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Medicine

Nicht-invasive Beurteilung der Herzfehlbildungen in experimentellen autoimmunen Myokarditis von Magnetic Resonance Imaging Microscopy in der Maus

doi: 10.3791/51654 Published: June 20, 2014
* These authors contributed equally

Abstract

Myokarditis ist eine Entzündung des Herzmuskels, aber nur ca. 10% der Betroffenen zeigen klinische Manifestationen der Erkrankung. Um die Immun Ereignisse der myokardialen Verletzung zu untersuchen, wurden verschiedene Mausmodelle der Myokarditis weit verbreitet. Diese Studie umfasste experimentellen autoimmunen Myokarditis (EAM) mit Herz Myosin schwere Kette (Myhc)-α 334-352 in A / J-Mäusen; die betroffenen Tiere entwickeln lymphatischer Myokarditis, aber ohne offensichtliche klinische Zeichen. In diesem Modell wird der Nutzen der Magnetresonanzmikroskopie (MRM) als eine nicht-invasive Modalität der Herz strukturelle und funktionelle Veränderungen bei Tieren mit Myhc-α 334-352 immunisiert bestimmen dargestellt. EAM und gesunden Mäusen wurden mit einem 9.4 T (400 MHz) 89 mm vertikale Kernbohrung Scanner mit einem 4 cm Tausendfüßler Hochfrequenz-Bildgebung Sonde und 100 G / cm Dreifachachse Gradienten ausgestattet abgebildet. Cardiac Bilder wurden von betäubten Tieren erworben mit einem Gradienten-Echo-basierte cine Impulsfolge, und der Animals wurden von Atmung und Pulsoxymetrie überwacht. Die Analyse ergab eine Erhöhung der Dicke der Kammerwand in EAM Mäusen, mit einer entsprechenden Abnahme des Innendurchmessers der Kammern, wenn sie mit gesunden Mäusen verglichen. Die Daten legen nahe, dass morphologische und funktionelle Änderungen in den entzündeten Herzen können nicht-invasiv überwacht MRM in lebenden Tieren sein. Abschließend bietet einen Vorteil MRM Beurteilung der Progression und Regression der myokardialen Verletzung in Krankheiten, die durch infektiöse Agenzien verursacht werden, sowie als Reaktion auf Therapien.

Introduction

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Herzinsuffizienz ist die häufigste Ursache für Todesfälle und Myokarditis ist eine Hauptursache von Herzversagen bei Jugendlichen ein. Die meisten Patienten mit Herzmuskelentzündung betroffen asymptomatisch bleiben und die Krankheit spontan beschlossen 2. Allerdings können 10-20% der Betroffenen chronische Krankheit zu entwickeln, was zu dilatative Kardiomyopathie (DCM) 3. Verschiedene Tiermodelle entwickelt worden, um die Immunpathogenese von Myokarditis studieren. Die Krankheit kann in Myokarditis anfälligen A / J-und Balb / c Mäusen durch Immunisierung der Tiere mit Herz-Myosin schwere Kette (Myhc)-α oder seine immundominanten Peptidfragmente oder durch Infektion mit Pathogenen wie Coxsackievirus B3 4-9 induziert werden. Diese Studie beinhaltet Myhc-α 334-352 induzierte Myokarditis in A / J-Mäusen. Trotz zeigt myokardiale Infiltrationen, erscheinen die Myokarditis betroffenen Tiere klinisch normal; Diagnose auf histologische Beurteilung von Herzen für eine Entzündung 7 Basisnd 10 Echokardiographie.

