Summary
La aplicación de un paradigma temor condicionamiento clásico de comportamiento para auditivo protésico investigación en ratas se ha descrito. Este paradigma proporciona un mecanismo para identificar tanto la detección de, y la discriminación entre, acústica diferente y los estímulos eléctricos utilizando la frecuencia cardíaca como medida de resultado.
Abstract
Preparaciones agudas de origen animal se han utilizado en la investigación prospectiva, la investigación de los diseños de los electrodos y las técnicas de estimulación para su integración en las prótesis auditivas neuronales, tales como los implantes auditivos de tronco cerebral 1-3 y los implantes auditivos del cerebro medio 4,5. Mientras que los experimentos agudos pueden dar la penetración inicial de la eficacia del implante, para probar los animales crónicamente implantados y despierto proporciona la ventaja de examinar las propiedades psicofísicas de las sensaciones inducida mediante dispositivos implantados 6,7.
Varias técnicas como la recompensa basada en el condicionamiento operante 6-8, 9.11 de evitación condicionada, o condicionamiento clásico de miedo 12 se han utilizado para proporcionar una confirmación de la detección del comportamiento de un atributo de estímulo relevante. La selección de una técnica se refiere a aspectos de balance, incluidas la eficiencia del tiempo (a menudo pobres en base recompensa enfoques), la capacidad de probar una pluralidad deestímulo atribuye al mismo tiempo (limitado en evitación condicionada), y la fiabilidad de la medida de estímulos repetidos (una restricción potencial cuando se emplean medidas fisiológicas).
Aquí, un método temor condicionamiento conductual clásica se presenta lo que puede ser utilizado para probar simultáneamente tanto la detección de un estímulo, y la discriminación entre dos estímulos. Ritmo cardíaco se utiliza como una medida de la respuesta de miedo, lo que reduce o elimina el requisito de tiempo de codificación de vídeo para el comportamiento de congelación o de otras medidas tales (aunque estas medidas podrían ser incluidos para proporcionar evidencia convergente). Los animales fueron condicionados uso de estas técnicas en tres sesiones de acondicionamiento de 2 horas, cada uno proporcionando 48 ensayos de estímulo. 48-posteriores sesiones de evaluación del ensayo se utilizaron luego para la prueba de detección de cada estímulo en pares presentados, y la discriminación entre los estímulos de prueba miembros de cada par.
Este método de comportamiento se presenta enel contexto de su utilización en la investigación auditiva protésica. La implantación de dispositivos de telemetría electrocardiograma se muestra. Tras la implantación de electrodos cerebrales en el núcleo coclear, guiado por el seguimiento de las respuestas neuronales a los estímulos acústicos, y la fijación del electrodo en el lugar para el uso crónico se muestran del mismo modo.
Protocol
1. Telemetría Electrocardiograma implantación de dispositivos
- Una hora antes del comienzo implantación cirugía, administrar carprofeno (4 mg / kg sc) para proporcionar analgesia postoperatoria.
- Inyectar ketamina / xilazina (Ke: 70 mg / kg, XY: 10 mg / kg, ip) para la anestesia para permitir la preparación inicial de animales incluyendo el afeitado y la inserción de barras de oído antes de cambiar a isoflurano anestesia que es más estable durante la cirugía que permite una mejor regulación de la profundidad y acorta la recuperación post-quirúrgica de la anestesia.
- Al inicio de la anestesia, aplicar lubricante ocular para los ojos del animal y luego afeitar el tórax, el abdomen y la garganta. Limpie la piel expuesta con lavado quirúrgico, seguido de preparación de la piel alcohólica, seguida de una solución antiséptica. Coloque la jaula de alojamiento en una manta térmica para calentar.
- Colocar el animal en decúbito supino sobre una placa de homeotermos. Inserte la guata por debajo del cuello para elevar y exponer la garganta.
- Coloque la nariz co-ne (entrega 1-3% vol / vol isoflurano en oxígeno, 2 L por minuto) sobre la nariz del animal y fijar el cono en su lugar.
- Fijar las partes delanteras extremidades en una posición semi-extendida para generar tensión de la piel sobre el tórax y la garganta y la nariz para evitar el deslizamiento libre de la ojiva.
- Insertar la sonda de la manta homeotermos en el recto del animal.
- Hacer una incisión central en la piel que se extiende desde el proceso xifoides 20 mm caudalmente para exponer la capa muscular. Hacer una incisión a lo largo del juego línea alba, a continuación, la cavidad peritoneal.
- Insertar el dispositivo de telemetría de ECG en la cavidad peritoneal con cables que se extienden desde el extremo rostral de la abertura, y suturar el caudal de 15 mm de la abertura en el peritoneo.
- Hacer una incisión en la garganta que cubre la tráquea, dejando al descubierto el músculo esternohioideo.
- Inserte unas pinzas de cocodrilo del oído en el espacio subcutáneo de la incisión hacia rostral caudal, y utilizar estos para formar una subcutaneous túnel de la rostral a la incisión caudal. Sujete el cable positivo (rojo) de plomo en las pinzas y retirar el plomo a través del túnel.
