Summary
El protocolo demuestra un método de disección simple y fácil, adecuado para insectos hembra migratorios de tipo silvestre capturados con trampas de reflectores. Esta técnica puede aclarar significativamente la misma especie comparando ambos tejidos reproductivos, es decir, el saco de apareamiento y el desarrollo ovárico de insectos hembra de tipo salvaje.
Abstract
Las plagas de insectos migratorios plantean serios desafíos para la producción y la seguridad alimentaria en todo el mundo. Las plagas migratorias pueden ser monitoreadas y capturadas usando trampas de reflectores. Una de las técnicas más importantes para la predicción de plagas migratorias es la identificación de las especies migratorias. Sin embargo, en la mayoría de los casos, es difícil obtener la información solo por la apariencia. Por lo tanto, el uso de los conocimientos adquiridos mediante el análisis sistemático del sistema reproductor femenino puede ayudar a comprender la morfología anatómica combinada del saco de apareamiento ovárico y la clasificación del desarrollo ovárico de los insectos migratorios de tipo silvestre capturados con trampas de reflectores. Para demostrar la aplicabilidad de este método, se evaluó directamente el estado de desarrollo ovárico y las etapas de desarrollo del grano de huevo en Helicoverpa armigera, Mythimna separata, Spodoptera litura y Spodoptera exigua para la anatomía ovárica, y se estudiaron los sacos de apareamiento ovárico en Agrotis ipsilon, Spaelotis valida, Helicoverpa armigera, Athetis lepigone, Mythimna separata, Spodoptera litura, Mamestra brassicae y Spodoptera exigua, para explorar sus relaciones. Este trabajo muestra el método de disección específico para predecir insectos migratorios de tipo silvestre, comparando el sistema reproductivo único de diferentes insectos migratorios. Luego, ambos tejidos, es decir, el ovario y los sacos de apareamiento, se investigaron más a fondo. Este método ayuda a predecir la dinámica y el desarrollo estructural de los sistemas reproductivos en insectos migratorios hembra de tipo silvestre.
Introduction
La migración de insectos juega un papel vital en la dinámica poblacional de la distribución mundial de insectos como Helicoverpa armigera - el gusano de la cápsula del algodón, Mythimna separada - el gusano cogollero oriental, Spodoptera litura - la oruga de la malanga, Spodoptera exigua - el gusano cogollero de la remolacha, que han sido reportados como plagas graves en China 1,2,3,4 . Las largas distancias de viaje, los movimientos estacionales, la alta fecundidad de las plagas migratorias y los factores ecológicos han traído grandes dificultades en la predicción, pronóstico y control de estas plagas5. El monitoreo de la migración de plagas es necesario para revelar la adaptabilidad y los cambios de comportamiento que facilitan la aparición de plagas migratorias de acuerdo con los cambios o ciclos climáticos6. Para mantener su crecimiento, reproducción y supervivencia, los insectos han adquirido adaptabilidad secuencial durante la evolución; Esta serie de vida adaptativa ha generado muchos cambios en el sistema reproductivo, como la estrategia migratoria que conduce al control del desarrollo ovárico en el largo proceso migratorio.
El desarrollo ovárico es común en las plagas migratorias, lo que afecta el crecimiento de su población7. Por lo tanto, el desarrollo ovárico ha sido un tema candente en la investigación de plagas migratorias durante mucho tiempo. Una serie de estudios han dado lugar a varios indicadores de desarrollo ovárico y estrategias de clasificación. Hasta ahora, se han utilizado varios métodos para analizar el desarrollo de los ovarios, por ejemplo, Loxostege sticticalis, el desarrollo del ovario de la polilla de la pradera, que incluye la etapa inicial de emplumado, el período de desove temprano, el período de desove y el final de la oviposición8. Algunos investigadores dividen los niveles ováricos en función del desarrollo del color de la yema en plagas migratorias de lepidópteros, como S. exigua - el gusano cogollero de la remolacha, Pseudaletia unipuncta - el gusano cogollero verdadero, y Cnaphalocrocis medinalis - la plegadora de hojas de arroz, etc.9,10,11,12. En estudios previos, los niveles de desarrollo ovárico de plagas, como el gusano del algodón y la carraca de la hoja de arroz, se dividieron en cinco etapas: etapa de depósito de yema, etapa de madurez del grano de huevo, espera madura para el nacimiento, período de ovogénesis máxima y etapa final de desove13,14. El desarrollo ovárico del barrenador europeo del maíz se dividió en seis etapas de desarrollo: etapa de deposición de la yema, maduración del huevo, disposición previa a los huevos, etapa de desove pico y etapa de desove final15.