Magnet-Resonanz-Mikroskopie (MRM) ist eine häufig verwendete Methode, um Herz-Kreislauf-Bildgebung mit hoher Auflösung dreidimensionale Flugzeuge zu erhalten, wodurch Beurteilung der funktionellen Details auf das Niveau der Blutgefäße Minuten (bis zu 10 Mikrometer Durchmesser), aber dieses Niveau der Auflösungsvermögen nicht mit der Routine der Magnetresonanztomographie (MRI) Verfahren, bei dem die Auflösung in der Regel bis zu 1 mm erhalten 11-14 erzielbar. MRM bietet einen Vorteil, da es ermöglicht Erwerb von hochauflösenden Bildern und auch auf Leistungsparameter in den frühen Zeitpunkten des Krankheitsprozesses 14 abzuleiten. Klinisch hat MRM-Bildgebung wurde ausgiebig angewendet, um die Funktionsparameter von erkrankten Herz-, Lungen-oder Hirn 15-17 studieren. In dieser Studie wird die Verwendung eines MRM-Technik als ein nicht-invasives Herzanomalien in A / J-Mäusen, die mit Autoimmun-Myocarditis betroffen ermitteln gezeigt. Insbesondere ter MRM Bildgebung ermöglicht die Quantifizierung von Funktionsparametern wie linksventrikuläre (LV) enddiastolischen Volumens und der Auswurffraktion (EF) 18 mit ausreichender Genauigkeit. Die Definitionen der jeweiligen Parameter sind: LV enddiastolischen Volumen, Volumen von Blut in der linken Herzkammer am Ende der diastolischen Zyklus und der Auswurffraktion, Schlagvolumen / enddiastolische Volumen. Die Auswertung der Daten erfolgt mit dem für die Verarbeitung von Magnet-Resonanz-Scanner 19 erworben DICOM-konforme Bilder Herz-Kreislauf entwickelt, frei verfügbaren Software-Segment. Die Daten zeigten einen Anstieg in der Dicke der Wand in den LV myocarditic Tieren, entsprechend einer Abnahme der LV enddiastolischen Volumens, des Schlagvolumens und der Auswurffraktion, verglichen mit diesen funktionellen Parameter in gesunden Mäusen.

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Protocol

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ETHIK STATEMENT:

Alle Tier Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt und von der Universität von Nebraska-Lincoln, Lincoln, NE genehmigt.

1. Induktion der experimentellen autoimmunen Myokarditis

  1. Vorbereitung der Peptidlösung durch Auflösen Myhc-α 334-352 in 1x phosphatgepufferter Kochsalzlösung auf eine Endkonzentration von 2 ml mg/1.5.
  2. Vorbereiten des Pertussis-Toxin (PT), die durch Zugabe von 1 ml sterilem PBS 1x in ein Fläschchen, enthaltend 50 ug lyophilisierten PT, um eine Stammkonzentration von 50 ng / &mgr; l zu erhalten. Nehmen Sie 20 ul der Lager in eine sterile 1,5-ml-Röhrchen und fügen Sie 980 ul sterilem 1x PBS auf eine Arbeitskonzentration von 1 ng / ul erhalten.
  3. Vorbereitung komplettem Freund-Adjuvans (CFA) durch Zugabe von 40 mg Mycobacterium tuberculosis H37Rv (MTB) zu extrahieren, um 10 ml CFA, um eine Endkonzentration zu erhaltenvon 5 mg / ml.
  4. Bereiten Sie die Peptid-CFA-Emulsion. HINWEIS: EAM Induktion der Peptid-CFA-Emulsion wurde in 150 &mgr; l, enthaltend 100 &mgr; g Myhc-α von 334 bis 352 pro Tier verabreicht. Zum Beispiel, um zu immunisieren zehn Mäuse verwendet 1,5 ml Peptid-CFA-Emulsion, die 1 mg α-Myhc 334-352.
    1. Zur Herstellung von 1,5 ml Emulsion aliquoten 750 ul Myhc-α 334-352 Peptid-Lösung in ein 1,5-ml-Röhrchen, und CFA mit MTB ergänzt in eine andere 1,5-ml-Tube. Mit einer 3 ml Spritze Luer-Lok, ziehen Sie die Peptid-Lösung, gefolgt von der CFA / MTB-Extrakt.
    2. Befestigen Sie die Spritze mit einem 3-Wege-Hahn und das andere Ausgang der Hahn auf eine leere 3 ml Spritze. Einstellen der Durchgängigkeit des Absperrventils so das Peptid-CFA-Gemisch strömt von einer Spritze zur anderen mit relativ guten Widerstand.
    3. Mischen Sie, indem Sie den Inhalt einer Spritze in die andere immer wieder für ~ 1 min und legen Sie dann die gesamte Baugruppe auf Eis ~ 3 min. Wiederholen Sie diesen VorgangVerfahren mindestens 10x.
    4. Bestimmung der Konsistenz der Emulsion durch vorsichtiges Anordnen einer winzigen Tröpfchen auf noch Wasser in einem 100 ml Becherglas. Das Tröpfchen wird nicht erwartet, dass sie in Wasser dispergieren. Wenn ja, weiter gemischt wird, bis die gewünschte Konsistenz erreicht ist.
    5. Den Inhalt der Emulsion von 3 ml in 1 ml-Spritzen-Luer-Lok-Spritze durch Ersetzen eines der zwei 3-ml-Spritzen auf den Hahn mit der 1-ml-Spritze entnommen und an einer 27 ½ G Nadel der 1 ml Spritze.
  5. Injizieren 150 ul der Peptid-CFA-Emulsion in geteilten Dosen subkutan in den beiden Leistenbereichen von sechs bis acht Wochen alten weiblichen A / J-Mäusen (jeweils ~ 75 &mgr; l).
  6. Verwaltung 100 ul PT Suspension (100 ng) intraperitoneal jedem Tier an Tag 0 und am Tag 2 nach der Immunisierung.
  7. Wiederholen Immunisierungsverfahren am Tag 7 durch Verabreichung von 150 &mgr; l Peptid-CFA-Emulsion in geteilten Dosen subkutan in beiden Seiten des Ter Brustbein (~ 75 jeweils ul). Bereiten Sie diese Emulsion frisch wie oben. Dann, am Tag 21, durch die die Tiere MRM Imaging, siehe Schritt 3.

