Summary
Aneurysmal Subarachnoidalblutung (SAB) blutet, das auftritt, in den Subarachnoidalraum, wenn ein Aneurysma platzt. Während die Morbidität und Mortalität von dieser Veranstaltung wurde auf einen Rückgang aufgrund der verbesserten Behandlungsansätze, die Gefahr des Vasospasmus wurde nach Subarachnoidalblutung weiterhin die gleichen wie noch vor einigen Jahren war. Die Bedeutung der Schaffung eines umfassenden und reproduzierbare Tiermodell, um auslösende Ereignisse des zerebralen Vasospasmus zu identifizieren hat sich der Schwerpunkt der Forschung seit dem ersten Einsatz von Ratten in einem experimentellen Vasospasmus-Modell 1979 von Barry
Abstract
Zielsetzung: charakterisieren und festzustellen, die ein reproduzierbares Modell verzögert zerebralen Vasospasmus nach aneurysmatischer veranschaulicht Subarachnoidalblutung (SAB) bei Ratten, um die auslösenden Ereignissen, pathophysiologische Veränderungen und potentielle Ziele für die Behandlung zu identifizieren.
Methoden: Achtundzwanzig männliche Sprague-Dawley-Ratten (250 - 300 g) - SAH oder Kochsalzlösung Kontrolle wurden willkürlich einer von zwei Gruppen zugeordnet. Rat Subarachnoidalblutung in der SAH-Gruppe (n = 15) wurde durch doppelte Injektion von Eigenblut induziert, 48 hr auseinander, in die Cisterna magna. Ähnlich normaler Kochsalzlösung (n = 13) wurde in die Zisterne magna der Salzlösungs-Kontrollgruppe injiziert. Die Ratten wurden am Tag fünf nach dem zweiten Blut-Injektion getötet und die Gehirne wurden für die histologische Analyse aufbewahrt. Der Grad der Vasospasmus wurde unter Verwendung Abschnitten der Arteria basilaris, durch Messung der internen luminale Querschnittsfläche mit NIH Image Software-J. Die Bedeutung wargetestet Tukey / Kramer 's statistische Analyse.
Ergebnisse: Nach der Analyse von histologischen Schnitten, waren basilaris luminale Querschnittsfläche kleiner in der SAH als in der Kochsalz-Gruppe, die mit zerebralen Vasospasmus in der ersten Gruppe. Im SAH Gruppe waren basilaris Innenraum (0,056 um ± 3) deutlich kleiner ab Vasospasmus fünf Tage nach der zweiten Injektion Blut (sieben Tage nach der ersten Injektion Blut), verglichen mit der Kontrollgruppe, die mit Kochsalzlösung Innenraum (0,069 ± 3, p = 0,004). Es gab keine Todesfälle von zerebralen Vasospasmus.
Fazit: Die Ratte Doppel SAH-Modell führt zu einem milden, überlebensfähige, Basilararterie Vasospasmus, die verwendet werden, um die pathophysiologischen Mechanismen der zerebralen Vasospasmus in einem kleinen Tiermodell studieren können. Eine niedrige und akzeptablen Mortalitätsrate ist ein wesentliches Kriterium für eine ideale SAH Tiermodell befriedigt werden, so dass die Mechanismen des Vasospasmus kann elucidated 7, 8. Weitere Modifikationen des Modells können, um für erhöhte Schwere Vasospasmus und neurologischen Untersuchungen einzustellen.
Protocol
Ein. Rat Chirurgie für SAH Betreff Mit 0,15 ml Autologe arterielle Blut injiziert
- Die Ratte ist betäubt mit 0,1 mg / kg Ketamin / Xylazin Nager Cocktail und darf für 5 min zu sitzen.
- Eine adäquate Anästhesie wird durch Reduktion in Hinterbein reflex bestätigt.