Además, los insectos del mismo género tienen diferentes etapas de desarrollo, como los niveles de desarrollo ovárico de Spodoptera frugiperda , el gusano cogollero, que se dividen en cuatro niveles: etapa de deposición de la yema, espera madura para el parto, pico de ovipositividad y etapa final de desove16. Por otro lado, el desarrollo ovárico en Spodoptera exigua - la polilla de la remolacha - tiene cinco niveles: transparente, vitelogénesis, maduración de huevos, liberación de huevos y niveles de puesta tardíade huevos 17.
Los estudios anteriores solo pueden clasificar el desarrollo de niveles de desarrollo ovárico único a múltiples utilizando la madurez del color de la yema, la oviposición y el desarrollo de los huevos, pero la clasificación no se puede hacer en función de la anatomía del sistema reproductivo. El desarrollo de un ovario basado en la anatomía de la morfogénesis es un área menos estudiada. Aquí, el método de disección fue diseñado para predecir hembras migratorias en la población utilizando dos tipos de tejido ovárico, para elaborar su dinámica reproductiva basada en la morfogénesis anatómica de -etapa de desarrollo ovárico y saco de apareamiento- proporcionando evidencia directa para distinguir a las hembras migratorias de tipo silvestre.
Algunos estudios han encontrado que las especies migratorias de insectos Noctuidae fueron capturadas con frecuencia por reflectores18. El ovario de la mayoría de las especies migratorias de insectos Noctuidae se encuentra en las primeras etapas de desarrollo durante la etapa inicial de la migración y el nivel ovárico aumenta con el progreso migratorio. En este estudio se describe el método de disección para grados de desarrollo ovárico, para estudiar los dos tejidos reproductivos de diferentes plagas de la población femenina, captados por luz de búsqueda. Este método no solo avanza en la investigación para comprender la dinámica migratoria, sino que también facilita la clasificación de insectos, el estudio de la fisiología de los insectos, la predicción de plagas y el pronóstico de especies de plagas femeninas.
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Protocol
NOTA: Preste atención a las medidas de seguridad antes de atrapar insectos migratorios de tipo silvestre, se sugiere usar equipo de seguridad (guantes, camisas de manga larga y gafas). Además, apague la trampa cuando no esté en uso para evitar otros peligros de seguridad y sobrecalentar la luz. Es importante seguir los protocolos de seguridad antes de la disección, como el uso de guantes, gafas y bata de laboratorio para evitar la exposición a fluidos corporales y productos químicos.
1. Captura de insectos migratorios
- Comience este protocolo atrapando insectos con la lámpara del reflector. En este protocolo, la fuente del insecto de prueba es el distrito de Jiyang, ciudad de Jinan, provincia de Shandong, China (36.977088° N, 116.982747° E).
- Utilice el cuerpo principal de la lámpara del reflector, que está hecho de acero no oxidado, la caja, que es un cuerpo rectangular, y el faro halógeno tipo GT75, con una potencia de 1000 W. Coloque el faro en el medio como fuente de luz.
- Coloque un canal de recolección de insectos en forma de embudo en el interior y en la parte inferior de la luz, coloque una caja para la recolección de insectos con un diámetro de 5 cm, seguida de una bolsa de red de recolección de insectos de 60 pedidos (0,5 m x 0,5 m), que se usa para recolectar insectos atrapados por la luz. La proyección conocida de la luz está a unos 500 m sobre el suelo.
- Este protocolo hace énfasis en la dinámica migratoria de las hembras silvestres y el desarrollo de los ovarios; por lo tanto, recolectar diferentes especies de insectos (aquí la recolección se realizó de abril a agosto, durante 2021 a 2022). Evite recolectar insectos de tamaño pequeño y heridos, seleccione plagas grandes de tamaño similar para este experimento.