2. Tier Handhabung

  1. Platzieren Sie jede Maus in einer Narkoseeinleitung Kammer mit 2% Isofluran-Luft-Gemisch mit einem Heizkissen darunter platziert, um die Wärme zu halten und zu übertragen, das Tier zu einem speziell entwickelten Tierhalter (Abbildung 1).
  2. Immobilisieren das Tier in Bauchlage auf dem Tierhalter, so die Schnauze passt in die Nasenkegel auf die Anästhesie (Abbildung 1) zu halten. Sichern Sie den Kopf der Maus mit einem Biss-bar auf die Vorderzähne des Maus angeschlossen.
  3. Einschalten des Luftgebläseofen mit seiner Austrittsschlauch in vertikalen Bohrung des Scanners eingeführt, um die Körpertemperatur des Tieres während des Experiments aufrechterhalten.
  4. Aufrechterhaltung einer Narkose bei 0,5 bis 2% Isofluran mit einer Fließgeschwindigkeit von 2 ml / min während der gesamten Abbildungssitzung. BestätigenAnästhesie mit der Zehe Prise Verfahren, keine Bewegung zu erwarten.
  5. Richten Sie eine pneumatische Kissen Sensor, Maus tail / Knöchel LWL-Pulsoximetrie-Sensor und rektale Temperatursonde, um die Atmung, Herzfrequenz und Körpertemperatur, bzw. (Abbildung 1) zu überwachen. Hinweis: Cardiac Gating durch Pulsoxymetrie, die nichtinvasive Überwachung des Blutsauerstoffsättigung arteriellen ermöglicht durchgeführt. Der Pulsoximetriesensor sollte dem linken Knöchel befestigt werden kann, und der Fuß mit einer Fadenschlaufe befestigt und geklebt, um den Knöchel in dem Sensor zu halten. MRM-Bildgebung wird durch Verknüpfung des Atmungs-und Herzsignalen ohne die Verwendung irgendwelcher Kontrastmittel erreicht.