- Levante el músculo esternohioideo el uso de fórceps e inserte la punta del cable positivo dorsalmente hacia el mediastino anterior derecha, dejando aproximadamente un bucle de 1 mm de cable de rostral a la inserción. Suture el plomo en el que se extiende desde la cavidad torácica y en la parte superior del bucle al músculo subyacente.
- Exponer la pared dorsal de la xifoides, y suturar la punta del cable negativo de la superficie expuesta.
- Ver la señal del dispositivo implantado para asegurar una adecuada ECG puede ser obtenido.
- Pase el cable sobrante dentro de la cavidad peritoneal. Sutura cerró la pared peritoneal, la línea alba, y la piel abdominal.
- Sutura cerró la piel de la garganta.
- Dejar de entrega de isoflurano, y continuar ofreciendo el oxígeno hasta que el movimiento espontáneo que se observa.
- Cuando se observa el movimiento, suelte la extremidades anteriores unad devolver el animal a su jaula. Mover la jaula de alojamiento de modo que aproximadamente la mitad de la jaula está en la almohadilla de calor. Esto permitirá que el animal, cuando móvil, para moverse entre las zonas más calientes y más frías de la jaula. Supervisar el animal hasta ambulatoria, y salir de la jaula en la manta térmica durante 24 horas.
- Administrar carprofeno (4 mg / kg sc) cada 24 horas durante 3-5 días.
2. Cerebro implante de electrodos
- Una hora antes del comienzo del implante, administrar carprofeno (4 mg / sc kg) para analgesia postoperatoria.
- Inyectar ketamina / xilazina (Ke: 70 mg / kg, XY: 10 mg / kg, ip) para la anestesia.
- Al inicio de la anestesia, aplique ungüento oftálmico para proteger los ojos, luego afeitarse la cabeza del animal. Limpie la piel expuesta con betadine matorrales, seguido por el alcohol, seguido de betadine.
- Colocar el animal en decúbito prono sobre una placa de homeotermos.
- Posición una barra hueca oído aproximadamente en la posición final esperado,y levantar y posicionar el animal para que la barra oído está situado en el meato acústico externo.
- Deslice la segunda barra hueca en la oreja del conducto auditivo externo contralateral.
- Con unas pinzas de dientes de rata, abrir la mandíbula del animal y conectar los incisivos superiores sobre el soporte del diente.
- Deslice la ojiva sobre la nariz, y comenzará la entrega de isoflurano (1-3% v / v de oxígeno). Los animales se mantienen ahora en toda la cirugía con este anestésico.
- Hacer una incisión en la piel de la cabeza, de aproximadamente 1 mm a la izquierda de la línea media y se extiende desde 3-4 mm rostral a 2-3 mm caudal de lambda.
- Retirar la piel y el músculo lateral de la incisión, dejando al descubierto el hueso parietal y hueso interparietal. Frote la superficie del hueso expuesto usando 20% de solución de peróxido de hidrógeno y una gasa.
- Perforar un pequeño agujero en los huesos parietales izquierdo y derecho, y atornillar un tornillo de acero quirúrgico en cada agujero dejando un pequeño (0,5 mm) de espacio entre la HEAd de cada tornillo y la habilidad. Conectar estos tornillos al suelo y puntos de referencia de los electrodos del cabezal de la platina de alta impedancia.
- Haga un agujero de aproximadamente 2 mm de lado en la extensión lateral-la mayoría de los huesos interpariental. Limpie el orificio con solución salina estéril para eliminar el polvo de hueso o fragmentos de hueso que pueden dañar el electrodo.
- Coloque el altavoz de acoplamiento a la barra hueca oído izquierdo.
- Con la punta de una aguja, hacer una incisión en la duramadre en el plano sagital.
- Llevar el manipulador electrodo en su sitio encima de la abertura, con un ángulo de 10 ° caudorostral. Insertar el electrodo manualmente aproximadamente 2 mm en la superficie del cerebro. Asegúrese de que el amplificador está encendido, y luego sellar la cámara de grabación.
- Comenzar la entrega cíclica de la baja (2-8 kHz), de rango medio (16-24 kHz) y alta (32 kHz-44kHz) la frecuencia de paso de banda de ruido filtrado. La tasa máxima a la que estalla deben ser entregados es una explosión cada 200 ms. Supervisar la actividad neuronal unt cada canal para detectar las respuestas a la presentación de ruido.
- Continuar la inserción del electrodo hasta que la distancia total insertado se está acercando a 8 mm. Si el límite de 8 mm se alcanza sin respuestas neuronales que se detectan, retirar y volver a colocar el electrodo a otro de inserción. Si el núcleo coclear (NC) se ha alcanzado, los sitios en la punta del electrodo se debe principalmente a que muestra las respuestas de alta frecuencia estímulos. Si los electrodos están situados en el núcleo ventral coclear (VCN), las respuestas a estímulo acústico debe tener un componente comienzo fuerte (1-5 ms), seguido por una rápida disminución de la actividad.
- Continuar para insertar el electrodo hasta que las puntas de los electrodos detectar las respuestas a los estímulos de baja frecuencia, o auditivo impulsada por la actividad deja de producirse (en cuyo caso, el electrodo puede haber pasado completamente a través de la NC y puede ser necesario revisar el electrodo colocación).