2. Preparación de insectos
- Transfiera todos los insectos recolectados de la bolsa de red (0,5 m) a la jaula de red (30 cm x 30 cm) y luego proporcione una placa de Petri que contenga una solución esterilizada de agua con miel al 10% (la alimentación es opcional). Colocar la jaula a 27 ± 2 °C, 65% ± 12% de humedad relativa y mantener en oscuridad durante 8-12 h.
- Seleccione hembras de tipo salvaje que hayan volado dentro de la jaula el mismo día, transfiéralas con cuidado a los tubos de viales individuales y cierre cada tubo con una tapa de algodón. Evite la manipulación directa, que podría dañar o lesionar a la plaga debido a una presión excesiva.
NOTA: Todas las hembras de tipo salvaje fueron capturadas durante la noche y la disección se realizó durante el día. Por lo tanto, cada experimento se realizó en un día.
3. Preparación para el método de parálisis de insectos (Figura 1)
- Coloque la plaga hembra seleccionada individualmente en un tubo de vial para moscas en el medio y anestesiar a la hembra con gas CO2 sosteniendo la aguja de la pistola de cerbatana para causar una parálisis leve. Para confirmar si la plaga está paralizada o no, empuje suavemente o toque la plaga con un cepillo suave. La falta de respuesta a los estímulos blandos y la inmovilidad indican una parálisis exitosa.
NOTA: La baja temperatura (-20 °C) también se puede utilizar como una técnica alternativa para paralizar insectos.
4. Disección de insectos
- Coloque la hembra recién paralizada en la placa de Petri de disección que contiene etanol absoluto (10 ml). Para evitar la influencia de los pelos de escamas y el polvo de las alas durante la disección, infiltre el insecto vivo o paralizado con alcohol absoluto y enjuague con agua limpia.
- Separe las alas dorsales de la unión del cuerpo del tórax y el abdomen, utilizando dos pares de fórceps.
- Transfiera el abdomen a una nueva placa de Petri desechable, que contenga una cantidad adecuada de agua (2-5 mm de profundidad), y pegue suavemente el exoesqueleto abdominal a lo largo de la línea ventral dorsal desde la boca puntiaguda hasta la cola, utilizando pinzas de disección. Repita los mismos pasos en el otro lado y luego póngalo en agua limpia para dispersar los tejidos intactos.
- Retire con cuidado los tejidos grasos de la epidermis con fórceps y tire y suelte suavemente los ovarios.
- Use pinzas de disección para eliminar suavemente las partículas de grasa y otros órganos alrededor de los ovarios. Generalmente, los ovarios de la plaga se pliegan principalmente hacia adentro a ambos lados del abdomen, intentan operar en un ambiente líquido mientras despliegan los ovarios, y lentamente despegan el saco de apareamiento desde el medio y recogen las partículas de grasa adheridas a las trompas ováricas.
- Sujete suavemente el ovario y el saco de acoplamiento desde el extremo posterior vertical y despliéguelo con cuidado hacia abajo. Para evitar daños durante el desdoblado, transfiera el ovario a una placa de Petri nueva o limpia que contenga agua. Sostenga la punta del ovario y despliegue el ovario hacia adentro; Realice este paso con cuidado para evitar daños en los ovarios.
5. Análisis de datos para la anatomía de los tejidos ováricos
- En este paso se evalúa el desarrollo de los huevos de cada insecto, siguiendo el color y el tamaño de los huevos, para juzgar su madurez. Luego, juzgue el grado ovárico de acuerdo con el desarrollo del óvulo.
NOTA: La división de varios niveles de desarrollo ovárico se divide principalmente, ya sea antes de la puesta de huevos o el desarrollo de huevos con el nivel de precipitación de la yema. El desarrollo del grano de huevo de los insectos se divide en etapas para mayor claridad, como la etapa de ocurrencia de la yema, la etapa de madurez de la yema y la etapa de muerte de la yema. La madurez del grano de huevo depende de la plenitud, el color y el tamaño del huevo para juzgar su madurez. - Después de la disección, asegúrese de separar los tejidos de los sacos de apareamiento de las hembras de los ovarios intactos y observe la morfología para distinguir la especie, ya que la anatomía de la mayoría de los sacos de apareamiento varía de una especie a otra. Por lo tanto, use sacos de apareamiento para distinguir entre especies.
