Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Genetisk studie av Axon Regeneration med odlade Vuxna Mjukstrålar neuroner rotganglion

doi: 10.3791/4141 Published: August 17, 2012

Summary

En

Abstract

Det är välkänt att mogna neuroner i det centrala nervsystemet (CNS) kan inte regenereras sina axoner efter skador på grund av minskad inneboende förmåga att stödja tillväxt av axon och en fientlig miljö i den mogna CNS 1,2. I motsats härtill mogna neuroner i det perifera nervsystemet (PNS) regenerera lätt efter skador 3. Vuxna dorsala rotganglion (DRG)-neuroner är väl kända för att regenerera kraftigt efter perifera nervskador. Varje DRG neuron växer en axonet från cellen Soma, som grenar i två axonala grenar: en perifer gren innerverar perifera mål och en central gren sträcker sig in i ryggmärgen. Skador av DRG perifera axoner resulterar i betydande Axon förnyelse, medan centrala axoner i ryggmärgen återskapa dåligt efter skadan. Om emellertid den perifera axonal skada inträffar före den ryggmärgsskada (en process som kallas den konditionerande lesionen), regenerering av centrala axoner är greatly förbättras 4. Vidare är de centrala axoner av DRG-neuroner har samma fientlig miljö som fallande kortikospinala axoner i ryggmärgen. Tillsammans är det hypotesen att de molekylära mekanismer som styr axon nybildning av vuxna DRG nervceller kan utnyttjas för att öka CNS Axon regeneration. Som ett resultat, är vuxna DRG-neuroner nu i stor omfattning som ett modellsystem för att studera regenerativ axontillväxt 5-7.

Här beskriver vi en metod för vuxna DRG neuroner kultur som kan användas för genetisk undersökning av axonregeneration in vitro. I denna modell vuxna DRG-neuroner är genetiskt manipulerade via elektroporering-medierad gen transfektion 6,8. Genom transfektion neuroner med DNA-plasmid eller Si / shRNA, möjliggör detta tillvägagångssätt både förstärknings-och förlust-av-funktionsmutationer experiment för att undersöka rollen av vilken gen som helst av intresse i axontillväxt från vuxna DRG-neuroner. När neuroner transfekteras med Si / shRNA är riktad endogena proteinetoftast slut efter 3-4 dagar i kultur, under vilken tid robust axontillväxt redan inträffat, vilket gör förlust av funktion studier mindre effektiv. För att lösa detta problem innefattar den här beskrivna metoden en resuspension och åter pläteringssteget efter transfektion, vilket tillåter axoner att åter växa från neuroner i frånvaro av den riktade proteinet. Slutligen, tillhandahåller vi ett exempel på användning av denna in vitro modell för att studera rollen av en axonregeneration-associerade genen, c-Jun, vid mediering axontillväxt från vuxen DRG-neuroner 9.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Framställning av Täckglas, odlingsmedium och enzymer Matsmältning

  1. Den 12-mm rund # 1 täckglas av glas används för den neuronala kulturen. Täckglasen rengörs med 10% HCl över natten, följt av ultraljud tvätt med destillerat och avjoniserat vatten under 3 gånger (20 min / tid). De rengjorda täckglasen lagras i 70% etanol för framtida användning. Före varje experiment, täckglasen är lufttorkades och placerades i odlingsplattan.
  2. Att belägga de torkade täckglasen, 100 | il av beläggningslösning innehållande 100 | ig / ml poly-D-lysin och 10 | ig / ml laminin arbetslösning tillsätts till varje täckglas och odlingsplattan överförs till en 37 ° C inkubator. Efter 1-2 h, är beläggningen avlägsnades lösningen och täckglasen tvättas 3 gånger med steril 1 x PBS.
  3. För att framställa den odlingsmediet, den Minimum Essential Medium (MEM) är kompletterad med 5% fetalt bovint serum (FBS), 1 x penicillin-streptomycin-lösning (500 enheter av penicillin och 500 pg streptomycin), 1X GlutaMAX-I tillägg, och de reagens antimitotiska innehållande 20 | iM 5-fluor-2-deoxyuridin och 20 pM uridin (FDU / R). För det serumfria mediet är FBS ersattes med tillägget B27.
  4. Kollagenas En lösning framställs genom upplösning av kollagenas Ett pulver med MEM för att få en arbetskoncentration av 1 mg / ml. För trypsin är 1X TrypLE Express användas.