- Construir un mapa de la respuesta en frecuencia de amplitud de las neuronas en el electrodo sitas. Esto se consigue por el sonido presentado en toda la gama de frecuencia deseada (normalmente 1-44 kHz o 1-80) a amplitudes 1-70 dB, con 10 repeticiones de cada estímulo. Un estímulo puede ser entregado cada 300 ms hacer el mapa de la NC. Si el mapa es inadecuada, considerar la revisión de la colocación del electrodo.
- Aplicar una fina capa de elastómero de silicona ligeramente por encima de los vástagos de los electrodos expuestos, de tal manera que el elastómero fluirá hacia abajo los vástagos y capa de ambos vástagos y la superficie expuesta del cerebro.
- Aplicar una primera capa de cemento de polímero prótesis alrededor del electrodo. El cemento debe ser mínimamente viscoso, para reducir el riesgo de que el electrodo se mueve en el proceso de aplicación. Asegúrese de que el polímero no cubre los tornillos en los huesos parietales o los cables conectados. Espere a que el acrílico se endurezca, lo que suele tardar unos 5-10 minutos.
- Separar la tierra y los cables de referencia del cabezal de la platina de los tornillos en los huesos parietales. Con unas pinzas, gently enrollar el cable de tierra del electrodo alrededor del tornillo en el hueso parietal izquierdo.
- Aplicar una segunda capa de cemento de polímero prótesis. Esta segunda capa debe encapsular los dos tornillos, y el flujo en el espacio entre la cabeza del tornillo y el cráneo. De este modo, los tornillos se mantenga el acrílico y el electrodo en el cráneo. Espere a que el acrílico se endurezca.
- Quitar el cabezal de la platina del conector del electrodo.
- El uso de pinzas de dientes de rata, levantar la piel lateral al polímero sobre el polímero, y utilizar una sutura en bolsa de tabaco para cerrar la piel alrededor del conector del electrodo expuesto.
- Eliminar las barras de los oídos, la liberación de la cabeza.
- Fin de la entrega de isoflurano, y continuar proporcionando oxígeno a través del cono de la nariz hasta que el movimiento espontáneo que se observa.
- Volver al animal a la jaula de alojamiento. Mover la jaula de alojamiento de modo que aproximadamente la mitad de la jaula está en la almohadilla de calor. Esto permitirá que el animal, cuando móvil, para moverse entre las zonas más calientes y más frías de lajaula.
- Supervisar el animal hasta ambulatoria. Deja la jaula de alojamiento en la almohadilla de calor durante 24 horas.
- Administrar carprofeno (4 mg / kg sc) cada 24 horas durante 3-5 días.
3. Acondicionamiento
- Colocar el animal en la cámara de prueba.
- Active el dispositivo de telemetría ECG.
- Deje que el animal para aclimatarse a la cámara de prueba durante cinco minutos antes de comenzar el acondicionamiento. Esto permitirá que el ritmo cardíaco para volver a una línea de base, como la manipulación conduce a la elevación del ritmo cardíaco.
- Realice el procedimiento de acondicionamiento:
- Entregar un miembro seleccionado al azar de la pareja de estímulo acústico en varias ocasiones en ráfagas de 250 ms, separados por 250 ms de silencio por 80-170 s. Cada presentación del estímulo debe tener un tiempo de subida y caída de 10 ms para evitar un "clic" que se percibe, que la percepción cubre una gama de frecuencias de sonido.
- Comenzar alternando el segundo miembro del par de estímulo acústico con la primera, presentando each para el tono de 250 ms seguido por una ms 250 de silencio.
- Después de 9,5 s de la s 10 periodo de la alternancia de presentación de tonos, administrar un ms 0,5 pies de choque (0,7 mA).
- Dejar de presentaciones de tono durante 30 s para permitir que el ritmo cardíaco se estabilice.
- Reanudar la entrega tono de par (de 3.4.1). Pares de tonos de manera óptima debe ser presentado en una secuencia aleatoria, y al menos 12 pares de tono se debe utilizar para asegurar que el condicionamiento generaliza a todos los pares de frecuencia y no es específico para las frecuencias de tono utilizados. Continúe este proceso hasta 48 ciclos del procedimiento (ensayos) se han completado.
- Desactive el dispositivo de ECG, y devolver el animal a la jaula.
4. Pruebas
- Anestesiar al animal utilizando isoflurano (1-3% vol / vol en oxígeno).
- Conecte el cable de estimulación neuronal para el conector del electrodo expuesta.
- Colocar el animal en la cámara de prueba.
- Active el dispositivo de telemetría ECG. </ Li>
- Deje que el animal pueda recuperarse de la anestesia isoflurano y aclimatarse a la cámara de prueba durante diez minutos antes de comenzar la prueba. Esto permitirá que el ritmo cardíaco para volver a una línea de base y la recuperación de la breve efecto anestésico.
- Realice el procedimiento de prueba.