- En este paso, evalúe la anatomía ovárica y analice la clasificación del desarrollo ovárico. Divida los tejidos ováricos en cinco grados (grado 1 a grado 5).
- Busque los siguientes cambios y estructura para organizar el tejido: primer grado (1) es una etapa temprana de desarrollo (lechoso transparente), abdomen lleno, cuerpo blando, graso, esponjoso, de color claro, difícil de pelar. El segundo grado (2) es la etapa de depósito de la yema y el grado de los ovarios por separado si es necesario después de observar el canal ovárico más largo y grueso. El tercer grado (3) tiene menos cuerpos grasos y solo unos pocos gránulos adheridos al ovario. El cuarto grado (4) parece menos elástico y fácil de romper, y algunos huevos pueden estar presentes en el medio de la trompa uterina. El quinto grado (5) es fácil de identificar con menos o ningún cuerpo graso, ovarios atróficos y frágiles.
- Captura imágenes con una cámara digital según las necesidades experimentales.
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Representative Results
Desarrollo de los huevos
El protocolo anterior se aplicó para analizar el desarrollo de los óvulos en el ovario. Para este propósito, en primer lugar, los huevos se clasificaron generalmente en cuatro etapas para distinguir la etapa temprana y madura del desarrollo del huevo entre todas las especies, por ejemplo, el gusano cogollero, el gusano cogollero, la oruga del taro y la polilla de la remolacha. Aquí, se observó la etapa temprana de emplumado (etapa transparente de color blanco lechoso). La figura 2A muestra que los ovarios aún no han comenzado a desarrollarse, el conducto ovárico es filamentoso con buena elasticidad. El grano de huevo formado no se puede visualizar a la luz del día, debido a la delicadeza de los huevos, y las manchas blancas lechosas se pueden ver con la transmisión de luz estirando la trompa ovárica.
El desarrollo ovárico (etapa de depósito de yema) contiene huevos grandes, ligeramente inmaduros y de color blanco lechoso, y los huevos están en estrecho contacto (Figura 2B). En la Figura 2C se puede observar la madurez pendiente de entrega (etapa de maduración), los huevos tienen forma de cuentas y están completamente maduros con color amarillo brillante. La figura 2D muestra el período de extinción de la yema (etapa final de desove), fragilidad de una trompa ovárica. La mayoría de los granos de huevo activos se liberan, solo unos pocos o ningún grano de huevo, y tal vez haya huevos inactivos.
Comparación de las morfologías de los sacos de apareamiento
Un total de ocho especies de hembras de tipo silvestre fueron comparadas sobre la base de sacos de apareamiento. El número de insectos de cada especie fue de más de 100. Se seleccionó como ejemplo el saco de apareamiento más representativo para su visualización (Figura 3). El saco de apareamiento de Helicoverpa armigera era una hélice derecha columnar con un lumen interno (Figura 3A). El saco de apareamiento de Mythimna separata tenía forma de G/anzuelo, con bandas de color marrón oscuro en el interior (Figura 3B). El saco de apareamiento de Agrotis ipsilon era lineal, con grandes espirales y quistes externos en el dorso (Figura 3C).
Spaelotis valida (Figura 3D) tenía un saco de apareamiento ligeramente delgado y en forma de J después del agrandamiento; Parece una pata y es de color ligeramente pardusco. La especie Spodoptera exigua muestra un saco blanco translúcido en forma de mancuerna con un quiste de burbuja en el medio, y el extremo distal es de color blanco lechoso (Figura 3E). El saco de apareamiento de Spodoptera litura es rojo al final de la boca, y la parte superior se puede observar como transparente de color blanco lechoso, y la cavidad quística interna es débilmente visible (Figura 3F). El saco de apareamiento de Pseudoptera lepigone es pequeño enrollado, con quistes externos que parecen una flor cerrada, de color blanco y marrón de arriba a abajo (Figura 3G), y Mamestra brassicae tiene un saco doble enrollado con quistes externos de color oliva (Figura 3H).
