Summary

リビングでのイメージング、細胞の形状の変更ショウジョウバエ

Published: March 30, 2011
doi:

Summary

ショウジョウバエ、キイロショウジョウバエ、開発の初期段階はよくイメージングアプローチに適している細胞の形状の変更の数によって特徴付けられる。この記事では、ショウジョウバエの胚のライブ共焦点イメージングに必要な基本的なツールと方法を説明します、そして細胞化と呼ばれる細胞の形状変化に焦点を当てます。

Abstract

開発キイロショウジョウバエの胚では、共焦点イメージングを生きるために非常に従順な細胞形状の変化の回数を受ける。ハエの細胞の形状の変化は、高等生物と似ています、そして、彼らは組織の形態形成を駆動する。そう、多くの場合、彼らの研究は、ヒトの疾患(表1)1-5を理解するための直接的な意味を持っています。サブセルラー規模で、これらの細胞形状の変化は、遺伝子発現からシグナル伝達、細胞極性、細胞骨格の再構成と膜輸送に至るまでの活動の産物です。このように、 ショウジョウバエの胚は、彼らが組織の形態形成に関連する細胞の形状の変化を評価するだけでなく、文脈を提供するだけでなく、形状の細胞がそのサブ細胞の活動を研究するために完全に生理学的な環境を提供しています。

プロトコルは、画像細胞化と呼ばれる特定の細胞の形状変化をするように設計されてここで説明する。細胞化は、劇的な細胞膜の成長の過程であり、そしてそれは最終的に細胞性胞胚にシンシチウム胚を変換します。有糸分裂サイクル14の相間で、すなわち、原形質膜は、同時に一次上皮細胞のシートを生成するために〜6000皮質固定された核のそれぞれの周囲に陥入する。前の提案にカウンター、細胞化は、ミオシン- 2収縮6によって駆動されていませんが、代わりに主に内部貯蔵7から膜のエキソサイトーシスによって支えられています。従って、細胞化は、細胞質分裂や筋肉の横-細管(T管)形態形成などの原形質膜の陥入や拡張を必要とする細胞の形状の変化、中膜輸送を研究するための優れたシステムです。

このプロトコルは簡単に​​ハエの胚で他の細胞の形状変化のイメージングに適用される、そして唯一のそのような胚のコレクションのステージを変更する、または特定の方向(表で胚をマウントする"胚の接着剤"を使用するなど、わずかな適応を必要としていることに注意してください1)8-19。すべてのケースでは、ワークフローは基本的には(図1)と同じです。クローニングおよびショウジョウバエ遺伝子導入のための標準的な方法は、緑色蛍光タンパク質(GFP)またはその変異体に融合された、興味のあるタンパク質を発現するサシバエの在庫を準備するために使用され、これらのハエでは胚の再生可能エネルギー源を提供しています。また、蛍光蛋白質/プローブを直接簡単なマイクロインジェクション技術90から10を経由してハエの胚に導入されています。その後、発生事象および撮像される細胞の形状変化に応じて、胚を回収して解剖顕微鏡で形態によって上演され、最後に位置し、共焦点顕微鏡でタイムラプスイメージングのためにマウント。

Protocol

1。胚のコレクションカップを組み立てる可能な限りスムーズにエッジを作り、かみそりで100mLのトライコーンビーカーの底を切り取ります。これは絶対に必要ではないがカップは、この他、トップのオフ三つ角をトリミングした場合の処理​​が容易です。 ワイヤーメッシュ(6センチメートル× 6 cm)の正方形をカット。予め温めておいたホットプレート上で、内部の換気フ?…

Discussion

ここに記述されているプロトコルは、開発途上ハエの胚の細胞の形状の変化の数のライブ、共焦点イメージングを可能にするでしょう。イメージングのためのGFPの株式は、個々の研究室(表2)により調製するが、多くのそのような株は、インディアナ大学(アットブルーミントンショウジョウバエストックセンターとしてのセンターからも公開されていることができる<a href="http://flyst…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

我々は感謝して、このプロトコルが開発された基盤を提供するエリックヴィーシャウを、認めます。私たちの仕事は、ヴァーナ&マーズマクリーン生化学部および分子生物学スタートアップ賞、ベイラー医科大学でサポートされています。

Materials

Material Name Type Company Catalogue Number Comment
Slides   Fisherbrand/Fisher Scientific 12-550-343  
Cover slips 25×25   Fisher Scientific (Corning #2865-25) 1 2-524C  
Squirt bottles (H2O)   Fisher Scientific 02-897-11  
50 ml Falcon tubes   Fisher Scientific (BD# 352070) 14-432-22  
Bulbs for small pipets, 1 mL   Fisherbrand/Fisher Scientific 03-448-21  
Scintillation vials with caps   VWR (Wheaton #986546) 66021-533  
Tri-Corn Beakers, 100 mL   Electron Microscopy Sciences 60970  
BD Falcon Petri dish 60x15mm   Fisher Scientific (BD# 351007) 08757 100B  
BD Falcon Cell strainer   Fisher Scientific (BD#352350) 08-771-2  
Yellow pipet tips   Ranin L200  
Stainless steel mesh, 304, 12×24   Small Parts CX-0150-F-01  
Glass 5¾ inch Pasteur Pipets   Fisherbrand/Fisher Scientific 13-678-20B  
P4 Filter paper   Fisherbrand/Fisher Scientific 09-803-6F  
Rubber bands   Office Max A620645  
Scotch double-sided tape, ½ inch   Office Max A8137DM-2  
Robert Simmons Expression paint brushes E85 round #2   Jerry’s Artarama 56460  
Dumont #5 Forceps High Precision Inox   Electron Microscopy Services 72701-DZ  
Razor blades   VWR (BD #214010) 55411-050  
Halocarbon Oil 27   Sigma-Aldrich H 8773  
Heptane   Fisher Chemical/Fisher Scientific H360-1  
BD Bacto Agar   VWR (BD# 214010) 90000-760  
Sucrose   Sigma-Aldrich S7903  
p-Hydroxybenzoic acid   Sigma-Aldrich H5501  
Red Star Active Dry Yeast   LeSaffre 15700  
Paper towels, C-fold   Kleenex    
Heavy duty aluminum foil   Reynolds Wrap    
Bleach   Austin’s A-1 Commercial    
100% Apple juice   Ocean Spray or Tree Top    