- Entregar un miembro seleccionado al azar de un par de estímulo acústico en varias ocasiones en ráfagas de 250 ms, separados por 250 ms de silencio por 80-170. Cada presentación del estímulo debe tener un tiempo de subida y caída de 10 ms para evitar un "clic" que se percibe, que la percepción cubre una gama de frecuencias de sonido.
- Comenzar alternando el segundo miembro de la pareja estímulo acústico con la primera, la presentación de cada tono de 250 ms, seguido de 250 ms de silencio.
- Después de 9,5 s de la s 10 periodo de la alternancia de presentación de tonos, administrar un 0,5 ms pies choque.
- Dejar de presentaciones de tono durante 30 s para permitir que el ritmo cardíaco se estabilice.
- Comenzar la entrega de un azar selemiembro de la Dirección Ejecutiva de un par de estimulación cerebral eléctrica en varias ocasiones, con períodos de 250 ms de estimulación, separados por 250 m de la no estimulación de 80 a 170 s.
- Comenzar alternando el segundo miembro del par de estímulo con la primera, presentando cada estímulo para 250 ms seguido por un 250 ms no estimulación período. Continúe alternando la estimulación durante 10 s.
- Dejar de presentaciones de los estímulos durante 30 s para permitir que el ritmo cardíaco se estabilice.
- Reanudará la entrega de estímulo par (de 4.6.5 o 4.6.1). Pares de estímulo deben ser presentados en una secuencia aleatoria, y por lo menos 20 ensayos de cada par de estímulo deben ser entregados para garantizar la suficiente frecuencia cardíaca se recopilan los datos para proporcionar un resultado medio claro y minimizar la variabilidad. Distribución de los ensayos con los estímulos acústicos a lo largo de la sesión de pruebas reduce la probabilidad de que la extinción se producirá durante el procedimiento.
- Desconecte el cable de la estimulación del animal.
- Desactive la devi ECGce.
- Volver al animal a la jaula de alojamiento.
5. Los resultados representativos
Una muestra de grabación ECG tomada usando el dispositivo de telemetría implantado una semana después de la implantación se muestra en la Figura 1. Tal grabación típicamente se puede obtener de los dispositivos implantados, y los dispositivos de seguir funcionando adecuadamente para grabar en exceso de seis meses, incluso si sutura soluble se utiliza para adherir a los cables de los músculos. El registro del ECG se muestra en la Figura 2 se obtuvo de un animal durante ocho meses después de la implantación.
Las figuras 3 muestra la ubicación de un éxito de la implantación. La colocación de los electrodos tiene muchos sitios de los electrodos en el núcleo coclear posteroventral (PVCN), que proporciona la estimulación y el acceso a la grabación de muchos de los aspectos dorsoventral. Las frecuencias de las respuestas de cada zona de los electrodos para este implante se presentan en la Figura 4. El área largo de la PVCN en la cual los electrodos se distribuyen conduce a poblaciones de células accesibles para la grabación y la estimulación 'sintonizado' para una amplia gama de frecuencias. Por otra parte, las propias poblaciones se captan con precisión - que sólo responden a una estrecha banda de frecuencias de sonido (véase Figura 5).
En contraste, una mala colocación se muestra en la Figura 6. En este caso, el electrodo se coloca demasiado medialmente, y no se ha insertado suficientemente profunda para penetrar en el PVCN. Como consecuencia, sólo los sitios de electrodos cerca de las respuestas de punta muestran a sonar como se muestra en la Figura 7. Además, la gama de frecuencias a las que las poblaciones de células accesibles están sintonizados está muy limitada. La afinación de las poblaciones de sí mismos es estrecha (ver Figura 8), pero la distribución agrupada de las frecuencias centrales de las poblaciones de células hace que estimular las distintas regiones de frecuencia imposible.
_content "> Base de datos de frecuencia cardiaca osciló entre acondicionado presentaciones de los estímulos acústicos. para dar cuenta de esta variabilidad, frecuencia cardíaca cruda (FC) los datos se normalizó como una proporción de recursos humanos observa cuando la alternancia de estímulo inició (tiempo 0). La Figura 9 muestra los datos en varios formas recogidas durante la sesión de condicionamiento en primer lugar. Un ejemplo de los resultados obtenidos de recursos humanos en otro animal durante la última parte de las sesiones de condicionamiento inicial se presenta en la Figura 10. El proceso de acondicionamiento a los estímulos acústicos es rápida, y fuertes cambios en la FC se puede observar con pocos ensayos; 7. en el caso de las figuras 9 y 10 El cambio en la FC observada inmediatamente después del inicio de la alternancia de estímulo (ver 3.4.1 y 3.4.2) proporciona evidencia de que el animal es capaz de discriminar entre la inicial repetida estímulo y el segundo estímulo añadido posteriormente.Después de que comiencen las sesiones de prueba, en la que eléctrcos estímulos nerviosos en lugar de los estímulos acústicos suelen ser entregado, la inclusión de presentaciones de los estímulos acústicos permite la confirmación de que los efectos de acondicionamiento todavía están presentes. Un cambio general de la FC en respuesta al inicio de la presentación del estímulo acústico confirma que un efecto condicionado a estímulos acústicos permanece presente, como se muestra en la Figura 11. Del mismo modo, la Figura 12 se presenta la media de cambio de recursos humanos proporcionales en todo el inicio de la alternancia en el tono acústico primera sesión de pruebas. Al igual que con la Figura 9 y 10, el HR relativamente estable antes de la introducción del segundo estímulo en contraste con el rápido cambio de la FC después de la introducción del segundo estímulo proporciona evidencia de que la discriminación entre los dos tonos se ha producido.