- Mit Hilfe eines elektronischen Rasierer a Hals Bereich der Haare rund um die sub-Okzipitalregion Nase ist rasiert.
- Das Tier wird in Rückenlage auf dem OP-Tisch gelegt und der Schwanz ist mit betadine abgetupft, um eine sterile Schnitt zu gewährleisten.
- Ein gerader 1 cm Inzision auf der ventralen Seite des Schwanzes ergriffen
- Die Präparation wird verlängert, bis der Schwanzarterie wird identifiziert und isoliert.
- Verwendung einer sterilen 26-Gauge-Katheters wird der Schwanzarterie kanüliert und 0,15 ml arterielle Blut wird in eine Spritze gezogen.
- Eine sterile Gaze gehüllt um den Einschnitt, um Hämostase vor dem Aufbringen der vetbond den Einschnitt abzudichten gewährleisten.
- TEr rat eingeschaltet ist bäuchlings auf dem Tisch und dem rasierten Bereich über dem Sub-okzipitalen Region mit betadine abgetupft.
- Verwendung einer vertikalen Mittellinieneinschnitt Zugang wird dem cisterna magna gewonnen.
- Sobald sie identifiziert sind eine 25 Gauge-Nadel in die Zisterne magna eingefügt und 0,15 ml CSF wird in eine Spritze zu einer erhöhten intrakraniellen Druck mit Injektion von Eigenblut Volumen vermeiden zurückgezogen.
- Nun wird das 0,15 ml Blut aus der Schwanzarterie entnommen langsam in die Zisterne magna injiziert.
- Die Nadel wird in für 30 sec bleiben, um sicherzustellen Gerinnungszeit im Subarachnoidalraum und dann vorsichtig abgezogen.
- Hämostase gewährleistet ist und der Einschnitt wird geschlossen mit einer Heftvorrichtung.
- Das Tier ist nun platziert neigen mit 20 ° Kopf Position für 20 min auf einer Erwärmung Oberfläche Blut zu ermöglichen, in den Zisternen um die basilaris erstarren.
- Schritte 1.1 bis 1,15 sind während der zweiten Operation 48 hr voneinander wiederholt.
2. Rat Chirurgie für SAH Betreff mit 0,15 ml Kochsalzlösung injiziert
- Die Ratte ist betäubt mit 0,1 mg / kg Ketamin / Xylazin Nager Cocktail und darf für 5 min zu sitzen.
- Eine adäquate Anästhesie wird durch Reduktion in Hinterbein reflex bestätigt.
- Mit Hilfe eines elektronischen Rasierer a Hals Bereich der Haare rund um die sub-Okzipitalregion Nase ist rasiert.
- Das Tier wird in Rückenlage auf dem OP-Tisch gelegt und der Schwanz ist mit betadine abgetupft, um eine sterile Schnitt zu gewährleisten.
- Ein gerader 1 cm Inzision auf der ventralen Seite des Schwanzes ergriffen
- Die Präparation wird verlängert, bis der Schwanzarterie wird identifiziert und isoliert.
- Verwendung einer sterilen 26-Gauge-Katheters wird der Schwanzarterie kanüliert und 0,15 ml arterielle Blut wird in eine Spritze gezogen.
- Eine sterile Gaze gehüllt um den Einschnitt, um Hämostase vor dem Aufbringen der vetbond den Einschnitt abzudichten gewährleisten.
- Die rat eingeschaltet ist auf dem Tisch und dem rasierten Gebiet anfällig ist mit betadine übermalt Sub-okzipitalen Region.
- Verwendung einer vertikalen Mittellinieneinschnitt Zugang wird dem cisterna magna gewonnen.
- Sobald sie identifiziert sind eine 25 Gauge-Nadel in die Zisterne magna eingefügt und 0,15 ml CSF wird in eine Spritze aufgezogen und die Probe wird gespeichert.
- Nun wird das 0,15 ml physiologischer Kochsalzlösung (37 ° C) langsam in die Zisterne magna injiziert.