3. Image Acquisition

  1. Nach der Vorbereitung des Tieres (1), die Maus in die Mitte des MRM-Scanner mit dem Herzen in der Mitte des Sichtfeldes (FOV), wobei Magnetfeld-Homogenität maximale positioniert. HINWEIS: Ein weiter Bohrung(89 mm) 9,4 T Vertikalbohrung Magnet mit Dreifachachse Steigungen von 100 G / cm und 4 cm Hochfrequenz-(HF)-Bildgebungsspule ausgestattet ist, verwendet werden, um hochauflösende dreidimensionale (3D) Bilder zu erhalten. Hinweis: Achten Sie darauf, nicht-magnetischen liefert bei Verwendung eines MRT-Scanners.
  2. Führen Sie die Imaging-Schnittstelle und wählen Sie "Neue Studie" aus dem Menü "Study-Optionen". Geben Sie "mtune" an der Eingabeleiste und führen Sie es nach oben zu ziehen die "Tune GUI". Dann wählen Sie "Start Probe Tune" und klicken Sie auf die Schaltfläche "Autoscale". Die Tune-GUI ändern, um die RFsignal zeigen. Verwenden Sie die Fernabstimmung / Match Knöpfe am Ende der Spule zum Abstimmen des HF-Spule auf die Protonenresonanzfrequenz (400 MHz). Auf der Registerkarte "Start" gehen auf die "Vorschau"-Seite, um die Frequenz und Leistungskalibrierung, indem Sie auf die entsprechenden Tasten ausgeführt werden. Hit der (schnellen)-Taste auf der XYZ "Shim" Registerkarte "Studie" Register zu ziehen, die Shim-Seite.Gehen Sie auf die Seite Shim, wählen Sie alle Iterationen, und drücken Sie die Taste, um die automatische Shim Shim durchzuführen.
  3. Wählen Sie einen Scout-Sequenz aus der Registerkarte "Studie" des bildgebenden Schnittstelle, um die Maus Herz zu lokalisieren. Auf der Registerkarte "Acquire" ändern Sie die FOV auf 35 mm 2 und halten Sie die Standardeinstellungen der Maschine. Klicken Sie auf Start, um die Sequenz laufen; stellen Sie die Position des Tierhalters, wenn das Herz nicht in der Mitte des FOV, stimmen Sie das HF-Spule und erhalten die Pfadfinder Bilder wieder.
  4. Klicken Sie auf "GEMS"-Sequenz auf der Registerkarte "Study" geben Sie dann die Aufnahmeparameter auf den entsprechenden Reiter "Acquire", um zwei orthogonalen Ebenen entlang der kurzen Achse und lange Achse des Herzens 20,21 zu erhalten. HINWEIS: Typische Aufnahmeparameter für eine Gradienten-Echo-Scan sind: Schichtdicke, 1 mm; Wiederholungszeit (TR), 200 ms; Echozeit (TE), 2,67 ms (Minimum); Kippwinkel 25 °; inplane Matrixgröße 128 x 128; FOV, 22 mm2; Reihe von Akquisitionen, 4; und eine Näherungserfassungszeit von 1 min und 30 sek.
  5. Auf der Registerkarte "Adv" den "CINE"-Sequenz, die Pulsoximetrie-gesteuerten Kurzachsen Cine MR-Bilder, um die LV anatomische und funktionelle Parameter messen zu sammeln. Einstellen der Position und des Winkels der Abbildungs ​​Scheiben auf der Basis der langen Achse des Herzens durch Schweben und Ziehen der Maus. Geben Sie die folgenden Aufnahmeparameter auf der Registerkarte "Acquire", um die Gradienten-Echo-Cine-Sequenz zu erhalten: TR 500 ms; TE 5 ms; Sichtfeld, 22 mm 2; Erfassungsmatrix 256 x 256; Schichtdicke, 1 mm; Reihe von Akquisitionen, 8; Anzahl von Rahmen, 6; und eine Aufnahmezeit von ~ 17 min. Klicken Sie auf Start, um den Erwerb zu beginnen.
  6. Konvertieren Sie die aufgenommenen Bilder auf DICOM-Format mit der "I / O"-Reiter des Imaging-Software und übertragen Sie die entsprechenden Dateien zum Datenzentrum für die Verarbeitung.
  7. Am Ende des Bilderzeugungsverfahrens, alleow die Mäuse aus der Narkose in den Filter-Top-Käfigen erholen. Die Mäuse nicht unbeaufsichtigt lassen, bis sie wieder zu Bewusstsein zu ausreichend Brustlage zu halten und halten sie für weitere Studien nach Bedarf.

