Summary
O protocolo demonstra um método de dissecação simples e fácil, adequado para fêmeas de insetos migratórios selvagens capturadas com armadilhas de holofotes. Esta técnica pode esclarecer significativamente a mesma espécie comparando ambos os tecidos reprodutivos, ou seja, o saco de acasalamento e o desenvolvimento ovariano de fêmeas de insetos selvagens.
Abstract
As pragas de insetos migratórios representam sérios desafios para a produção e segurança alimentar em todo o mundo. As pragas migratórias podem ser monitoradas e capturadas por meio de armadilhas para holofotes. Uma das técnicas mais importantes para a previsão de pragas migratórias é a identificação das espécies migratórias. No entanto, na maioria dos casos, é difícil obter a informação apenas pela aparência. Portanto, o uso do conhecimento adquirido pela análise sistemática do sistema reprodutor feminino pode ajudar a entender a morfologia anatômica combinada do saco reprodutivo ovariano e a graduação do desenvolvimento ovariano de insetos migratórios selvagens capturados com armadilhas de holofotes. Para demonstrar a aplicabilidade deste método, o estado de desenvolvimento ovariano e os estágios de desenvolvimento dos grãos de ovo foram avaliados diretamente em Helicoverpa armigera, Mythimna separata, Spodoptera litura e Spodoptera exigua para a anatomia ovariana, e os sacos reprodutivos ovarianos foram estudados em Agrotis ipsilon, Spaelotis valida, Helicoverpa armigera, Athetis lepigone, Mythimna separata, Spodoptera litura, Mamestra brassicae e Spodoptera exigua, para explorar suas relações. Este trabalho mostra o método de dissecção específico para prever insetos migratórios selvagens, comparando o sistema reprodutivo único de diferentes insetos migratórios. Em seguida, ambos os tecidos, ou seja, o ovário e os sacos de acasalamento, foram investigados mais detalhadamente. Este método ajuda a prever a dinâmica e o desenvolvimento estrutural dos sistemas reprodutivos em fêmeas de insetos migratórios selvagens.
Introduction
A migração de insetos desempenha um papel vital na dinâmica populacional da distribuição global de insetos para insetos como Helicoverpa armigera - a lagarta-do-algodoeiro, Mythimna separada - lagarta-do-cartucho oriental, Spodoptera litura - lagarta-do-taro, Spodoptera exigua - lagarta-do-cartucho da beterraba, que têm sido relatados como pragas graves na China 1,2,3,4 . As longas distâncias percorridas, os movimentos sazonais, a alta fecundidade das pragas migratórias e os fatores ecológicos têm trazido grandes dificuldades na previsão, previsão e controle dessas pragas5. O monitoramento da migração de pragas é necessário para revelar a adaptabilidade e as mudanças comportamentais que facilitam as pragas migratórias de acordo com as mudanças ou ciclos climáticos6. Para sustentar seu crescimento, reprodução e sobrevivência, os insetos adquiriram adaptabilidade sequencial durante a evolução; Essa série de vida adaptativa tem gerado muitas mudanças no sistema reprodutivo, como a estratégia migratória que leva ao controle do desenvolvimento ovariano no longo processo migratório.
O desenvolvimento ovariano é comum em pragas migratórias, o que afeta o crescimento de sua população7. Portanto, o desenvolvimento ovariano tem sido um tópico quente de pesquisa de pragas migratórias por um longo tempo. Uma série de estudos levou a vários indicadores de desenvolvimento ovariano e estratégias de classificação. Até o momento, vários métodos têm sido utilizados para analisar o desenvolvimento ovariano, por exemplo, Loxostege sticticalis - a traça do prado - desenvolvimento do ovário que inclui o estágio inicial de penas, o período inicial de desova, o período de desova e o final da oviposição8. Alguns pesquisadores dividem os níveis ovarianos com base no desenvolvimento da cor da gema em pragas migratórias de lepidópteros, como S. exigua - lagarta-do-cartucho da beterraba, Pseudaletia unipuncta - lagarta-do-cartucho verdadeira, e Cnaphalocrocis medinalis- pasta-folha do arroz, etc.9,10,11,12. Em estudos anteriores, os níveis de desenvolvimento ovariano para pragas, como a lagarta-do-algodoeiro e o rolo-do-arroz, foram divididos em cinco estágios: estádio de deposição da gema, estádio de maturação do grão do ovo, espera madura para o nascimento, período de pico da ovogênese e fase final da desova13,14. O desenvolvimento ovariano da broca-do-milho europeu foi dividido em seis estágios de desenvolvimento: estádio de deposição da gema, maturação dos ovos, disposição pré-ovos, fase de pico de desova e estágio final de desova15.