- Die Nadel wird in für 30 sec links und vorsichtig abgezogen.
- Hämostase gewährleistet ist und der Einschnitt wird geschlossen mit einer Heftvorrichtung.
- Das Tier ist nun platziert neigen mit 20 ° Kopf Position für 20 min auf einer Erwärmung Oberfläche.
- Schritte 2,1-2,15 werden während der zweiten Operation 48 hr voneinander wiederholt.
3. Rat Sacrifice
- Am Tag 5 nach der zweiten Operation werden die Ratten durch kardiale Perfusion geopfert.
- Die Ratte wird eine tödliche Dosis (0 gegeben0,2 ml / kg) von Fatal Plus (Vortech PHARMACEUTICALS LTD., Dearborn, MI)
- Mit einer vertikalen Inzision wird die Bauchhöhle näherte und das Peritoneum eröffnet.
- Eine anteriore Thorakotomie durchgeführt wird und das Herz freigelegt ist.
- Verwendung einer 26-Gauge-Katheter mit einer Phosphatpufferlösung (PBS, pH 7,4 und bei 37 °) wird das Tier von Blut entleert und danach mit 4% Paraformaldehyd perfundiert.
- Nach Sicherstellung einer angemessenen Perfusion wird die Perfusion gestoppt und die Ratte wird über die Enthauptung Tisch gebracht.
- Nach Enthauptung, ist ein Knochen Rongeur verwendet werden, um den Schädel für Gehirn Entfernen entfernen.
- Das Gehirn und Hirnstamm werden sorgfältig aus der Schädelhöhle extrahiert und in eine 4% Paraformaldehyd-Lösung und bei 4 ° C für 48 Stunden.
4. Erstellen von Abschnitten, um Vasospasmus beurteilen
- Die Rattengehirn, die nun in 30% Saccharose wurde für 4 Tage eingetaucht ist, um th gebrachte Kryostat zum Schneiden.
- Sobald cryoprotected, 12 uM Abschnitte werden mit dem Kryostaten mit dem Anterior Inferior Kleinhirnarterie (AICA) als Ausgangspunkt, um inter-subject Konsistenz zu gewährleisten.
- 20 Abschnitten werden für jedes Tier geschaffen, endend bei dem Superior Kleinhirnarterie (SCA).
- Die Schnitte werden auf einen Objektträger platziert und auf eine mögliche Verwendung von histologischen Vasospasmus Methodik
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Representative Results
Innerhalb der Protokolle oben beschrieben, gibt es mehrere Schritte, die wir glauben erfordern eine bessere Charakterisierung des Modells als das, was zuvor in der Literatur beschrieben. Hier haben wir auf den Stufen, die notwendig sind, um eine reproduzierbare niedrige Sterblichkeit zerebralen Vasospasmus kleinen Tiermodell zu erreichen und vermeiden potenzielle Fallstricke bei diesem Modell verbunden, wenn nicht richtig gemacht zu konzentrieren.
Ein. Eigenblut Draw aus dem Schwanzarterie:
Sorgfältige Platzierung der Angiokatheter in der Schwanzarterie ist der entscheidende erste Schritt im Modell. Abbildung-1 zeigt die Platzierung einer 26 gauge Katheter in der Schwanzarterie der Ratte. Dies stellt eine gute Platzierung mit minimalem Trauma und Blutverlust. Die richtige Platzierung der Angiokatheter können durch gute Blutrückfluss bestätigt werden.