4. Datenanalyse von Cardiac Magnetic Resonance Imaging Microscopy

  1. Verwenden Segment Software, um die anatomische und funktionelle Parameter des LV 19 zu analysieren. Durch Laden der DICOM-Format cine Bilder in die Software mit Hilfe der "Open Image File (s)"-Untermenü im Menü "Datei". Auf der GUI wählen Sie "MRGE 'als bildgebendes Verfahren," Cine "als Bildtyp und" Kurzachsen Mitte ventrikuläre' als Bildbetrachtungsebene.
  2. Geben Sie die Zeitrahmen für die End-Diastole und Systole-Ende durch verwendet werden "Set Aktuelle Zeitrahmen zu Diastole End" und "Set Aktuelle Zeitrahmen zu Systole Ende" Untermenüs im Menü "Bearbeiten" auf.
  3. Klicken Sie zuerst auf die "LV"-Befehl-Taste und dann die "ENDO" und "EPI" Befehlstasten auf der rechten unteren Panel manuell die linke Herzkammer Endokard und Epikard zu ziehen sind. Entfernen Sie die Papillarmuskeln, indem Sie auf die entsprechende Schaltfläche, um die Genauigkeit der Berechnungen zu erhöhen.
  4. Lesen Sie die quantifizierten LV diastolischen Parameter wie Volumen, Schlagvolumen, Schlagvolumen und Auswurffraktion auf der rechten oberen Panel. Klicken Sie auf die "Misc"-Befehl-Taste und dann die "Messschieber"-Befehl-Taste, um die NS-Parameter wie Wanddicke und ventrikuläre Durchmesser 22 messen.
  5. Klicken Sie auf "Speichern sowohl Bild Stacks und Segmentierung" Untermenü im Menü "Datei", um die Bilder, auch die Segmentierungen, in '. Matte'-Format zu speichern, um die Bilder nachbearbeiten, wie gebraucht.

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Representative Results

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In diesem Bericht wird der Nutzen der MRM-Technik als eine nicht-invasive Modalität, die strukturelle und funktionelle Veränderungen in den Herzen der Tiere mit EAM beeinflusst zu werden gezeigt. Myokarditis in A / J-Mäusen durch Immunisierung der Tiere mit Myhc-α von 334 bis 352 in 7 CFA induziert und die Tiere wurden am Tag 21 nach der Immunisierung an MRM Experimenten unterworfen. Die MRM-Bildgebung wurde an lebenden Tieren unter Isofluran-Narkose bei 9,4 T (400 MHz für Protonen) mit einem 89 mm-Bohrung vertikal Magnet mit Dreifachachse Gradienten (maximale Stärke 100 G / cm) ausgestattet war. Ein Scout Bild erworben zu lokalisieren und den Maus-Herz in der Mitte des FOV, gefolgt von axialen Bilder, um die Langsachse 4-Kammer-Blick zu erhalten. Der Winkel, unter dem das Herz für die 2-Kammer-Ansicht abgebildet wird, ist in Fig. 2A gezeigt. Cardiac Bilder wurden mit einem 4 cm Tausendfüßler RF Bildgebungssonde mit einem Gradienten-Echo-basierte cine Pulssequenz erworben. Die Herzfunktion Messsungen (Bildgebung: LV Wanddicke; Ausgang: LV enddiastolischen Volumen und Ejektionsfraktion) wurden dann mit Hilfe Segment Software analysiert. Strukturdefekte in den Herzen der EAM betroffenen Mäuse wurden durch Erhöhung LV Dicke von etwa 1,5-fache (p = 0,018) (Fig. 2B und Tabelle 1) belegt, mit entsprechenden Abnahme LV enddiastolische Volumen [18,0 ± 4,2 &mgr; vs 37,5 ± 3,5 &mgr; l, Fig. 2C (i). p = 0,002] und Auswurffraktion [49,4 ± 2,3% gegenüber 71,5 ± 6,0%, p = 0,00066, Fig. 2C (ii)], verglichen mit gesunden Mäusen. Wie erwartet, histologische Beurteilung der Herzen, myocarditic, aber nicht gesund, zeigten Mäuse multifokale Lymphozyten infiltriert, wie wir vorher gezeigt haben, 7, Fig. 2D). Die Daten legen nahe, dass morphologische und funktionelle Veränderungen in entzündeten Herzen können nicht-invasiv sein von MRM i überwachtn leben Tiere.