References

  1. Sagona, A. P., Stenmark, H. Cytokinesis and cancer. FEBS Lett. 584, 2652-2661 (2010).
  2. Baum, B., Settleman, J., Quinlan, M. P. Transitions between epithelial and mesenchymal states in development and disease. Semin Cell Dev Biol. 19, 294-308 (2008).
  3. Kibar, Z., Capra, V., Gros, P. Toward understanding the genetic basis of neural tube defects. Clin Genet. 71, 295-310 (2007).
  4. Jazwinska, A., Ribeiro, C., Affolter, M. Epithelial tube morphogenesis during Drosophila tracheal development requires Piopio, a luminal ZP protein. Nat Cell Biol. 5, 895-901 (2003).
  5. Martin, P., Parkhurst, S. M. Parallels between tissue repair and embryo morphogenesis. Development. 131, 3021-3034 (2004).
  6. Royou, A., Field, C., Sisson, J. C., Sullivan, W., Karess, R. Reassessing the role and dynamics of nonmuscle myosin II during furrow formation in early Drosophila embryos. Mol Biol Cell. 15, 838-850 (2004).
  7. Lecuit, T., Wieschaus, E. Polarized insertion of new membrane from a cytoplasmic reservoir during cleavage of the Drosophila embryo. J Cell Biol. 150, 849-860 (2000).
  8. Mavrakis, M., Rikhy, R., Lippincott-Schwartz, J. Plasma membrane polarity and compartmentalization are established before cellularization in the fly embryo. Dev Cell. 16, 93-104 (2009).
  9. Cao, J., Crest, J., Fasulo, B., Sullivan, W. Cortical Actin Dynamics Facilitate Early-Stage Centrosome Separation. Curr Biol. , (2010).
  10. Cao, J., Albertson, R., Riggs, B., Field, C. M., Sullivan, W. N. u. f. a Rab11 effector, maintains cytokinetic furrow integrity by promoting local actin polymerization. J Cell Biol. 182, 301-313 (2008).
  11. Sokac, A. M., Wieschaus, E. Local actin-dependent endocytosis is zygotically controlled to initiate Drosophila cellularization. Dev Cell. 14, 775-786 (2008).
  12. Fox, D. T., Peifer, M. Abelson kinase (Abl) and RhoGEF2 regulate actin organization during cell constriction in Drosophila. Development. 134, 567-578 (2007).
  13. Martin, A. C., Kaschube, M., Wieschaus, E. F. Pulsed contractions of an actin-myosin network drive apical constriction. Nature. 457, 495-499 (2009).
  14. Bertet, C., Sulak, L., Lecuit, T. Myosin-dependent junction remodelling controls planar cell intercalation and axis elongation. Nature. 429, 667-671 (2004).
  15. Blankenship, J. T., Backovic, S. T., Sanny, J. S., Weitz, O., Zallen, J. A. Multicellular rosette formation links planar cell polarity to tissue morphogenesis. Dev Cell. 11, 459-470 (2006).
  16. Caussinus, E., Colombelli, J., Affolter, M. Tip-cell migration controls stalk-cell intercalation during Drosophila tracheal tube elongation. Curr Biol. 18, 1727-1734 (2008).
  17. Gervais, L., Casanova, J. In vivo coupling of cell elongation and lumen formation in a single cell. Curr Biol. 20, 359-366 (2010).
  18. Gorfinkiel, N., Blanchard, G. B., Adams, R. J., Arias, M. a. r. t. i. n. e. z., A, . Mechanical control of global cell behaviour during dorsal closure in Drosophila. Development. 136, 1889-1898 (2009).
  19. Solon, J., Kaya-Copur, A., Colombelli, J., Brunner, D. Pulsed forces timed by a ratchet-like mechanism drive directed tissue movement during dorsal closure. Cell. 137, 1331-1342 (2009).
  20. Bownes, M. A photographic study of development in the living embryo of Drosophila melanogaster. J Embryol Exp Morphol. 33, 789-801 (1975).
  21. Sokac, A. M., Wieschaus, E. Zygotically controlled F-actin establishes cortical compartments to stabilize furrows during Drosophila cellularization. J Cell Sci. 121, 1815-1824 (2008).
  22. Morin, X., Daneman, R., Zavortink, M., Chia, W. A protein trap strategy to detect GFP-tagged proteins expressed from their endogenous loci in Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 15050-15055 (2001).
  23. Oda, H., Tsukita, S. Real-time imaging of cell-cell adherens junctions reveals that Drosophila mesoderm invagination begins with two phases of apical constriction of cells. J Cell Sci. 114, 493-501 (2001).
  24. Kiehart, D. P., Galbraith, C. G., Edwards, K. A., Rickoll, W. L., Montague, R. A. Multiple forces contribute to cell sheet morphogenesis for dorsal closure in Drosophila. J Cell Biol. 149, 471-490 (2000).
check_url/2503?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Figard, L., Sokac, A. M. Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos. J. Vis. Exp. (49), e2503, doi:10.3791/2503 (2011).

View Video