2. Die Injektion von Eigenblut in die Cisterna Magna:
Tiefe Dissektion ter subokzipitalen Region durchgeführt, bis die Atlantookzipitalgelenk Membran visualisiert einem glänzenden weißen Membran (Abbildung-2). Die cisterna magna wird über eine Punktion durch die Membran mit einem 25-Gauge-Nadel abgerufen. Nach dem Herausziehen der Nadel, die Bündelung von Blut sollte beachtet werden, um eine ausreichende Menge an Eigenblut zu gewährleisten bleibt innerhalb der Subarachnoidalraum der Cisterna magna. Eine übermäßige Ansammlung von Blut an der Außenseite Aspekt der Atlantookzipitalgelenk Membran ist unerwünscht, da unser Modell verwendet relativ geringen Volumina (0,15 ml) von Eigenblut im Vergleich zu bestehenden Modellen und Pooling in unwirksame Mengen an Blut in den Subarachnoidalraum führen könnte. Höhere Mengen von Blut häufig zu Lungenversagen vermutlich aus erhöhten intrakraniellen Druck und Blutprodukte kurz nach der Injektion. Die Sammlung von Blut durch die Arterien im Subarachnoidalraum ist eine von mehreren möglichen Methoden zu initiieren experimentellen Vasospasmus 8
3. Probe
Abbildung 3 zeigt eine-Hirnstamm Probe aus einer Ratte ohne (Figur-3A) und mit (-Figur 3B) Subarachnoidalblutung abgefragt. Beachten das Sammeln von Blut in den Subarachnoidalraum um das basilaris in Abbildung-3B. Dies stellt eine ausreichende Blutmenge zu Vasospasmus der Arteria basilaris induzieren. Die Pfeile in Abbildung-3A und Figur-3B definieren, das Ausmaß der A. basilaris (BA). Abschnitte (12 um) werden von der Länge des sich von der BA AICA zum SCA entnommen.
4. Histologischen Schnitten
Zwanzig Abschnitten wurden für jede basilaris Probe in der SAH und Kochsalzlösung Kontrolle analysiertGruppen (-Figur 4). Die innere luminale Querschnittsfläche der Arteria basilaris waren kleiner und es gab signifikante Wellung der innere elastische Lamina andeutend Vasospasmus, in der SAH-Gruppe (-Figur 4A). Die Arteria basilaris von der Salzlösungs-Kontrollgruppe war größer in-Bereich und nicht über eine gewellte innere elastische Lamina (Abbildung-4B). Eine Quantifizierung der Grad der Verringerung der Fläche zwischen den beiden Gruppen können in Abbildung 5 zu entnehmen. Diese Studien bestätigen, dass dies SAH Modell ist zerebralen Vasospasmus, die bewertet mit histologischen Methoden werden produzieren. Luminale Querschnittsfläche wurde verwendet, um zu bestimmen, weil Vasospasmus Gewebebearbeitungsverfahren führt gelegentlich amorphen Querschnitte der Gefässe, was es schwierig macht, einen geeigneten Durchmesser zu messen und zu verwenden für die Datenanalyse bestimmen. Alle Messungen wurden mit dem NIH Image-J Software. In der SAH-Gruppe, sind die basilarisa (= 0,056 internen um ± 3) signifikant kleiner als der Salzlösungs-Kontrollgruppe (= 0,069 internen um ± 3, p = 0,004) durch Vasospasmus. Bedeutung wurde mittels Tukey / Kramer 's statistische Analyse. Tabelle 1 zeigt diese Werte mit den berechneten Standardabweichungen und Standardfehler für beide Gruppen.
Abbildung 1. Insertion einer 26 Gauge-Katheter wird in die Arterie eingeführt Schwanz.
Abbildung 2. Aussehen Atlantookzipitalgelenk Membran (Pfeil) in der Ratte.
Abbildung 3. Ventralen Oberfläche der Ratte brainstem eine basilaris (Pfeile) mit (A) und ohne (B), SAH.
Abbildung 4. Histologische Schnitte zeigt basilaris in SAH (A) und Kochsalzlösung Kontrolle (B)-Gruppen. Man beachte, dass die luminale Querschnittsfläche der Arteria basilaris kleiner ist und die innere elastische Lamina gewellt ist (Pfeil) in der SAH Gruppe, sowohl im Einklang mit Vasospasmus.