Clasificación del desarrollo ovárico en hembras migratorias de tipo salvaje
En el grado de desarrollo ovárico, se evaluaron los grados 1 a 5 en 4 especies femeninas de tipo silvestre, gusano de la cápsula, gusano cogollero, oruga de la malanga y polilla de la remolacha. Los resultados del análisis de la clasificación ovárica del gusano de la cápsula (H. armigera) (Figura 4) mostraron que el conducto ovárico es transparente y elástico con ovocitos visibles sutiles en el grado 1 (Figura 4A). El conducto ovárico es transparente, los óvulos son tiernos de color amarillo con envolturas transparentes en el grado 2 (Figura 4B). En el grado 3 (Figura 4C), no había cuerpos grasos grandes, solo unas pocas partículas de grasa estaban adheridas al conducto ovárico. El conducto ovárico es el más largo y grueso cerca del ovipositor, tiene una clara división de áreas maduras, áreas de crecimiento y áreas de proto-huevos, el conducto ovárico es amarillo y de color rosario completo. Los grados 4 y 5 (Figura 4D,E) mostraron racimos y menos huevos en los ovarios con color amarillo pálido y verdoso.
De manera similar, los cinco grados de observaciones se observaron en el gusano cogollero (M. separata), como se muestra en la Figura 5. Un cuerpo graso es una textura floculante compuesta por múltiples partículas de grasa, esponjosa, de color claro y de color blanco lechoso con ovocitos visibles finos y delicados (Figura 5A). En el grado 2, la estructura de la trompa ovárica es amarilla y está llena de huevos en forma de cuentas (Figura 5B). Mientras que los grados 3 y 4 (Figura 5C, D) están completamente maduros, el conducto ovárico es blanco y de color crema, y el grano de huevo es blanco con una envoltura de rizo transparente en el exterior, los huevos están llenos pero apiñados. El grado 5 muestra (Figura 5E) una disminución de la coloración de amarillo a marrón oscuro; Enfatiza la etapa final del ovario desarrollado.
También se observó la clasificación ovárica de la oruga de taro (S. litura) y la polilla de la remolacha (S. exigua) utilizando los mismos niveles de clasificación ovárica que se muestran en la Figura 6 y la Figura 7. Los ovarios de grado 1 y 2 (Figura 6A, B) de la oruga de taro eran delgados, agrandados y de color rosado en comparación con los ovarios de la polilla de la remolacha (Figura 7A, B), que son blancos, cortos, esponjosos y anchos. Ambos ovarios tienen grados similares de morfogénesis del conducto ovárico, con ovocitos visibles transparentes, elásticos y sutiles. Los resultados de grado 3 y 4 de ambas especies muestran que los ovarios se encuentran en la misma etapa de desarrollo, son de color amarillo oscuro con huevos llenos (Figura 6C,D). Por otro lado, se puede visualizar el mismo cambio de color de azul cielo a verdoso claro (Figura 7C,D); Este cambio de color indica la etapa madura del desarrollo de los ovarios. Se evaluó la oviposición tardía con racimos de huevos parduscos y pocos en el oviducto (Figura 6E). La figura 7E muestra un ovario con un oviducto delgado y racimos de huevos esponjosos que representan el desarrollo ovárico de grado 5 de los óvulos, con ovarios que gradualmente se vuelven más grandes y de color más oscuro, de color blanquecino-azulado.