Figur 1
1. Tiervorbereitung und Positionierung von Sonden zur Erfassung des MRM-Bilder aus dem Herzen der Maus. Um Bilder vom Herzen zu erwerben, wird der anästhesierten Maus in die speziell für Abbildungs ​​MRM ausgelegt Tierhalter angeordnet und mit dem Luftgebläseheizung verbunden, um die Aufrechterhaltung Körpertemperatur. Unter kontinuierlicher Narkose werden die Tiere in der Bauchlage immobilisiert. Ein Luftkissen, Glasfaser-Oxymetrie Sensor und Temperatursensor sind bis zu überwachen, Atmung, Puls und Körpertemperatur, jeweils bis MRM Erwerb von Herzbilder abgeschlossen ist gesetzt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.


Abbildung 2. MRM-Bildgebung von Mäusen mit Autoimmun Myokarditis betroffen zeigt Herzfehler. Myokarditis wurde in A / J-Mäusen durch Immunisierung der Tiere mit Myhc-α 334-352 in CFA induziert. Die Tiere wurden am Tag 21 nach der Immunisierung an MRM Bildgebung unterzogen, um Herzrhythmusstörungen zu beurteilen. (A) Position der MRM Schneiden. Der Winkel, unter dem das Herz für die Bildaufnahme geschnitten dargestellt. (B) MRM-Bildgebung. Kurzachsenschnitte des Herzens wurden mit Echo-basierte cine Impulsfolge in acht Zeitrahmen mit einem TR von 500 ms erfasst (TE, 5 ms, Flip-Winkel, 20 °, Anzahl der Übernahmen, 4; Erfassungsmatrix, 256 x 256) .. [Pfeile: LV Wanddicke] (C) Das Herzminutenvolumen Herzzeitvolumen wurde auf Basis von (i) LV enddiastolischen Volumen und (ii) der Auswurffraktion in gesunden und myocarditic Mäusen gemessen usingen quantitative medizinischen Bildanalyse mit Segment Software. Mittelwert SEM-Werte für eine Gruppe von Mäusen gezeigt (n = 2 bis 5 pro Gruppe). (D) Histologie. Herzen aus den obigen Behandlungsgruppen wurden für die Entzündung von Hämatoxylin und Eosin-Färbung ausgewertet. Kreise:. Multifokalen lymphatische Infiltrationen Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Tiere Gesunde (n = 3) EAM (n = 5)
Maus 1 1,03 1,48
Maus 2 1.3 1,59
Maus 3 0,94 1,44
Maus 4 2.11
Maus 5 1,92
Mittelwert ± SEM 1,71 ± 0,1

Tabelle 1. Vergleich der linksventrikulären (LV) Wandstärke zwischen gesunden und experimentellen autoimmunen Myokarditis (EAM)-Mäusen. Drei gesunde und fünf EAM-induzierten Mäuse wurden Magnet-Resonanz-Mikroskopie unterzogen (MRM)-Bildgebung am Tag 21 nach der Immunisierung. Nach dem Erwerb der Herzbilder von MRM, wurde die Dicke der Wand mit LV Segment Software wie im Protokoll beschrieben gemessen. Die in der Tabelle angezeigten Werte stellen LV Wanddicke in mm.

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Discussion

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Diese Studie beschreibt die MRM-Verfahren und seine Nützlichkeit als ein nicht-invasives Herzanomalien bei Mäusen mit Autoimmun-Myocarditis betroffen ermitteln. Da die histologischen Merkmale der EAM ähneln post Myokarditis von Menschen, sind Mausmodelle häufig eingesetzt, um die Immunmechanismen der myokardialen Verletzungen 23-25 ​​abzugrenzen. Doch die mit Myokarditis betroffenen Tiere klinisch normal erscheinen, und die Diagnose wird auf der Grundlage der Histologie bei der Beendigung von Versuchen 7 gemacht. Die Tiere werden in der Regel am Tag 21 nach der Immunisierung getötet. Die Beurteilung der Krankheitsprozess auf diese Weise an einzelnen Zeitpunkten Grenzen dieser Modelle verwenden, vor allem in der pharmazeutischen Forschung, in dem die Überwachung des Krankheitsverlaufs in Reaktion auf Behandlungen ist eine kritische Anforderung.