En contraste, la ausencia de detección puede verse en la Figura 13 en la que la estimulación eléctrica está comenzando. La media proporcional de recursos humanos chan GE a través de 10 ensayos muestra ninguna indicación de la rápida caída consistente observada cuando se produce la detección, como en la Figura 11. De manera similar, la ausencia de un cambio rápido y consistente en el ritmo cardíaco en la Figura 14 indica que los dos estímulos eléctricos que esté entregados no son lo suficientemente diferentes para la discriminación que se produzca. Tanto antes del comienzo del período de alterna (antes de la hora 0) y después comienza alternancia, el cambio medio proporcional de la FC permanece cerca de la línea de ningún cambio.
Un patrón más característico de la discriminación entre los dos miembros de un par de estímulo neural se muestra en la Figura 15. Una disminución en el ritmo cardíaco se produce rápidamente después del comienzo de la alternancia estímulo, seguido por un aumento sustancial en el ritmo cardíaco. La estrategia de estimulación particular utilizado en este caso fue un éxito en producir una respuesta conductualmente relevante.
"Src =" / files/ftp_upload/3598/3598fig1.jpg "/>
Figura 1. Un registro de ECG obtiene utilizando el dispositivo de telemetría implantado una semana después de la implantación. La señal se ve en esta grabación es en gran medida típica de los registros obtenidos utilizando estos dispositivos.
Figura 2. Un registro del ECG obtenido utilizando el dispositivo de telemetría implantado seis meses después de la implantación. No es la degradación insignificante de la señal a grabar en ese período de tiempo, y esta señal es sin duda adecuado para el cálculo del ritmo cardíaco de los animales.
Figura 3. Una reconstrucción en 3D de una exitosa colocación de los electrodos, el uso combinado de rayos X de tomografía computarizada y cortes histológicos. Los dos vástagos de electrodos penetrado en el núcleo coclear posteroventral con electrodos de orientaciónTed para hacer frente a la estructura.
Figura 4. El mapa de las respuestas electrofisiológicas grabados con la colocación de los electrodos de la Figura 3. Cada histograma muestra los datos de actividad en el sitio de electrodo en respuesta a una presentación de una frecuencia acústica; cada columna representa un período de 25 ms de tiempo. En ambos vástagos de la matriz de electrodos, las respuestas se detectan en cada sitio de electrodo individual sólo en respuesta a una banda muy estrecha de frecuencias, pero estas bandas estrechas están distribuidos en una amplia gama de frecuencias. Esta distribución es ideal, ya que muchos distintos asociados frecuencia de las regiones del cerebro puede ser estimulado de forma independiente.
Figura 5. La respuesta electrofisiológica en el canal 10 del implante presentan en las Figuras 3 & amp; 4. Idealmente, la colocación de electrodos debe dar lugar a respuestas neuronales a estímulos acústicos ser detectado en varios canales con una amplitud de sonido tan bajos como 10 dB, según se desprende de este ejemplo.
Figura 6. Una reconstrucción en 3D de una mala colocación de los electrodos. Mientras que el ángulo caudorostral del electrodo estaba en lo cierto, ya era demasiado medial. Además, el electrodo no se insertó suficientemente profunda, lo que resulta en el sitios más cercanos a la punta del electrodo se encuentra dentro del núcleo coclear dorsal.
Figura 7. El mapa de las respuestas electrofisiológicas grabados con la colocación de los electrodos como se muestra en la Figura 6. Actividad que está ocurriendo en la punta de cada vástago de la matriz de electrodos, pero hay poca variación en el estímulo acústico frecuenciafrecuencia que provoca la actividad en cada zona de los electrodos. Tal implantación no permite la estimulación de la capa de frecuencia distinta para las pruebas de discriminación.
Figura 8. La respuesta electrofisiológica en el canal 28 en la colocación de los electrodos se muestra en las figuras 6 y 7. Estímulo acústico producir ráfagas fuertes de actividad, similares en frecuencia espiga a la observada en la implantación exitosa (Figura 3). Umbral es también muy bajo, con las respuestas que se detectaron en respuesta a los tonos a 20 dB. Si hubo una mayor variación en las frecuencias a las cuales las más fuertes se produjeron a través de las respuestas de otros canales de la matriz de este canal sin duda sería adecuada para la estimulación.
Figura 9. Comparación de la frecuencia cardiaca en bruto (A) verses media proporcional (B) los datos recogidos durante la sesión de condicionamiento por primera vez en un animal. Las respuestas de 7 presentaciones se muestran. Debido a la variación en la frecuencia cardiaca de partida antes del comienzo de la alteración de tono, la frecuencia cardíaca media en bruto (± 95% intervalos de confianza) no muestran adecuadamente el grado de cambio de una caída inicial de la frecuencia cardíaca seguido por la subida como se indica en particular en bruto Un rastro (abajo). La media de cambio proporcional en los datos de frecuencia cardiaca en que se divide la frecuencia cardíaca por la frecuencia cardíaca en el momento de la presentación condicionada estímulo acústico para cada traza se presenta en (B). Esto muestra una disminución estadísticamente significativa después de la presentación del estímulo condicionado con un aumento significativo a finales reflejado con el 95% intervalos de confianza. Huellas individuales proporcionales de frecuencia cardíaca se muestra (B, abajo).