Figura 1: Herramientas utilizadas para la experimentación. Las herramientas básicas necesarias para la disección de ovarios y saco de apareamiento de insectos migratorios. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Etapas de desarrollo de los huevos. Etapas de desarrollo del huevo en insectos migratorios de tipo silvestre (gusano cogollero, gusano cogollero, oruga del taro y polilla de la remolacha), (A) Etapa transparente de color blanco lechoso, (B) Etapa de deposición de la yema, (C) Etapa madura y (D) Etapa de desove final o período de extinción de la yema. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Sacos de apareamiento de diferentes insectos. (A) Saco de apareamiento de Helicoverpa armigera; (B) Saco de apareamiento de Mythimna separado; (C) Saco de apareamiento de Agrotis ipsilon; (D) Saco de apareamiento de Spaelotis valida; (E) Saco de apareamiento de Spodoptera exigua; (F) Saco de apareamiento de Spodoptera litura; (G) Saco de apareamiento de Athetis lepigone; (H) Saco de apareamiento de Mamestra brassicae. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Grado de desarrollo ovárico de Helicoverpa armigera. (Un) Grado 1 (período transparente lechoso); (B) El grado 2 representa el período de desarrollo ovárico (período de depósito de yema); (C) El grado 3 muestra un período maduro; (D) El grado 4 indica el grado de desove; y (E) el grado 5 representa la oviposición tardía. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5: Grado de desarrollo ovárico de Mythimna separata. (A) Grado 1 (período transparente lechoso); (B) El grado 2 representa el período de desarrollo ovárico (período de depósito de yema); (C) El grado 3 muestra un período maduro; (D) El grado 4 indica el nivel de desove; (E) El grado 5 representa la oviposición tardía. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6: Grado de desarrollo ovárico de Spodoptera litura. (A) Grado 1 (período transparente lechoso); (B) El grado 2 representa el período de desarrollo ovárico (período de depósito de yema); (C) El grado 3 muestra un período maduro; (D) El grado 4 indica el nivel de desove; (E) El grado 5 representa la oviposición tardía. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7: Grado de desarrollo ovárico de Spodoptera exigua. (A) Grado 1 (período transparente lechoso); (B) El grado 2 representa el período de desarrollo ovárico (período de depósito de yema); (C) El grado 3 muestra un período maduro; (D) El grado 4 indica el nivel de desove; (E) El grado 5 representa la oviposición tardía. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Los métodos de análisis ovárico se utilizan de forma rutinaria en la protección de las plantas, para dilucidar el movimiento del vuelo y la población de insectos para pronosticar 19,20,21 y para profundizar en las variaciones fisiológicas de los insectos. Se ha observado que la migración única y la rápida capacidad de dispersión de las plagas agrícolas comunes, como el gusano cogollero, el gusano cogollero, la oruga del taro y la polilla de la remolacha, dificultan la predicción en otras regiones. Algunos estudios consideraron a Athetis lepigone como plaga migratoria22,23, pero la dinámica migratoria y la predicción de esta plaga es esquiva. Recientemente, se introdujo otro método de captura de luz en el que se utilizaron lámparas de reflector de 1000 W para el monitoreo de plagas migratorias18,24, lo que tiene un buen efecto de aplicación en el monitoreo de plagas migratorias. También se especula que los métodos de captura de luz no son suficientes para distinguir a los insectos migratorios. En este estudio, durante el pico migratorio, el número de individuos adultos capturados por trampas de reflectores fueron principalmente plagas migratorias, mientras que el número de individuos regionales fue insignificante. Esto pone de manifiesto que el período de emergencia de las especies migratorias es bastante similar25. Para evitar individuos regionales, es importante considerar el período pico migratorio para atrapar la abundancia de individuos migrantes. Por lo tanto, la identificación de insectos migratorios con lámparas de reflectores y la clasificación de los ovarios son aspectos fundamentales. Sin embargo, existen pocos métodos para identificar la anatomía ovárica de los insectos migratorios 13,26,27,28,29. El método factible que aquí se presenta es un trabajo innovador que establece el uso tanto de los tejidos ováricos, como de los sacos de apareamiento y de la gradación ovárica, para distinguir las diversas etapas del desarrollo y trató de discutir las propiedades de morfogénesis de los tejidos ováricos con más detalle que los estudios previos 11,21,30; específicamente con respecto a las plagas hembras silvestres más peligrosas, como H. armigera31, M. separata32 y S. litura33 que fueron capturadas con lámparas de reflectores.
La mayoría de los estudios previos han clasificado el desarrollo ovárico utilizando métodos distintivos para evaluar la identificación de insectos migratorios. El enfoque de estos estudios fue la madurez del color de la yema, la oviposición, el desarrollo del nacimiento, la frecuencia de apareamiento, etc.22,30,34,35. El método utilizado en este estudio introdujo evidencia comparativa bidireccional, basada en dos tejidos ováricos. Para el gusano cogollero, el gusano cogollero, la oruga de la malanga, la polilla de la remolacha, Agrotis ipsilon, Spaelotis valida, Athetis lepigone y Mamestra brassicae, se estudiaron los sacos de apareamiento. Las etapas de desarrollo del grano de huevo se evaluaron directamente en Helicoverpa armigera, Mythimna separata, Spodoptera litura y Spodoptera exigua para la anatomía ovárica. De acuerdo con la anatomía de los ovarios adultos de la hembra del insecto, el desarrollo del huevo varía de una especie a otra 16,17,36,37. Por lo tanto, es útil estudiar las morfologías ováricas en ambos niveles de los insectos migratorios mediante el análisis de los grados de desarrollo ovárico y los sacos de apareamiento mediante el uso de este método de disección.