Um Herzanomalien im lebenden Tier zu ermitteln, ist die Verwendung von nicht-invasive Modalitäten wie MRM hilfreich. Die MRM-Technik, die hier beschriebenbietet den Vorteil des Erhaltens der strukturellen und funktionellen Eigenschaften der Herzen ohne die Notwendigkeit, Kontrastmittel zu verwenden. Diese Technik erfordert jedoch Erwerb von hochauflösenden 3D-anatomische Bilder in starken Magnetfeldern. Dennoch, wenn die Bilder erfasst werden, funktionelle Parameter wie LV enddiastolischen Volumina und Ejektionsfraktion kann später unter Verwendung kommerziell erhältlicher Software analysiert werden, ohne die Notwendigkeit, die Vorrichtung ferner MRM montieren. Wie in Fig. 2 gezeigt, MRM Untersuchung von Tieren mit Myhc-α 334-352 offenbart LV Wanddicke größer ist als in gesunden Mäusen (2B) ist, mit einer entsprechenden Abnahme der funktionellen Ausgänge (LV enddiastolischen Volumina und Auswurffraktion immunisiert , Fig. 2C). Wie erwartet, Herzen von immunisierten, aber nicht gesund, hatte Tiere entzündliche Infiltrate (Abb. 2D). So Erkenntnisse aus der MRM-Technik und Histologie corroborate gegenseitig.

Dennoch, um reproduzierbare Ergebnisse von MRM zu erhalten, müssen die folgenden drei Faktoren angegangen werden. (A) Die Tiere sollten in der MRM-Scanner angeordnet sein, so Herzen werden in der Mitte des Magneten angeordnet ist, um sie auf das Magnetfeld mit maximaler Homogenität aus. (B) Bewegungsartefakte ist ein Anliegen, im Live-Tierversuch. Zu Bildunschärfe aufgrund von Atmung und Herzbewegungen zu verringern, wurden Pulsoximetrie und Respirometrie Gate MRM verwendet Erfassung, das heißt, um diskrete Bildsignale zu bestimmten Zeitpunkten innerhalb der Atem-und Herzzyklen, die die Verwendung eines Tieres Überwachungssystem aneignen . (C) Erwerb von hochauflösenden 3D-Herzbilder ist eine entscheidende Voraussetzung, um detaillierte Analyse der Herzanomalien zu ermöglichen. Um Bilder in drei Dimensionen zu erhalten, und um das Signal-Rausch-Verhältnis zu erhöhen, ist es wichtig, empfindlicher Abbildungs ​​Spulen spezifischen MRM ermöglichen, die genaue und com entwerfenkomplette Erfassung von Bildern in starken Magnetfeldern in einer Kurzachsenorientierung innerhalb der Tier Scanner.

Im Ergebnis ist die Entwicklung einer Technik, um MRM Herzanomalien in lebenden Tieren zu evaluieren Herausforderung. Dies gilt insbesondere für Mäuse, die aufgrund ihrer kleineren Größen Herz (~ 1/2, 000 die Masse eines menschlichen Herzens) und höheren Herzfrequenzen (~ 600 Schläge pro Minute) im Vergleich zum Menschen 26. Dennoch, einmal entwickelt und validiert, kann der MRM-Technik verwendet, um die anatomischen und funktionellen Veränderungen der Herzen zwischen gesunden und kranken Tieren zu vergleichen. Somit könnte das MRM-Technik als wertvolle, nicht-invasives Verfahren, um die Längsfortschreiten der entzündlichen Herzerkrankungen, sowohl der akuten als auch chronischen Natur des Krankheitsprozesses verwandt zu bewerten und Reaktionen auf Therapien in lebenden Tieren zu überwachen dienen.

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Materials

Name Company Catalog Number Comments
Myhc-a 334-352 (DSAFDVLSFTAEEKAGVYK) Neopeptide, Cambridge, MA Store at 4 °C
CFA Sigma Aldrich, St Louis, MO 5881 Store at 4 °C
MTB H37Rv extract Difco Laboratories, Detroit, MI 231141 Store at 4 °C
PT List Biologicals Laboratories, Campbell, CA 181 Store at 4 °C
1x PBS Corning, Manassas, VA 21-040-CV Store at 4 °C
Isoflurane Piramal Healthcare, Mumbai, India NDC66794-013-25
Female A/J mice Jackson Laboratories, Bar Harbor, ME 646
Luer-lok sterile 1 ml syrringe BD, Franklin Lakes, NJ 309628
Luer-lok sterile 3 ml syrringe BD, Franklin Lakes, NJ 309657
Sterile needle, 18 G BD, Franklin Lakes, NJ 305195
Sterile needle, 27 1/2 G BD, Franklin Lakes, NJ 305109
3-way stopcock Smiths Medical ASD, Inc. Dublin, OH MX5311L
Kerlix gauze bandage rolls Covidien, Mansfield, MA 6720
Kimwipes Kimberly-Clark Professional, Roswell, GA 34155
Protouch Stockinette Medline Industries, Mundelein, IL 30-1001
Sterile surgical scissors and forceps INOX tool Corporation
Micro oven GE Healthcare, 
ThermiPAQ hot and cold therapy system  Theramics Corporation, Springfield, IL
Reptile heating lamp Energy Savers Unlimited, Inc. Carson, CA
3M Transpore tapes Target Corporation, MN
Up and Up Polymyxin B sulfate/Bacitracin/Neomycin sulfate antibiotic ointment Target Corporation, MN
North Safety DeciDamp-2PVC foam ear plugs North Safety Products, Smithfield, RI
Cotton tipped applicator, 6’’ wooden stem  Jorgensen Laboratories, Inc. Loveland, CO
Anesthesia induction chamber  Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI
Summit Anesthesia Support system for regulating flow of anesthesia  Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI
Specially designed animal holder Agilent Technologies, Santa Clara, CA
Bickford Omnicon F/Air anesthesia gas filter unit  A.M. Bickford, Inc. Wales Center, NY
Pulse-oximeter module, MR compatible small animal monitoring and gating system  Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY
Oxygen cylinder  Matheson-Tri Gas, North-Central Zone, Lincoln, NE
Gas regulator  Western Medica, West Lake, OH
Signal breaking module, MR compatible small animal monitoring and gating system Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY
9.4 T (400 MHz) 89 mm vertical core bore MR scanner Agilent Technologies, Santa Clara, CA
4 cm millipede micro-imaging RF coil Agilent Technologies, Santa Clara, CA
SAM PC monitor Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY
Quantitative Medical Image analysis software http://segment.heiberg.se;  Segment v1.8 R1430,  Medviso, Oresunds region, Sweden
Matlab software The Mathworks, Inc.  Natick, MA
Computer-Unix operating system

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Nicht-invasive Beurteilung der Herzfehlbildungen in experimentellen autoimmunen Myokarditis von Magnetic Resonance Imaging Microscopy in der Maus
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Massilamany, C., Khalilzad-Sharghi, V., Gangaplara, A., Steffen, D., Othman, S. F., Reddy, J. Noninvasive Assessment of Cardiac Abnormalities in Experimental Autoimmune Myocarditis by Magnetic Resonance Microscopy Imaging in the Mouse. J. Vis. Exp. (88), e51654, doi:10.3791/51654 (2014).More

Massilamany, C., Khalilzad-Sharghi, V., Gangaplara, A., Steffen, D., Othman, S. F., Reddy, J. Noninvasive Assessment of Cardiac Abnormalities in Experimental Autoimmune Myocarditis by Magnetic Resonance Microscopy Imaging in the Mouse. J. Vis. Exp. (88), e51654, doi:10.3791/51654 (2014).

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