Figura 10. Media proporcional del corazón r se comió el cambio de 8 s antes del 8 de s después del inicio de la alternancia de la presentación del estímulo acústico, la combinación de datos de las sesiones de acondicionamiento de la segunda y tercera. Los datos presentados incluyen siete ensayos presentados en las dos sesiones de condicionamiento, cuatro en la sesión de acondicionamiento de primero y tres en el segundo. En respuesta a la presentación del estímulo alterna, una gran caída inicial de la frecuencia cardíaca produjo seguido por un aumento en la frecuencia cardíaca tarde.
Figura 11. El cambio promedio proporcional de la frecuencia cardíaca de 10 s antes de la 10 s después del comienzo de la presentación del estímulo acústico después de un período de silencio de 30 s. Los datos del ensayo fue tomado de la primera sesión de pruebas e incluye seis presentaciones de los estímulos acústicos. Un claro descenso a principios de la frecuencia cardíaca proporciona evidencia de la discriminación entre los estímulos acústicos presentados.
es/ftp_upload/3598/3598fig12.jpg "/>
Figura 12. El cambio promedio proporcional de la frecuencia cardiaca a partir de 8 s antes del 8 de s después del inicio de la alternancia de la presentación del estímulo acústico, tomado de la primera sesión de pruebas y que incluye cinco presentaciones de los estímulos acústicos. Un claro descenso a principios de la frecuencia cardíaca proporciona evidencia de la discriminación entre los estímulos acústicos presentados.
Figura 13. El cambio promedio proporcional de la frecuencia cardíaca de 10 s antes del 10 de s después del comienzo de la estimulación eléctrica del cerebro después de un período de silencio de 30 s. Los datos del ensayo fue tomado de las sesiones de pruebas de la primera y segunda, e incluye 18 presentaciones de estimulación eléctrica, todos con los mismos ajustes de estimulación. La ausencia de una caída en particular en la frecuencia cardíaca, especialmente próximo a 0 momento en que comienza la estimulación, sugiere que el animal es incapaz de detectar el Stimulnosotros.
Figura 14. El cambio promedio proporcional de la frecuencia cardiaca a partir de 8 s antes del 8 de s después del inicio de la alternancia de la presentación del estímulo eléctrico (ver 4.6.5 y 4.6.6), tomado de la primera sesión de pruebas y que incluye 33 presentaciones de los estímulos eléctricos. No hay un patrón consistente de cambio en el ritmo cardíaco se produce el tiempo cerca de 0, lo que sugiere que los estímulos alternos no son lo suficientemente diferentes para que se produzca la discriminación.
Figura 15. Ejemplos representativos de las huellas individuales (A) y la media proporcional de los datos de ritmo cardíaco (B, C) de 8 s antes de la 8 s después del comienzo de la presentación alterna estímulo eléctrico, tomada de la séptima sesión de pruebas de un segundo animal, y que incluye 12 presentaciones de los estímulos eléctricos. Una disminución significativa en HR se produce rápidamente después de la introducción del segundo estímulo neural seguido por un aumento significativo en la frecuencia cardíaca refleja lo que sugiere la diferencia entre el estímulo primero y segundo se ha detectado por el animal. El grado de error y la varianza de la respuesta se puede ver en la proporcional media ± error estándar (SE) trama se muestra en (B). La importancia de la caída y la subida después de la presentación del estímulo segundos se puede verificar usando el 95% intervalos de confianza aplicados a los datos mostrados en la (C). La respuesta se ve en (C) es similar a la respuesta ver en la Figura 9 B.
Discussion
Las técnicas descritas aquí proporcionan un medio para probar una amplia gama de tareas de discriminación con rapidez, con tiempos cortos de capacitación y permitiendo la automatización importante, minimizando así el tiempo necesario para el investigador de procesamiento de datos. Utilizando los datos obtenidos a partir del ECG implantado, el cálculo de la frecuencia cardíaca (FC) el cambio en los momentos de la presentación del estímulo puede ser automatizado. Errores en el procesamiento del ECG (por ejemplo, falta un solo latido del corazón) pueden ser fácilmente identificados ya que producen cambios en las grandes falsamente aparente de la frecuencia cardíaca durante un período muy breve, y la detección de tales errores fácil reduce al mínimo el requisito de tiempo de uso intensivo de revisión manual de los datos .
La técnica descrita para la implantación del dispositivo de telemetría ECG consistentemente produce grabaciones con poca o ninguna interferencia (ver Figuras 1 y 2). Sin embargo, las variaciones relativamente pequeñas en la colocación de la iniciativa en la región del mediastino, puede dar lugar a la interferencia de músculo cercanos y en particular la respiración asociada a ruido. Verificación de la correcta colocación de los cables durante el proceso de implantación, sobre todo después de la sutura lleva en vigor, permite ajustes finos de la colocación del cable para minimizar la interferencia.