2. Dissektion och skörd av vuxen mus DRG-neuroner

  1. Efter euthanizing 6 - till 10-veckor gamla vuxen mus, ta bort rygghuden och avbröt det hela ryggraden. Tvätta bort ryggraden med 1 x PBS 2-3 gånger.
  2. Nåla fast bort ryggraden till dissekera plattan med ventrala sidan uppåt och försiktigt avlägsnar muskler att exponera de sensoriska nerverna under ett dissektionsmikroskop. Nerverna är anslutna till DRG på virket nivå är den tjockaste och lätta att hitta. Därför, för de flesta experiment endast den lumbalaDRG skördas.
  3. Skär igenom varje kota längs mittlinjen med små saxar och försiktigt ta bort diskarna. Användning av pincett för att dela upp varje kota att exponera ryggmärgen.
  4. Att dissekera ut timmer DRG, lyft upp varje virke nerv med pincett och spåra mot ryggmärgen att hitta tillhörande ländryggen DRG (från L1 till L6).
  5. Skär av varje DRG från bifogade perifer nerv, dorsala och ventrala rötter med fjäder sax och förvara den i mikrofugrör med MEM-medium placerades på is. Mer DRG vid olika spinala nivåer (t.ex. bröst-DRG) kan dissekeras ut på ett liknande sätt vid behov.

3. Spjälkning och Dissociation av vuxen mus DRG-neuroner

  1. Efter uppsamling alla de dissekerade DRG, ersätta MEM-medium med 1 ml kollagenas A-lösning och inkubera mikrofugrör vid 37 ° C under 90 minuter.
  2. Ersätta kollagenas En lösning med 500 | il 1 X TrypLE Express såföroreningarna och inkubera vid 37 ° C under 15-20 min.
  3. Avlägsna TrypLE Express lösningen och tvätta DRG med 1 ml beredd odlingsmedium (innehållande 5% FBS) under 3 gånger.
  4. Lägg 600 xl odlingsmedium och försiktigt pipettera upp och ner för mal sönder vävnaderna i 20-30 gånger med en 1 ml blå, graderad pipett spets.
  5. Efter triturering, tillåter de icke-dissocierade vävnader att sedimentera till botten av den mikrofug och överföra cellsuspensionen till en 10 ml sterilt rör. Lägg till ytterligare 600 ul odlingsmedium och upprepa pulverisering steg tills de flesta vävnader är dissocierade. Den erhållna cell-suspensionen innehåller både neuroner och icke-neuronala celler. I de flesta fall är celler från 6 DRG (~ 5 x 10 4) används för en elektroporering reaktion.

4. Genetisk manipulering av neuroner via elektroporering

  1. Bereda transfektion lösning genom blandning av den Amaxa nucleofection lösning musneuroner med DNA-plasmider (~ 10 | ig) Eller siRNA oligos (~ 0,2 nmol) för att göra en slutlig volym av 100 | il för varje transfektion.
  2. Centrifugera de dissocierade cellerna vid 680 rpm under 7 min vid rumstemperatur, och kasta supernatanten så mycket som möjligt. Tillsätt beredda transfektion lösningen och försiktigt pipettera upp och ner 3-4 gånger med 200 ul pipettspetsar att återsuspendera cellerna.
  3. Överföra cellsuspensionen blandades med den transfektionslösning till elektroporation kyvetten och elektroporera cellerna med användning av den Amaxa Nucleofector systemprogrammet G-013.
  4. Efter elektroporering, direkt tillsätt 500 pl av förvärmd (37 ° C) kulturmedium innehållande FBS till kyvetten och överföra all lösning (~ 600 | il) i den belagda odlingsplattan vid önskade celltätheterna. För experiment som kräver resuspension och åter-plating är neuroner odlas direkt på plasten odlingsskålen med hög densitet (10000-20000 celler / brunn). För experiment som direkt undersöker Axon tillväxt nervceller är pläterade Onto beskiktade täckglas vid lägre densitet (3000-5000 celler / brunn). Placera odlingsplattan i inkubatorn (37 ° C, 5% CO2).
  5. Fyra timmar efter plätering när neuroner har fäst till substraten, försiktigt ersätta odlingsmediet (som innehåller den Amaxa nucleofection lösning) med 500 | il färskt och förvärmd odlingsmedium och återföra plattan till inkubatom för ytterligare odling (37 ° C , 5% CO2). Både odlingsmedium innehållande FBS eller i serumfritt medium kan användas i detta steg.