Abbildung 5. Vergleich basilaris luminalen Querschnittsflächen zwischen den SAH und Kochsalzlösung Kontrollgruppen.
| Zählen | Mittelwert (Luminal Querschnittsfläche) | Std. Dev. | Std. Err. | |
| SAH | 15 | 0,056 mm | 0,01 | 0,003 |
| Salzhaltig | 13 | 0,069 mm | 0,012 | 0,003 |
Tabelle 1. Berechnete Mittelwerte und Standardabweichungen von SAH und Salien Kontrollgruppen.
| Autoren | 2 nd SAH | Quelle | Injizierten Volumens (1 st / 2 nd) | Sacrifice (post 2 nd SAH) | Analyse-Methoden | Sterblichkeit |
| Ryba et al. (1999) | 48 | Arteriell | 0.1/0.1 ml | Tag 5 | EM | 25% |
| Suzuki et al. (1999) | 48 | Arterial | 0.3/0.3 ml | Tag 5 | Angiographie | Unbekannt |
| Sato et al. (2002) | 48 | Arteriell | 0.35/0.35 ml | Tag 5 | Histologie | 20% |
| Aladag et al (2003). | 48 | Venös | 0.3/0.3 ml | Tag 4 | Histologie | 18% |
| Vatter et al (2006). | 24 | Arteriell | 0.2/0.2 ml | Tag 3 | Angiographie, MRT | 47% |
| Lee et al. (2008) | 24 | Arteriell | 0.3/0.2ml (n = 15) 0.2/0.1 ml (n = 54) | Tage 1/3/4/7/9 * | Histologie | 40% (n = 15) 1,5% (n = 54) |
| * Die Ratten wurden differentiell geopfert Day 1 (n = 7), Tag 3 (n = 7), Tag 5 (n = 7), Tag 7 (n = 7), Tag 9 (n = 7) et al geändert. (2008) | ||||||
Tabelle 2. Zusammenfassung der veröffentlichten Doppel Subarachnoidalblutung Ratten-Modellen.
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Discussion
Primaten, eine weitere ähnliche genetische Zusammensetzung und anatomischen Merkmalen der Mensch, genauer nachahmen die Ereignisse des verzögerten zerebralen Vasospasmus und kann leichter zu unterziehen nicht-invasive Bildgebung (MRI und Angiographie), um arterielle Veränderungen, als Nagetiere 8 überwachen. Allerdings sind Primatenmodelle kostspielig und mit komplexer Pflege und ethische Fragen, als kleine Tiermodellen. Kleintier-SAH Modelle, die entwickelt wurden vorher für drei Methoden zur Induktion SAH konzentriert haben: 1) endovaskuläre arterielle Perforation eines intrakraniellen Arterie so dass Blut in den Subarachnoidalraum entweichen und zu sammeln um die verletzte Arterie; 2) OP Exposition einer Arterie und lokale autologen Gerinnsels Injektion; 3) Direkte Injektion von Blut (autologe oder Donator) in den Subarachnoidalraum 8. Jedes Modell hat seine eigenen Vorzüge und Nachteile. Zum Beispiel kann das Modell endovaskulären Perforation am engsten ahmt die Ereignisse eines aneurysm Bruch, aber mit einer sehr hohen Sterblichkeitsrate und frühen Vasospasmus zugeordnet, während der chirurgischen Ansatz ist künstlich und nicht imitieren die Ereignisse der typischen menschlichen Präsentation aneurysmal SAH. Die Direkteinspritzung Modell, das wir hier beschreiben, ist eine geringere Mortalität als die endovaskuläre Perforation Modell und ahmt die menschliche SAH Zustand als einem offenen chirurgischen Modell. Obwohl ähnliche Modelle bereits beschrieben haben, hatten wir eine große Lernkurve mit SAH Modellentwicklung, da die möglichen Komplikationen von den Nuancen des Modells, waren nicht gut beschrieben überall zuvor. Es war unsere Absicht, besser zu definieren diese potenziellen Fallen, so dass zukünftige Forscher leichter nutzen könnten diese reproduzierbare SAH Modell.
