im Bereich des Pflanzenschutzes helfen, die Bewegung von Insekten zu untersuchen und kann die Schädlingsprognose leiten.
Derzeit weist diese Studie einige Einschränkungen auf. Die Anwendung dieser Methode hängt von der detaillierten Analyse der Eikörner und der Entwicklungseigenschaften der Eierstöcke ab. Eine der wichtigsten Herausforderungen für die Zukunft besteht darin, die feldbasierte Analyse zur Bewertung der Migrationsdynamik weiblicher Schädlinge im Ökosystem weiter voranzutreiben und zu verbessern. Daher ist es notwendig, Felddaten für statistische Analysen zu kombinieren, da die Einstufung der Eierstöcke von Umweltfaktoren wie der jährlichen Quantifizierung der wandernden Insekten, der Temperatur, der Luftfeuchtigkeit, der Windrichtung des Standorts und der Nahrung usw. beeinflusst wird. Es wurde angenommen, dass alle Spezies die gleichen Werte in der Eierstock- und Paarungskapsel aufweisen würden. Dennoch muss es mit relativ ähnlichen Arten verifiziert werden, da die Verfügbarkeit von Insekten in der Natur variiert und zu mangelnder Vorhersage führen kann. Daher ist es auch in Zukunft notwendig, die Sektion ähnlicher Arten von Hochgebirgsmigrantinnen anhand von zwei Eierstockgeweben zu verifizieren.
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Disclosures
Die Autoren haben keine Interessenkonflikte zu deklarieren.
Acknowledgments
Diese Studie wurde durch das große wissenschaftliche und technologische Innovationsprojekt (2020CXGC010802) unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Digital camera | Canon ( China ) co., LTD | EOS 800D | |
| Dropper | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | ||
| Ethanol absolute (99.7%) | Shanghai Hushi Laboratory Equipmentco., LTD | ||
| Forceps | Vetus Tools co., LTD | ST-14 | |
| GT75 type halogen headlamp (1000 W) | Shanghai Yadeng Industry co., LTD | ||
| Helicoverpa armigera, Mythimna separate, Spodoptera litura, Spodoptera exigua | Jiyang district, Jinan city, Shandong province, China | ||
| Measuring cylinder, beaker, flask | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | ||
| Net bag | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | 0.5 m | |
| Net cages | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | 30 cm x 30 cm | |
| Petri dishes | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | 60 mm diameter |
References
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