5. Odling Vuxna DRG-neuroner för Axon Tillväxtanalys

  1. För neuroner som transfekterats med DNA-plasmider, kan uttrycket av genen av intresse (t.ex. EGFP) observeras så tidigt som några få timmar efter elektroporering. För nervceller transfekterade med siRNA, vänta vi oftast 3-4 dagar för att ge tillräcklig utarmning av de endogena proteiner. De odlade nervceller kan antingen direkt fastställas för axontillväxt analys vid variooss tidpunkter (1-4 dagar efter elektroporering) eller åter stängts och åter klädd för att analysera axon återväxt (se nedan).
  2. För RNAi-medierade förlust av funktion studier kan de odlade nervceller åter upphävas och nytt klädd för att axoner att återföds ständigt från neuroner, i vilka riktade proteinerna redan utarmade. För att göra det, byt ut den gamla kulturen medium med hög densitet odlade nervceller med 1 ml förvärmd nytt medium och pipett försiktigt upp och ner för 6-10 gånger för att återsuspendera bifogade nervceller från odlingsplattan. Eftersom icke-neuronala celler (t.ex. Schwann celler) fäster mycket snävare till kulturen skålen än nervceller, de re-suspenderade cellerna är mestadels nervceller.
  3. Överför återsuspenderas neuroner i ett mikrofugrör och försiktigt mal sönder 10-15 gånger för att åter skilja de cellklumpar i enkelcellsuspension.
  4. Re-plattan de re-dissocierade neuroner på nyligen preparerat täckglas vid låg densitet (3000-5000 celler / brunn) och kultur över natten (16-24 timmar).

6. Upptagning, immunofärgning och fluorescensavbildning

  1. Aspirera mediet och tillsätt 4% paraformaldehyd (PFA) (200 pl / brunn) för att fixera cellerna under 15-20 minuter vid rumstemperatur. De fixerade cellerna tvättas därefter med 1 x PBS under 3 gånger.
  2. Aspirera PBS och tillsätt blockeringslösning (1% bovint serumalbumin, 0,1% Triton X-100 och 2,0% normalt getserum i 1 x PBS) till de fasta neuroner under 60 min vid rumstemperatur.
  3. För att märka axoner, neuronerna är immuno-färgades med anti-neurofilament eller anti-βIII tubulin-antikropp. För att göra detta, placera en 30 pl droppe av primär antikropp lösning (1:1200 utspädning för-βIII tubulin antikropp) på en parafilm för varje täckglas. Invertera täckglasen och placera dem på den primära antikroppen lösning under 60 min vid rumstemperatur.
  4. Återgå täckglas till den ursprungliga odlingsplattan och tvätta dem med 1 x PBS för 3 gånger.
  5. Upprepa samma procedur för den sekundära entibody.
  6. Tvätta täckglasen med destillerat vatten 3 gånger, och sedan montera täckglas på glasskivor med monteringslösning (t.ex. Förläng Gold antifad).
  7. De färgade neuroner kan avbildas med någon fluorescensmikroskopi system utrustat med en digital kamera. Axonet längd mäts och analyseras med bildanalys programvara.

7. Representativa resultat

I avsaknad av tillsatta extracellulära tillväxtfaktorer, de vuxna DRG nervceller brukar börja växa axoner 48 timmar efter första plätering. Axoner visar ofta grenade morfologier (figur 1). I motsats härtill åter pläterade neuroner börjar utvidga axoner endast ett fåtal timmar efter utstrykning, och axonerna långsträckt med mycket reducerad förgrening (figur 2). Dessa resultat antyder att re-pläterade neuroner har liknande egenskaper som de för konditionering skadade neuroner. Genom att använda detta tillvägagångssätt har vi utfört senaste förlustav-funktion studier för att undersöka betydelsen av axonregeneration tillhörande transkriptionsfaktor c-Jun i axontillväxt från vuxna DRG neuron in vitro. Resultaten visade att elektroporering av en grupp av 4 olika siRNA inriktade på olika regioner av c-Jun (ON-TARGETplus) markant reducerad proteinet nivåer av c-Jun i vuxna DRG-neuroner 3 dagar efter transfektion (fig 3) 9. När nervceller re-pläterad och odlades över natten, axon tillväxt från c-Jun knockdown neuroner reducerades signifikant (Control: 348,37 ± 16.21mm, si-c-Jun: 262,32 ± 15,69 m, figur 3) 9. Dessa resultat indikerar att odlade vuxna DRG-neuroner ger en användbar modell för att studera axontillväxt från vuxna nervceller.