Während wir eine einfache und kostengünstige Modell, um die Auswirkungen von Verzögerungen Vasospasmus studieren vorschlägt, ist es nicht ohne ihre Grenzen. Aufgrund der Fähigkeit für Ratten schnell klar, Blut aus dem Subarachnoidalraum,und die anatomischen Unterschiede in den zerebralen Arterien selbst werden Ratten als schlechte Modell für die Untersuchung von verzögerten Subarachnoidalblutung 6, 8. Es gibt ein paar wichtige Schritte, die das Ergebnis des Modells beeinträchtigen würde. Die Dosis von Ketamin / Xylazin Cocktail sollte nicht größer als 0,1 ml / kg, um eine adäquate Anästhesie sicherzustellen. Jede Menge Ansammlung von Blut nach der Injektion in die Cisterna magna sollte notiert und dokumentiert werden, wie wir festgestellt, dass die Bündelung von Blut führt zu einem geringeren Grad der Vasospasmus 9, 13, 15 haben. Andere Studien haben gezeigt, dass die zweite Injektion von Blut 24 Stunden auseinander kann ein hohes Maß an Vasospasmus 6 zu induzieren, glauben wir, es wäre nicht zu imitieren den zeitlichen Verlauf der Vasospasmus im Menschen, wo Vasospasmus tritt selten vor dem dritten Tag nach SAB. Um genauer nachahmen diesmal natürlich haben wir die zweite Injektion von Blut 48 Stunden nach der ersten Injektion.
Mögliche Änderungen des Modells haben wir describe gehören Injektion größerer Mengen von Blut in den Subarachnoidalraum, Ändern der Quelle von Blut, verändern den zeitlichen Verlauf für die zweite Injektion, und opfern weiter als fünf Tage nach der zweiten Blut-Injektion. Solche Variationen bei den Vorgängermodellen kann oben in Tabelle 2 zu entnehmen. Im Laufe unseres Modells der Entwicklung, haben wir sowohl Einzel-und Doppel-Einspritzer-Modelle, verändert die Zeit zwischen den Injektionen mit dem doppelten SAH Modell, testete verschiedene Mengen von Blut, testeten die Wirkung von hämolytische Blut, versucht venösen gegenüber arteriellen und autologen gegenüber Spenderblut Injektionen. Jede dieser Modifikationen an Komplikationen, die in einem unbrauchbaren Modell zum Testen verzögerten Vasospasmus resultierte führen. Das oben beschriebene Modell konsequent produzierte eine niedrige Sterblichkeit basilaris SAH kleinen Tiermodell der verzögerten zerebralen Vasospasmus (CV) 6, 7, 11, 13, 15.
Low Sterberaten ermöglichen eine gründliches Verständnis der enReifen Mechanismus der zerebralen Vasospasmus 13. Bederson et al. 1 haben die endovaskuläre Perforation Modell verwendet, die Berichterstattung eine Mortalitätsrate von 50% innerhalb von 24 Stunden der Beobachtung. Veelken et al. 16 mit ihren endovaskuläre Filament ICA Perforation Modell beschrieben eine Mortalitätsrate von 100% in der normalen Perfusion Gruppe innerhalb von 3 Stunden des Verfahrens. Die endovaskuläre Perforation Modell von Lee et al. 7 durchgeführt wurden, zeigten ein hohes Maß an Vasospasmus (BA Durchmesser 230 um ± 70) im Vergleich zu der doppelten Blutungen Modell innerhalb der gleichen Studie (BA Durchmesser 320 um ± 36) und die Sterblichkeit für die Perforation Modell wurde berichtet, dass 44% betragen. Der fünffache Glutamat-Spiegel zu erhöhen, sowie Erhöhungen in Laktat und Konzentrationen an freien Fettsäuren sind einige der schädlichen Auswirkungen auf den Stoffwechsel zu sehen ein paar Minuten nach der Induktion von SAH, die zur erhöhten Sterblichkeit in der Perforation Modell 10 beitragen. Diere genügend Beweise zu unterstützen, dass die Perforation Modell weiter verfeinert werden muss, um die hohen Sterblichkeitsraten steuern.