Além disso, insetos do mesmo gênero apresentam diferentes estágios de desenvolvimento, como os níveis de desenvolvimento ovariano de Spodoptera frugiperda - lagarta-do-cartucho - que cai em quatro níveis: estágio de deposição de gema, espera madura para o parto, pico de positividade da ovipositividade e estágio final de desova16. Por outro lado, o desenvolvimento ovariano em Spodoptera exigua - a mariposa da beterraba - apresenta cinco níveis: transparente, vitelogênese, maturação dos ovos, liberação de ovos e níveis de oviposição tardia17.
Estudos anteriores só podem classificar o desenvolvimento de níveis de desenvolvimento ovariano único a múltiplo usando a maturidade de cor da gema, oviposição e desenvolvimento do ovo, mas a classificação não pode ser feita com base na anatomia do sistema reprodutivo. O desenvolvimento de um ovário baseado na anatomia da morfogênese é uma área menos estudada. Aqui, o método de dissecção foi projetado para prever fêmeas migratórias na população usando dois tipos de tecido ovariano, para elaborar sua dinâmica reprodutiva com base na morfogênese anatômica do estágio de desenvolvimento ovariano e saco de acasalamento, fornecendo evidências diretas para distinguir fêmeas migratórias selvagens.
Alguns estudos constataram que espécies de insetos Noctuidae migratórios eram frequentemente capturadas por holofotes18. O ovário da maioria das espécies de insetos Noctuidae migratórios está nos estágios iniciais de desenvolvimento durante o estágio inicial da migração e o nível ovariano aumenta com o progresso migratório. Neste estudo, descreve-se o método de dissecção para graus de desenvolvimento ovariano, para estudar os dois tecidos reprodutivos de diferentes populações femininas-praga, capturadas por luz de busca. Este método não só avança a pesquisa para entender a dinâmica migratória, mas também facilidades na classificação de insetos, estudo de fisiologia de insetos, previsão de pragas e previsão de espécies de pragas femininas.
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Protocol
NOTA: Preste atenção às medidas de segurança antes de capturar insetos migratórios selvagens, sugere-se o uso de equipamentos de segurança (luvas, camisas de manga comprida e óculos). Além disso, desligue a armadilha quando não estiver em uso para evitar outros riscos de segurança e superaquecimento da luz. É importante seguir os protocolos de segurança antes da dissecção, como o uso de luvas, óculos e jaleco para evitar a exposição a fluidos corporais e produtos químicos.
1. Captura de insetos migrantes
- Comece este protocolo prendendo insetos usando a lâmpada do holofote. Neste protocolo, a fonte de inseto de teste é o distrito de Jiyang, cidade de Jinan, província de Shandong, China (36,977088° N, 116,982747° E).
- Use o corpo principal da lâmpada do holofote, que é feito de aço não enferrujado, a caixa, que é um corpo retangular, e o farol halógeno tipo GT75, com potência de 1000 W. Coloque o farol no meio como fonte de luz.
- Coloque um canal coletor de insetos em forma de funil dentro e no fundo da luz, coloque uma caixa para coleta de insetos com um diâmetro de 5 cm, seguida por um saco de rede de coleta de insetos de 60 ordens (0,5 m x 0,5 m), que é usado para coletar insetos presos pela luz. A projeção conhecida da luz está a cerca de 500 m acima do solo.
- Este protocolo enfatiza a dinâmica migratória de fêmeas selvagens e o desenvolvimento dos ovários; portanto, colete diferentes espécies de insetos (aqui a coleta foi feita de abril a agosto, durante 2021 a 2022). Evite coletar insetos de tamanho pequeno e feridos, selecione pragas grandes de tamanho semelhante para este experimento.
2. Preparação de insetos
- Transfira todos os insetos coletados do saco de rede (0,5 m) para a gaiola de rede (30 cm x 30 cm) e, em seguida, forneça uma placa de Petri contendo solução esterilizada de água de mel a 10% (a alimentação é opcional). Colocar a gaiola a 27 ± 2 °C, 65% ± 12% de humidade relativa, e manter no escuro durante 8-12 h.
- Selecione fêmeas selvagens que voaram dentro da gaiola no mesmo dia, transfira-as cuidadosamente para os tubos de frascos individuais e feche cada tubo com uma tampa de algodão. Evite o manuseio direto, que pode danificar ou ferir a praga devido à pressão excessiva.
NOTA: Todas as fêmeas selvagens foram capturadas no período noturno e a dissecção foi realizada durante o dia. Assim, cada experimento foi realizado dentro de um dia.
3. Preparação para o método de paralisação de insetos (Figura 1)
- Coloque a praga fêmea selecionada individualmente em um tubo de frasco de mosca no meio e anestesiar a fêmea usando gás CO2 segurando a agulha da zarabatana para causar paralisia leve. Para confirmar se a praga está paralisada ou não, cutuque suavemente ou toque na praga usando uma escova macia. Nenhuma resposta a estímulos leves e imobilidade indica uma paralisia bem-sucedida.
NOTA: A baixa temperatura (-20 °C) também pode ser usada como uma técnica alternativa para paralisar insetos.
4. Dissecção de insetos
- Colocar fêmea recém-paralisada na placa de Petri dissecante contendo etanol absoluto (10 mL). Para evitar a influência de pelos de escamas e pó de asas durante a dissecção, infiltre o inseto vivo ou paralisado com álcool absoluto e enxágue em água limpa.
- Separe as asas dorsais da junção do corpo do tórax e abdômen, utilizando dois pares de pinças.
- Transfira o abdome para uma nova placa de Petri descartável, contendo uma quantidade adequada de água (2-5 mm de profundidade), e descasque suavemente o exoesqueleto abdominal ao longo da linha ventral dorsal da boca pontiaguda até a cauda, usando pinça dissecante. Repita os mesmos passos do outro lado e, em seguida, coloque-o em água limpa para dispersar os tecidos intactos.
- Descasque cuidadosamente os tecidos gordurosos da epiderme usando pinças e puxe e solte suavemente os ovários.
- Use pinças dissecantes para remover suavemente partículas de gordura e outros órgãos ao redor dos ovários. Geralmente, os ovários da praga são principalmente dobrados para dentro em ambos os lados do abdômen, tente operar em um ambiente líquido enquanto desdobra os ovários, e lentamente descascar o saco de acasalamento do meio, e escolher as partículas de gordura ligadas às trompas ovarianas.
- Segure suavemente o ovário e o saco de acasalamento da extremidade posterior vertical e desdobre-o cuidadosamente para baixo. Para evitar danos durante o desdobramento, transfira o ovário para uma placa de Petri nova ou limpa contendo água. Segure a ponta do ovário e desdobre o ovário para dentro; Execute cuidadosamente esta etapa para evitar danos aos ovaríolos.
5. Análise de dados de anatomia dos tecidos ovarianos
- Nesta etapa avaliar o desenvolvimento dos ovos para cada inseto, seguindo a cor e o tamanho dos ovos, para julgar sua maturidade. Em seguida, julgue o grau ovariano de acordo com o desenvolvimento do óvulo.
NOTA: A divisão dos vários níveis de desenvolvimento ovariano é dividida principalmente, seja antes da postura ou do desenvolvimento dos ovos com o nível de precipitação da gema. O desenvolvimento dos grãos de ovos dos insetos é dividido em estágios para maior clareza, tais como, estágio de ocorrência da gema, estágio de maturidade da gema e estágio de morte da gema. A maturidade do grão de ovo depende da plenitude, cor e tamanho do ovo para julgar sua maturação. - Após a dissecção, certifique-se de separar os tecidos dos sacos de acasalamento fêmeas dos ovários intactos e observe a morfologia para distinguir a espécie, pois a anatomia da maioria dos sacos de acasalamento varia de espécie para espécie. Portanto, use sacos de acasalamento para distinguir entre as espécies.
- Nesta etapa, avalie a anatomia ovariana e analise a graduação do desenvolvimento ovariano. Divida os tecidos ovarianos em cinco graus (grau 1 a grau 5).
- Procure as seguintes alterações e estrutura para organizar o tecido: primeiro grau (1) é um estágio inicial de desenvolvimento (transparente leitoso), abdômen cheio, macio, corpo gorduroso fofo, cor clara, difícil de descascar. O segundo grau (2) é o estágio de deposição da gema e gradua os ovários separadamente, se necessário, após a observação do canal ovariano mais longo e espesso. O terceiro grau (3) tem menos corpos gordurosos e apenas alguns grânulos aderidos ao ovário. O quarto grau (4) parece menos elástico e fácil de quebrar, e alguns óvulos podem estar presentes no meio da tuba uterina. A quinta série (5) é de fácil identificação, com corpos menos ou nenhum corpo gorduroso, ovários atróficos e frágeis.
- Capture imagens usando uma câmera digital conforme a necessidade experimental.
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Representative Results
Desenvolvimento dos ovos
O protocolo acima foi aplicado para analisar o desenvolvimento dos óvulos no ovário. Para este propósito, em primeiro lugar, os ovos foram classificados geralmente em quatro estágios para distinguir o estágio inicial e maduro do desenvolvimento dos ovos entre todas as espécies, por exemplo, lagarta-do-cartucho, lagarta-do-cartucho e mariposa-da-beterraba. Aqui, o estágio inicial de penas (estágio branco leitoso transparente) foi observado. A Figura 2A mostra que os ovários ainda não começaram a se desenvolver, o ducto ovariano é filamentoso com boa elasticidade. O grão de ovo formado não pode ser visualizado à luz do dia, devido à delicadeza dos ovos, e manchas brancas leitosas podem ser vistas com transmissão de luz pelo estiramento da tuba ovariana.
O desenvolvimento ovariano (estágio de deposição da gema) contém ovos grandes, levemente imaturos e de coloração branca leitosa, e os óvulos estão intimamente em contato (Figura 2B). A maturidade pendente de parto (fase de maturação) pode ser observada na Figura 2C, os ovos são em forma de grânulos e totalmente maduros com coloração amarelo brilhante. A Figura 2D demonstra o período de extinção da gema (fase final da desova), fragilidade da tuba ovariana. A maioria dos grãos de ovo ativos são liberados, apenas alguns ou nenhum grão de ovo, e talvez ovos inativos estejam presentes.
Comparação das morfologias dos sacos reprodutivos
Um total de oito espécies de fêmeas selvagens foi comparado com base em sacos reprodutivos. A contagem de insetos de cada espécie foi superior a 100. O saco reprodutivo mais representativo foi selecionado como exemplo para exibição (Figura 3). O saco reprodutivo de Helicoverpa armigera era uma hélice colunar direita com luz interna (Figura 3A). O saco de acasalamento Mythimna separata era em forma de G/anzol - com faixas marrons escuras em seu interior (Figura 3B). O saco reprodutivo de Agrotis ipsilon era linear, com grandes bobinas e cistos externos no dorso (Figura 3C).
Spaelotis valida (Figura 3D) apresentou saco acasalamento levemente fino e em forma de J após o alargamento; Parece uma perna e é ligeiramente amarronzado. A espécie Spodoptera exigua apresenta saco branco translúcido em forma de haltere com cisto bolha no meio, e a extremidade distal é branca leitosa (Figura 3E). O saco de acasalamento de Spodoptera litura é vermelho no final da boca, e a parte superior pode ser observada como branco leitoso transparente, e a cavidade cística interna é fracamente visível (Figura 3F). O saco de acasalamento de Pseudoptera lepigone é pequeno enrolado, com cistos externos que parecem uma flor fechada, com coloração branca e marrom de cima para baixo (Figura 3G), e Mamestra brassicae tem um saco duplo enrolado com cistos externos de cor oliva (Figura 3H).
Classificação do desenvolvimento ovariano em fêmeas selvagens migratórias
Na graduação de desenvolvimento ovariano, de grau 1 a grau 5 foram avaliados em 4 espécies de fêmeas selvagens, lagarta-do-cartucho, lagarta-do-cartucho, lagarta-do-taro e mariposa-da-beterraba. Os resultados da análise da graduação ovariana de Bollworm (H. armigera) (Figura 4) mostraram que o ducto ovariano é transparente e elástico, com ovócitos visíveis sutis de grau 1 (Figura 4A). O ducto ovariano é transparente, os óvulos são amarelos macios com envoltórios transparentes de grau 2 (Figura 4B). No grau 3 (Figura 4C), não havia grandes corpos gordurosos presentes, apenas algumas partículas de gordura estavam aderidas ao ducto ovariano. O ducto ovariano é o mais longo e espesso perto do ovipositor, tem uma divisão clara de áreas maduras, áreas de crescimento e áreas de proto-ovos, o ducto ovariano é amarelo e rosário cheio. Os graus 4 e 5 (Figura 4D,E) mostraram cachos e menos ovos nos ovários com coloração amarelo pálido e esverdeado.
Da mesma forma, todos os cinco graus de observações foram observados na lagarta-do-cartucho (M. separata), como mostra a Figura 5. Um corpo gorduroso é uma textura floculenta composta por múltiplas partículas de gordura, fofas, de cor clara e branco leitoso com oócitos finos e delicados visíveis (Figura 5A). No grau 2, a estrutura da tuba ovariana é amarela e cheia de ovos em forma de contas (Figura 5B). Enquanto os graus 3 e 4 (Figura 5C,D) estão totalmente maduros, o ducto ovariano é branco e de cor creme, e o grão do ovo é branco com um envoltório transparente de cachos na parte externa, os ovos estão cheios, mas lotados. O grau 5 mostra (Figura 5E) um declínio da coloração do amarelo para o marrom escuro; enfatiza o estágio final do ovário desenvolvido.
A graduação ovariana da lagarta-taro (S. litura) e da mariposa da beterraba (S. exigua) também foi observada usando os mesmos níveis de graduação ovariana mostrados na Figura 6 e na Figura 7. Os ovários graus 1 e 2 (Figura 6A,B) da lagarta taro eram finos e de coloração rósea comparados aos ovários da mariposa da beterraba (Figura 7A,B), que são brancos, curtos, macios e largos. Ambos os ovários têm graus semelhantes de morfogênese do ducto ovariano, com ovócitos visíveis, transparentes, elásticos e sutis. Os resultados dos graus 3 e 4 de ambas as espécies mostram que os ovários estão no mesmo estágio de desenvolvimento, são amarelo-escuros com ovos cheios (Figura 6C,D). Por outro lado, a mesma mudança de cor pode ser visualizada do azul celeste para o esverdeado claro (Figura 7C,D); Essa mudança de cor indica o estágio maduro de desenvolvimento do ovário. A oviposição tardia foi avaliada com cachos acastanhados e poucos ovos no oviduto (Figura 6E). A Figura 7E mostra um ovário com oviduto fino e cachos de ovos fofos que retratam o desenvolvimento ovariano grau 5 para os óvulos, com os ovários gradualmente se tornando maiores e de cor mais escura, de cor esbranquiçada-azulada.
Figura 1: Ferramentas utilizadas para experimentação. As ferramentas básicas necessárias para a dissecção de ovários e saco de acasalamento de insetos migratórios. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Estádios de desenvolvimento dos ovos. Estágios de desenvolvimento dos ovos em insetos migratórios selvagens (lagarta-do-cartucho, lagarta-do-cartucho, lagarta-do-taro e traça-da-beterraba), (A) Estágio branco leitoso transparente, (B) Estágio de deposição de gema, (C) Estágio maduro e (D) Estágio final de desova ou período de extinção da gema. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Sacos de acasalamento de diferentes insetos. (A) saco de acasalamento de Helicoverpa armigera; (B) Saco de acasalamento de Mythimna separado; (C) Saco de acasalamento de Agrotis ipsilon; (D) saco de acasalamento de Spaelotis valida; (E) Saco de acasalamento de Spodoptera exigua; (F) Saco de acasalamento de Spodoptera litura; (G) Saco de acasalamento de Athetis lepigone; (H) Saco de acasalamento de Mamestra brassicae. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Graduação do desenvolvimento ovariano de Helicoverpa armigera. (A) Grau 1 (período transparente leitoso); (B) O grau 2 representa o período de desenvolvimento ovariano (período de deposição da gema); (C) O grau 3 apresenta período de maturidade; (D) Grau 4 indica grau de desova; e (E) o grau 5 representa a oviposição tardia. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: Classificação do desenvolvimento ovariano de Mythimna separata. (A) Grau 1 (período transparente leitoso); (B) O grau 2 representa o período de desenvolvimento ovariano (período de deposição da gema); (C) O grau 3 apresenta período de maturidade; (D) Grau 4 indica nível de desova; (E) O grau 5 representa a oviposição tardia. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6: Graduação do desenvolvimento ovariano de Spodoptera litura. (A) Grau 1 (período transparente leitoso); (B) O grau 2 representa o período de desenvolvimento ovariano (período de deposição da gema); (C) O grau 3 apresenta período de maturidade; (D) Grau 4 indica nível de desova; (E) O grau 5 representa a oviposição tardia. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 7: Classificação do desenvolvimento ovariano de Spodoptera exigua. (A) Grau 1 (período transparente leitoso); (B) O grau 2 representa o período de desenvolvimento ovariano (período de deposição da gema); (C) O grau 3 apresenta período de maturidade; (D) Grau 4 indica nível de desova; (E) O grau 5 representa a oviposição tardia. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Métodos de análise ovariana são rotineiramente utilizados na proteção de plantas, para elucidar o movimento de voo e população de insetos para previsão 19,20,21 e para elaborar as variações fisiológicas em insetos. Tem-se notado que a migração única e a rápida capacidade de dispersão de pragas agrícolas comuns, como a lagarta-do-cartucho, a lagarta-do-cartucho, a lagarta-do-taro e a traça-da-beterraba, dificultam a previsão de outras regiões. Alguns estudos consideraram Athetis lepigone como praga migratória22,23, mas a dinâmica migratória e a previsão desta praga são indefinidas. Recentemente, outro método de aprisionamento de luz foi introduzido, onde lâmpadas de holofotes de 1000 W foram usadas para o monitoramento de pragas migratórias18,24, o que tem um bom efeito de aplicação no monitoramento de pragas migratórias. Especula-se também que os métodos de captura luminosa não são suficientes para distinguir os insetos migratórios. Neste estudo, durante o pico migratório, o número de indivíduos adultos capturados por armadilha de holofote foi majoritariamente praga migratória, enquanto o número de indivíduos regionais foi desprezível. Isso ressalta que o período de emergência das espécies migratórias é bastante semelhante25. Para evitar indivíduos regionais, é importante considerar o período de pico migratório para capturar a abundância de indivíduos migrantes. Portanto, a identificação de insetos migratórios com lâmpadas de holofote e a classificação dos ovários são aspectos fundamentais. No entanto, existem poucos métodos para identificar a anatomia ovariana dos insetos migratórios 13,26,27,28,29. O método viável aqui apresentado é um trabalho inovador que estabelece o uso de ambos os tecidos ovarianos, sacos reprodutivos e graduação ovariana, para distinguir vários estágios de desenvolvimento e tentou discutir as propriedades da morfogênese dos tecidos ovarianos com mais detalhes do que estudos anteriores 11,21,30; especificamente com relação às pragas silvestres femininas mais perigosas, como H. armigera31, M. separata32 e S. litura33, que foram capturadas com lâmpadas de holofote.
A maioria dos estudos anteriores classificou o desenvolvimento ovariano usando métodos distintos para avaliar a identificação de insetos migratórios. O foco desses estudos foi a maturidade da cor da gema, oviposição, evolução do nascimento, frequência de acasalamento, etc.22,30,34,35. O método utilizado neste estudo introduziu evidências comparativas bidirecionais, baseadas em dois tecidos ovarianos. Para a lagarta-do-cartucho, lagarta-do-cartucho, lagarta-do-taro, traça-da-beterraba, Agrotis ipsilon, Spaelotis valida, Athetis lepigone e Mamestra brassicae, foram estudados sacos reprodutivos. Os estágios de desenvolvimento dos grãos de ovo foram avaliados diretamente em Helicoverpa armigera, Mythimna separata, Spodoptera litura e Spodoptera exigua para a anatomia ovariana. De acordo com a anatomia dos ovários adultos da fêmea do inseto, o desenvolvimento do ovo varia de espécie para espécie 16,17,36,37. Portanto, é útil estudar as morfologias ovarianas em ambos os níveis dos insetos migratórios, analisando os graus de desenvolvimento ovariano e sacos reprodutivos usando este método de dissecção.
Geralmente, o armazenamento em longo prazo ou inadequado, como flutuação na umidade, temperatura e fonte alimentar dos insetos capturados com lâmpadas de holofote, pode afetar o peso corporal, a saúde dos ovose o tamanho dos ovários5,38,39,40,41,42. Isso leva à dificuldade na classificação e dissecção de insetos no estágio posterior e leva a dados incompletos. Para minimizar esses erros, é necessário armazenamento adequado e de curto prazo. Além disso, após a aplicação do protocolo, fêmeas de tamanhos semelhantes foram selecionadas. Essa seleção e coleta de fêmeas economiza tempo, com resultados rápidos e significativos no presente estudo. Este método demonstra a dissecção de insetos migratórios adultos selvagens do ambiente natural e sua graduação ovariana. Para realizar esse protocolo com resultados efetivos, algumas etapas críticas devem ser consideradas. Por exemplo, a seleção de insetos do ambiente natural é um passo crucial para prevenir ovários vazios e ovos inférteis; O inseto vivo com órgãos de tecidos intactos é preferível, evitando insetos mortos, fracos, quebrados ou encolhidos da cavidade abdominal.
Assim, a dissecção dos tecidos ovarianos poderia ser estimada comparando-se gradientes ovarianos como na graduação ovariana de Bollworm (H. armigera) (Figura 4), os óvulos amadurecem de oogônias brancas leitosas e transparentes nos ovários para amarelo escuro. A postura dispersa de ovos (Figura 5) ocorre nas lagartas-do-cartucho, onde os ovários amadurecem de oogonia transparente branca leitosa e aparecem branco-leitosos ou amarelo-pálido. A lagarta taro apresentou desenvolvimento oblíquo a partir de células de oogônia brancas e transparentes leitosas, róseas e macias, e posteriormente amadurecidas com coloração marrom ou amarela (Figura 6). A continuação deste trabalho decide a anatomia ovariana em diferentes espécies ao mesmo tempo. Essa prática ajudará no campo da proteção de plantas a estudar o movimento de insetos e pode orientar a previsão de pragas.
Atualmente, este estudo apresenta algumas limitações. A aplicação deste método depende da análise detalhada dos grãos de ovo e das propriedades de desenvolvimento ovariano. Um dos principais desafios futuros é avançar e melhorar ainda mais a análise de campo para avaliar a dinâmica migratória de pragas femininas no ecossistema. Portanto, é necessário combinar dados de campo para análise estatística, pois a graduação ovariana é afetada por fatores ambientais, como quantificação anual de insetos migratórios, temperatura, umidade, direção do vento do local e do alimento, etc. Assumiu-se que todas as espécies teriam a mesma graduação ovariana e níveis de cápsulas de acasalamento. Ainda assim, precisa ser verificado com espécies relativamente semelhantes, uma vez que a disponibilidade de insetos na natureza varia e pode resultar em falta de previsão. Assim, ainda é necessário verificar a dissecção de espécies similares de fêmeas migrantes de altitude utilizando dois tecidos ovarianos no futuro.
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Disclosures
Os autores declaram não haver conflitos de interesse.
Acknowledgments
Este estudo foi apoiado pelo grande projeto de inovação científica e tecnológica (2020CXGC010802).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Digital camera | Canon ( China ) co., LTD | EOS 800D | |
| Dropper | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | ||
| Ethanol absolute (99.7%) | Shanghai Hushi Laboratory Equipmentco., LTD | ||
| Forceps | Vetus Tools co., LTD | ST-14 | |
| GT75 type halogen headlamp (1000 W) | Shanghai Yadeng Industry co., LTD | ||
| Helicoverpa armigera, Mythimna separate, Spodoptera litura, Spodoptera exigua | Jiyang district, Jinan city, Shandong province, China | ||
| Measuring cylinder, beaker, flask | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | ||
| Net bag | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | 0.5 m | |
| Net cages | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | 30 cm x 30 cm | |
| Petri dishes | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | 60 mm diameter |
References
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