El proceso de implantación del cerebro en el núcleo coclear es difícil. Mediante el uso de presentaciones en serie de ruido de paso de banda filtrada de varias gamas de frecuencia, en lugar de ruido de banda ancha como se ha utilizado anteriormente 3, las respuestas de las poblaciones de células en los sitios de los electrodos puede ser rápidamente crítica en términos de frecuencia de respuesta más bien que el ruido menos específica respuesta. La capacidad de identificar rápidamente cuando una gama suficiente de las poblaciones de células de frecuencias sintonizadas son accesibles es fundamental en la investigación cuando la discriminación estímulo eléctrico se está probando. Si es insuficiente frecuencia de distribución se obtiene, a continuación, la comparación entre la estimulación de las zonas de frecuencia distintos simplemente no es posible. No obstante, el proceso yade la frecuencia de amplitud en la cartografía respuesta sigue siendo fundamental para ofrecer detalles sobre la amplitud de ajuste de las poblaciones de células y se debe realizar antes de fijar el electrodo en su lugar.
En la formación del comportamiento y las pruebas, la inclusión de un no-estímulo (o silencio) período entre los ensayos, previo al inicio del estímulo, permite que la respuesta al inicio del estímulo inicial para ser examinados. Cuando se utiliza la estimulación nerviosa eléctrica, una respuesta al inicio del estímulo proporciona evidencia de la simple detección del estímulo. Así, cuando no hay respuesta inicio del estímulo, pero una respuesta cuando el estímulo alternancia segundo se introduce, se puede deducir que sólo el último estímulo puede ser detectado. Sin inclusión de tal período de silencio, no habría ninguna manera de determinar que el estímulo anterior no fue detectado.
Una limitación de esta técnica de las pruebas de comportamiento es que la ausencia de fiebre aftosa, los choques entregado después de la presentación de la neural estimulación puede conducir al desarrollo de la especificidad en el miedo condicionado, de tal manera que el miedo sólo se expresa cuando el estímulo acústico se presenta. Es decir, el animal puede aprender que los efectos particulares sensoriales de estimulación neuronal se asocian con no recibir un choque del pie. En contraste, la entrega de los pies de los choques después de la presentación de la estimulación neuronal podría conducir a un miedo condicionado del estímulo neural en sí, distinta de las propiedades de sonido como el estímulo neural pueda tener. Los resultados obtenidos si se excluye un pie al choque después de la estimulación neuronal ciertamente proveen una evidencia más fuerte para el estímulo neuronal es similar al sonido que los que utilizan un pie al choque después de la estimulación neuronal, como en el primer caso, miedo condicionado se ha generalizado a partir de acústica a la estimulación neuronal. Sin embargo, el riesgo de desarrollar la especificidad de acústica en lugar de la estimulación neuronal está presente. El uso de paso de banda de ruido se filtra como estímulo acústico en lugar de ráfagas de tono puro, el primero de los cualespuede reflejar mejor la experiencia perceptiva de la estimulación neuronal, podría reducir el riesgo de tal especificidad en desarrollo. Sin embargo, tal procedimiento introduce la variable adicional de ancho de banda del filtro, lo que afectará a tareas de discriminación.
Una limitación adicional asociado con cualquier implantación crónica neuronal, tal como se requiere para las pruebas de comportamiento, es el cambio en la función del electrodo o el tejido neural asociado con el tiempo. La estimulación del tejido neuronal puede conducir tanto a la supresión temporal de la actividad neuronal y 13 cambios en los tejidos como la pérdida de respuesta de las células del tejido cerebral 14 y directa al electrodo 15.
El método descrito para la implantación y las pruebas de comportamiento proporciona un medio para poner a prueba tanto la detección y la discriminación de estímulos acústicos y eléctricos con un breve entrenamiento, y la capacidad para ejercer el control de la frecuencia de ensayo. La técnica de usar el cambio en los recursos humanos como una medicióne de miedo condicionado puede ser aplicable a las pruebas no sólo auditivo, sino más en general para cualquier prueba sensorial en el que los estímulos pueden ser presentados para cualquier período discreto, y en el que la detección de la discriminación sensorial deseada.
Disclosures
El doctor Antonio Paolini es un Director de Tecnologías de Bioengenesis Pty Ltd, que son los representantes de Australia para las tecnologías de Tucker Davis y el distribuidor australiano de sondas NeuroNexus.
Acknowledgments
El financiamiento para esta investigación fue proporcionado por los pasos de Garnett y Rodney Williams Memorial Foundation y la Universidad La Trobe.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| PowerLab |  ADInstruments |
ML880 | Records data received from the implanted TR40 transmitter |
| SmartCtrl controller card | Med Associates, Inc. | DIG-716B | Controls the behavioral test chamber, including foot shock |
| Modular behavioral test chamber | Med Associates, Inc. | ENV-009 | Test chamber size: 30.5cm x 39.4cm |
| Aversive stimulus generator | Med Associates, Inc. | ENV-410B | Delivers aversive foot-shock to metal-bar floor of the cage through a Solid State Scrambler unit |
| Programmable Attenuator | TDT | PA5 | Controls the amplitude of delivered acoustic signal to ensure stable amplitude across frequencies |
| Electrostatic speaker driver | TDT | ED1 | Drives the electrostatic speakers (EC1, ES1) |
| Free-field electrostatic speaker | TDT | ES1 | Sounds are presented using this speaker in the behavioral test chamber |
| Coupled electrostatic speaker | TDT | EC1 | Sounds are presented using this speaker during neural implant surgery |
| Stimulator Base Station | TDT | RX7 | Controls delivery of electrical neural stimulation (used with MS16) |
| Microstimulator | TDT | MS16 | Delivers multichannel electrical neural stimulation |
| Processing base station | TDT | RZ2 | Records neural activity during brain implantation (using PZ2 preamplifier) |
| Preamplifier | TDT | PZ2-256 | 256-channel high impedance preamplifier |
| Telemetry device receiver | Telemetry Research | TR162 | Receives digital signal from TR40, and converts to amplified analogue output |
| Implantable electrocardiogram telemetry device | Telemetry Research | TR40 | The implanted transmitter device, sampling at 2kHz |
| Multifunction Processor | Tucker-Davis Technologies | RX6 | Used to generate acoustic stimuli |
| Vertex Castavaria | Vertex Dental | Dental acrylic used to fix the electrode in place | |
| Kwik-Sil Adhesive, low viscosity | World Precision Instruments, Inc. | Silicon elastomer used to coat the electrode shanks | |
| Multichannel electrode | NeuroNexus Technologies | a2x16-10mm 100-500-413 | The 2-shank 32-channel extracellular electrode array used for implantation. The electrode sites have been activated to produce a coating of iridium oxide in preparation for stimulation. |
References
- Mauger, S. J., Shivdasani, M. N., Rathbone, G. D., Argent, R. E., Paolini, A. G. An in vivo investigation of first spike latencies in the inferior colliculus in response to multichannel penetrating auditory brainstem implant stimulation. Journal of Neural Engineering. 7, 036004-036004 (2010).
- Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Argent, R. E., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. Inferior colliculus responses to dual-site intralamina stimulation in the ventral cochlear nucleus. J. Comp. Neurol. 518, 4226-4242 (2010).
- Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. Inferior colliculus responses to multichannel microstimulation of the ventral cochlear nucleus: Implications for auditory brain stem implants. Journal of Neurophysiology. 99, 1-13 (2007).
- Lenarz, M., Lim, H. H., Patrick, J. F., Anderson, D. J., Lenarz, T. Electrophysiological Validation of a Human Prototype Auditory Midbrain Implant in a Guinea Pig Model. JARO. 7, 383-398 (2006).
- Lim, H. H. Auditory Cortical Responses to Electrical Stimulation of the Inferior Colliculus: Implications for an Auditory Midbrain Implant. Journal of Neurophysiology. 96, 975-988 (2006).
- Otto, K. J., Rousche, P. J., Kipke, D. R. Microstimulation in auditory cortex provides a substrate for detailed behaviors. Hearing research. 210, 112-117 (2005).
- Gai, Y. Detection of Tones in Reproducible Noise Maskers by Rabbits and Comparison to Detection by Humans. JARO. 8, 522-538 (2007).
- Miller, C. A., Woodruff, K. E., Pfingst, B. E. Functional responses from guinea pigs with cochlear implants. I. Electrophysiological and psychophysical measures. Hearing Research. 92, 85-99 (1995).
- Beitel, R. E., Vollmer, M., Snyder, R. L., Schreiner, C. E., Leake, P. A. Behavioral and neurophysiological thresholds for electrical cochlear stimulation in the deaf cat. Audiology & Neurotology. 5, 31-38 (2000).
- Beitel, R. E., Snyder, R. L., Schreiner, C. E., Raggio, M. W., Leake, P. A. Electrical cochlear stimulation in the deaf cat: comparisons between psychophysical and central auditory neuronal thresholds. J. Neurophysiol. 83, 2145-2162 (2000).
- Vollmer, M., Beitel, R. E., Snyder, R. L. Auditory detection and discrimination in deaf cats: Psychophysical and neural thresholds for intracochlear electrical signals. Journal of Neurophysiology. 86, 2330-2343 (2001).
- LeDoux, J. E., Cicchetti, P., Xagoraris, A., Romanski, L. M. The lateral amygdaloid nucleus: sensory interface of the amygdala in fear conditioning. Journal of Neuroscience. 10, 1062-1069 (1990).
- McCreery, D. B., Yuen, T. G., Agnew, W. F., Bullara, L. A. A characterization of the effects on neuronal excitability due to prolonged microstimulation with chronically implanted microelectrodes. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 44, 931-939 (1997).
- Liu, X., McPhee, G., Seldon, H. L., Clark, G. M. Histological and physiological effects of the central auditory prosthesis: surface versus penetrating electrodes. Hearing Research. 114, 264-274 (1997).
- Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. Journal of Neuroscience Methods. 148, 1-18 (2005).