Die Sterblichkeitsraten mit der Doppel-SAH Modell variieren stark in Abhängigkeit vom Volumen der Blut injiziert und die Rate der Injektion. Wir fanden, dass größere Mengen an Blut und schneller Injektionsraten, führen alle zu Atemstillstand und Tod häufig während oder unmittelbar nach dem Blut Injektion. Während Modellentwicklung lag die Sterblichkeitsrate von 1,5% bis 47% mit Blutvolumen der wichtigste Faktor für die Sterblichkeit. Mit der Perfektion des aktuellen Modells beschreiben wir hier berichten wir keine Todesfälle. Es gibt verschiedene Tools zur Verfügung, um erfolgreich zu identifizieren und zu bewerten den Grad der CV; Histologie, Elektronenmikroskopie, Angiographie und MRT 5, 6, 11, 12, 15. In unserem Modell wurde kein Versuch unternommen, alle anderen Methoden beiseite verwenden aus Histologie.
Auf der Suche nach besseren Verständnis derzugrundeliegende Pathophysiologie der verzögerten CV im Rattenmodell, kann man eine Vielzahl von zukünftigen Anwendungen als Verlängerung unserem Modell durchzuführen. Das wesentliche Ziel ist die Entwicklung von Wirkstoffen, die erfolgreich verhindern konnte und behandeln CV beim Menschen. Um dies zu tun, ein die komplexen Wechselwirkungen und multifaktorielle Prozesse und initiieren erhält CV beim Menschen 17 verstehen müssen. Mit der Einrichtung eines geeigneten survivable SAH Rattenmodell, können die Ermittler auf die kurz-und langfristige Mechanismen der zerebralen Vasospasmus konzentrieren und vermeiden widersprüchliche Daten typische sekundäre ischämische Schädigung im Rattenneuronen 2, 4, 8. Wir glauben, dass die SAH hier beschriebene Modell wird eine positive investigative Werkzeug für das Verständnis der Prozesse, die zu initiieren aufrecht CV sein.
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Disclosures
Wir haben nichts zu im Zusammenhang mit dieser Studie offen zu legen.
Acknowledgments
Wir möchten die Bemühungen von Dr. Mary-Lou Vallano, Department of Neuroscience und Physiologie, für ihre wertvolle Inputs erkennen im Schreiben bis zu diesem Manuskript.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Male SD rats (250-300 g) | Taconic | SD-M | |
| 26 G Catheters | Webster | 8416683 | |
| 25 G Needles | Buffalo | 305122 | |
| 1 cc Syringes | Central stores | 54245 | |
| Ketamine/Xylazine cocktail | Animal Care (SUNY)* | - | |
| Betadine | Central stores | 51458 | |
| Sucrose | Sigma | S9378-1kg | |
| Paraformaldehyde | Sigma | P6148-500G | |
| Phosphate buffer solution | Fisher | BP-399-4 | |
| Surgical Table | Harvard | PY2 72-2590 | |
| OCT Compound (cryoprotection) | VWR | 25608-930 | |
| Superfrost Slides | Fisher | 12-550-15 | |
* Synthesized at Department of Laboratory Animal Care, SUNY Upstate Medical University. Add 1 cc [100 mg/ml] of Xylazine to 10 ml [100 mg/ml] of Ketamine. |
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References
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