En general, el almacenamiento a largo plazo o inadecuado, como la fluctuación de la humedad, la temperatura y la fuente de alimento de los insectos atrapados con lámparas de reflectores, puede afectar el peso corporal, la salud de los huevos y el tamaño de los ovarios 5,38,39,40,41,42. Esto dificulta la clasificación y disección de los insectos en la etapa posterior y conduce a datos incompletos. Para minimizar estos errores, es necesario un almacenamiento adecuado y a corto plazo. Además, después de aplicar el protocolo, se seleccionaron hembras de tamaño similar. Esta selección y colecta de hembras supone un ahorro de tiempo, con resultados rápidos y significativos en el presente estudio. Este método demuestra la disección de insectos migratorios adultos de tipo silvestre del medio natural y su clasificación ovárica. Para llevar a cabo este protocolo con resultados efectivos, se deben considerar algunos pasos críticos. Por ejemplo, la selección de insectos del entorno natural es un paso crucial para prevenir los ovarios vacíos y los óvulos infértiles; Es preferible el insecto vivo con los órganos de los tejidos intactos, evitando los insectos muertos, débiles, rotos o encogidos de la cavidad abdominal.
En consecuencia, la disección de los tejidos ováricos podría estimarse comparando gradientes ováricos como en la clasificación ovárica del gusano de la cápsula (H. armigera) (Figura 4), los óvulos maduran de blanco lechoso y oogonía transparente en los ovarios a amarillo oscuro. La puesta dispersa de huevos (Figura 5) ocurre en los gusanos cogolleros, donde los ovarios maduran a partir de una oogonía transparente de color blanco lechoso y aparecen de color blanco lechoso o amarillo pálido. La oruga de taro mostró el desarrollo de oblicuos a partir de células de oogonía transparentes de color blanco lechoso que eran rosadas y tiernas, y maduraron aún más con coloración marrón o amarilla (Figura 6). La continuación de este trabajo decide la anatomía ovárica en diferentes especies al mismo tiempo. Esta práctica ayudará en el campo de la protección fitosanitaria a estudiar el movimiento de los insectos y puede guiar la predicción de plagas.
En la actualidad, este estudio tiene algunas limitaciones. La aplicación de este método depende del análisis detallado de los granos de huevo y de las propiedades del desarrollo ovárico. Un desafío futuro clave en curso es seguir avanzando y mejorando el análisis de campo para evaluar la dinámica migratoria de las plagas hembra en el ecosistema. Por lo tanto, es necesario combinar los datos de campo para el análisis estadístico, ya que la clasificación ovárica se ve afectada por factores ambientales como la cuantificación anual de los insectos migratorios, la temperatura, la humedad, la dirección del viento del sitio y el alimento, etc. Se asumió que todas las especies tendrían los mismos niveles de gradación ovárica y cápsula de apareamiento. Aún así, es necesario verificarlo con especies relativamente similares, ya que la disponibilidad de insectos en la naturaleza varía y puede resultar en una falta de predicción. Por lo tanto, todavía es necesario verificar la disección de especies similares de hembras migratorias de gran altitud utilizando dos tejidos ováricos en el futuro.
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Disclosures
Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.
Acknowledgments
Este estudio contó con el apoyo del gran proyecto de innovación científica y tecnológica (2020CXGC010802).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Digital camera | Canon ( China ) co., LTD | EOS 800D | |
| Dropper | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | ||
| Ethanol absolute (99.7%) | Shanghai Hushi Laboratory Equipmentco., LTD | ||
| Forceps | Vetus Tools co., LTD | ST-14 | |
| GT75 type halogen headlamp (1000 W) | Shanghai Yadeng Industry co., LTD | ||
| Helicoverpa armigera, Mythimna separate, Spodoptera litura, Spodoptera exigua | Jiyang district, Jinan city, Shandong province, China | ||
| Measuring cylinder, beaker, flask | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | ||
| Net bag | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | 0.5 m | |
| Net cages | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | 30 cm x 30 cm | |
| Petri dishes | Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD | 60 mm diameter |
References
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