Figur 1
Figur 1. Vuxen mus DRG-neuroner odlade vid låg densitet i 3 dagar. Neuronerna färgades med anti - & bETA, III tubulin antikropp. Observera att de flesta axoner visar grenade morfologier. Skala bar: 125 nm.

Figur 2
Figur 2. Re-plätering vuxen mus DRG-neuroner efter 3 dagar i odling. (A) Vuxna DRG-neuroner odlade vid hög densitet under 3 dagar. (B) Re-pläterade vuxna DRG-neuroner odlades vid låg densitet för natten. Observera att de flesta axon visar avlånga morfologier med lite Axon förgrening. Skala bar: 250 m i A och 125 nm i B.

Figur 3
Figur 3. Roll för c-Jun i axontillväxt från vuxna DRG-neuroner in vitro. (A) Western blot-analys av c-Jun i vuxen mus DRG-neuroner efter elektroporering av c-Jun siRNA. Resultatet visar markant reducerad nivå av c-Jun. (B) Kontroll neuroner transfekterade med EGFP blev långa axoner efter re-plating och övernattning kultur. (C) Co-transfection av c-Jun siRNA och EGFP försämrad axontillväxt från vuxna DRG neuron efter re-plating och övernattning kultur. Röd: Tuj-1 färgning, Grön: EGFP. Skala bar: 125 nm. Dessa resultat har publicerats i Saijilafu et al. 9.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Vuxna DRG nervceller förnya sina axoner kraftigt efter perifer nervskada in vivo och in vitro, vilket ger ett användbart system för att studera axonregeneration hos vuxna djur. In vitro-odling av vuxna DRG nervceller blir en allmänt använd metod för att undersöka de molekylära mekanismer genom vilka Axon förnyelse regleras. In vitro-förfarande mus odla vuxna DRG nervceller som presenteras här möjliggör snabb och effektiv genetisk studie av regenerativ Axon tillväxt. Resuspension och åter-plating förfarande är särskilt användbar för förlust av funktion studier, eftersom den tillåter axoner åter växa från neuroner där riktade proteinet redan slut. Dessutom härmar re-plating odlade DRG-neuroner en in vivo-konditionering skada effekt, vilket ger en mer fysiologisk relevant sätt att studera axonregeneration in vitro.

Transfektionseffektiviteten för vuxna DRG neurons med den beskrivna elektroporering tillvägagångssätt är ca 20-50% för DNA-plasmider, beroende på storleken på de konstruktioner, som är tillräcklig för morfologisk analys av axontillväxt. Jämfört med elektroporering, har den virala genöverföring mycket högre effektivitet, vilket är lämpligt för biokemisk analys med användning av DRG-neuroner. Emellertid att konstruera och producera virus för varje gen av intresse är mycket mer arbetskrävande och tidskrävande. För siRNA oligos kan transfektionseffektiviteten når nästan 90% baserat på den knacka ner effektiviteten av de riktade proteiner (se figur 3A), vilket gör biokemisk analys av vuxna DRG nervceller som möjligt. Emellertid minskar effekten av siRNA efter längre tid på grund av nedbrytning av de siRNA oligos.

När neuroner samtransfekteras med 2-plasmider blandas vid ett förhållande av 1:1, har den plasmid med mindre storlek vanligen högre transfektionseffektivitet än plasmiden med större storlek. Som aresult kommer att justera förhållandet mellan de två plasmidema ändra sam-transfektions-effektivitet i enlighet därmed. För siRNA transfektion, vi ofta tillsammans transfektera nervceller i EGFP att märka nervceller. Eftersom de siRNA oligos är mycket mindre än EGFP är deras transfektionseffektiviteten är mycket högre. Därför, i våra experiment vi tycker i allmänhet att alla EGFP positiva neuroner är också positivt för siRNA.

Många genetiska profiler studier av vuxna DRG neuron efter perifer axotomi har identifierat ett stort antal förnyelse-associerade gener (RAG) 10-12, som tros ligga bakom förnyelse förmåga vuxna DRG nervceller. Emellertid har funktionerna för dessa trasor i mediering axontillväxt av vuxna DRG-neuroner inte väl karakteriserade. Här har vi undersökt betydelsen av en väl känd RAG, c-Jun, vid förmedling av axon tillväxt från vuxna DRG-neuroner via RNAi-medierad förlust av-funktion tillvägagångssätt. Sådan metod tillhandahåller en värdefull in vitro verktyget undersökningte roller andra trasor i regleringen av Axon förnyelse.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Inga intressekonflikter deklareras.

Acknowledgments

Detta arbete har finansierats med bidrag till FZ från NIH (R01NS064288) och Craig H. Neilsen Foundation.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
MEM Invitrogen 11090-081
Poly-D-Lysine hydrobromide Sigma -Aldrich P6407
Laminin Invitrogen 23017-015
5-fluoro-2-deoxyuridine Sigma -Aldrich F0503
Uridine Sigma -Aldrich U3003
Collagenase A Roche 10103578001
TrypLE Express Invitrogen 12604-013
Fetal bovine serum Invitrogen 10270-098
Penicillin-streptomycin (100X) Invitrogen 15140-122
GlutaMAX-I (100X) Invitrogen 35050-038
Glass coverslips (#1) Electron Microscopy sciences 72196-12
24 well cell culture plate Becton Dickinson 35-3047
1X PBS Mediatech 21-040-CV
Sterile, distilled and deionized water Mediatech 25-055-CV
Nucleofector and electroporation Kits for Mouse Neurons Lonza VPG-1001
ON-TARGETplus siRNA against c-Jun Dharmacon L-043776
Anti--βIII tubulin antibody (Tuj-1) Covance MMS-435P
ProLong Gold Antifade mounting solution Invitrogen P36930

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Yiu, G., He, Z. Glial inhibition of CNS axon regeneration. Nat. Rev. Neurosci. 7, 617-627 (2006).
  2. Liu, K., Tedeschi, A., Park, K. K., He, Z. Neuronal Intrinsic Mechanisms of Axon Regeneration. Annu. Rev. Neurosci. (2010).
  3. Zhou, F. Q., Snider, W. D. Intracellular control of developmental and regenerative axon growth. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 361, 1575-1592 (2006).
  4. Neumann, S., Woolf, C. J. Regeneration of dorsal column fibers into and beyond the lesion site following adult spinal cord injury. Neuron. 23, 83-91 (1999).
  5. Liu, R. Y., Snider, W. D. Different signaling pathways mediate regenerative versus developmental sensory axon growth. J. Neurosci. 21, RC164 (2001).
  6. Zhou, F. Q. Neurotrophins support regenerative axon assembly over CSPGs by an ECM-integrin-independent mechanism. J. Cell Sci. 119, 2787-2796 (2006).
  7. Zou, H., Ho, C., Wong, K., Tessier-Lavigne, M. Axotomy-induced Smad1 activation promotes axonal growth in adult sensory neurons. J. Neurosci. 29, 7116-7123 (2009).
  8. Zhou, F. Q., Zhou, J., Dedhar, S., Wu, Y. H., Snider, W. D. NGF-induced axon growth is mediated by localized inactivation of GSK-3beta and functions of the microtubule plus end binding protein APC. Neuron. 42, 897-912 (2004).
  9. Saijilafu,, Hur, E. M., Zhou, F. Q. Genetic dissection of axon regeneration via in vivo electroporation of adult mouse sensory neurons. Nat. Commun. 2, 543-54 (2011).
  10. Costigan, M. Replicate high-density rat genome oligonucleotide microarrays reveal hundreds of regulated genes in the dorsal root ganglion after peripheral nerve injury. BMC Neurosci. 3, 16 (2002).
  11. Xiao, H. S. Identification of gene expression profile of dorsal root ganglion in the rat peripheral axotomy model of neuropathic pain. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 99, 8360-8365 (2002).
  12. Michaelevski, I. Signaling to transcription networks in the neuronal retrograde injury response. Sci. Signal. 3, ra53 (2010).
Genetisk studie av Axon Regeneration med odlade Vuxna Mjukstrålar neuroner rotganglion
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Saijilafu, Zhou, F. Q. Genetic Study of Axon Regeneration with Cultured Adult Dorsal Root Ganglion Neurons. J. Vis. Exp. (66), e4141, doi:10.3791/4141 (2012).More

Saijilafu, Zhou, F. Q. Genetic Study of Axon Regeneration with Cultured Adult Dorsal Root Ganglion Neurons. J. Vis. Exp. (66), e4141, doi:10.3791/4141 (2012).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter