Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.
Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.
El trasplante renal con éxito para el tratamiento de la insuficiencia renal fue descrita por primera vez en 1955 entre los gemelos monocigóticos 1, desde entonces se ha convertido en un revolucionario tratamiento para los pacientes con insuficiencia renal terminal en todo el mundo, ofreciendo mejoras en duración y calidad de vida 2. Sin embargo la supervivencia del injerto a largo plazo se ha visto obstaculizada por una multitud de procesos patológicos que resultan en daños crónica del injerto 3.
El rechazo del riñón trasplantado en el ser humano sigue siendo una causa importante de morbilidad, a pesar de las mejoras significativas en los regímenes immunosupporessive. El objetivo de desarrollar un modelo murino de trasplante renal es replicar de cerca el proceso y la patología que se encuentra en el trasplante renal humano 4. Skoskiewicz et al. Describe primero el modelo murino de trasplante renal en 1973 5. Aunque se requieren habilidades de microcirugía avanzados, es una valiosa tool por varias razones: el genoma del ratón ha sido bien caracterizada y hay una gran variedad de métodos y técnicas disponibles para los estudios del ratón experimentales.
Muchos grupos utilizando el modelo de ratón de trasplante renal han utilizado el riñón trasplantado como un órgano que sustenta la vida, sin embargo, en otros estudios y en nuestra metodología descrita uno de los riñones naturales del ratón receptor se deja in situ durante la duración del experimento 4. El beneficio es que el ratón se somete a una única operación de la anestesia y reduciendo así la morbilidad para el ratón y el riesgo de muerte a partir de un segundo procedimiento. Además, el ratón no sufren de los efectos adversos de la insuficiencia renal progresiva.
Aunque existen modelos de rechazo alogénico en otros órganos tales como el corazón y la piel, estos no siempre son directamente relevantes para el trasplante renal. Hay evidencia de que estos modelos provocan diferentes modos y dymica de rechazo, por ejemplo, el curso de tiempo de rechazo de aloinjerto cardíaco y en aloinjerto renal difiere significativamente en ciertas combinaciones de deformación 6. Hemos descrito patrones de rechazo de aloinjerto renal aguda en donantes BALB / c en ratones FVB / NJ no transgénicos, este modelo mostró la lesión mediada celular con acumulación de células T y macrófagos 7. Alternativamente también hemos descrito un modelo de daño crónico del aloinjerto que exhibe la fibrosis intersticial y atrofia tubular, esto resulta de trasplante de un riñón de ratones C57BL / 6 BM12 donantes C57BL / 6 en los destinatarios, ya que estos ratones se caracterizan por una sola MIS loci MHC de clase II -match 8.
Múltiples aspectos del trasplante han sido estudiados utilizando el modelo murino de trasplante renal, incluyendo rechazo agudo, rechazo celular y humoral, lesión de reperfusión de isquemia, y probando nuevos agentes terapéuticos. Hemos modificado el t quirúrgicaechnique para reducir el tiempo de operación y mejorar la facilidad de la cirugía. Particularmente hemos descrito donante simultánea y preparación de receptor y una técnica de anastomosis vascular simplificada mediante la utilización de una anastomosis aórtica parche continuo. Este video y manuscrito proporcionarán puntos clave para ayudar en el establecimiento de esta técnica.
La manera más bien descrito para realizar la anastomosis arterial es utilizar la aorta distal del donante, con la arteria renal en la continuación, de una manera de extremo a lado a la aorta destinatario. Se describe el uso de un parche de aorta, similar a la creación de reflejo 'Carrell parche' que lleva a cabo en el trasplante de riñón humano que creemos que es más conveniente. Aunque los informes en la literatura de donante y receptor operativo de tiempo son escasos creemos que la utilización de un par…
The authors have nothing to disclose.
La financiación procedente del riñón Research UK, el Colegio Real de Cirujanos de Edimburgo y de la Sociedad Europea de Trasplante de Órganos apoyó este estudio.
Surgical Instruments | |||
Blunt Dissecting Scissors | Fine Science Tools | 14072-10 | For skin cutting |
Curved Castoviejo scissors | Fine Science Tools | 15017-10 | For tissue cutting |
Spring Scissors – straight | Fine Science Tools | 15000-08 | For suture cutting |
Toothed forceps 1×2 teeth | Fine Science Tools | 11021-12 | |
2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5) | Fine Science Tools | 11251-20 | |
Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45) | Fine Science Tools | 11253-25 | For blunt dissecting |
Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7) | Fine Science Tools | 11273-22 | Useful to pass around vessels |
Curved Crile Haemostat | Fine Science Tools | 1300-04 | |
Micro clip applicator with lock | Fine Science Tools | 18056-14 | |
2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm | Fine Science Tools | 18055-04 | Microvascular clamps |
2 x Colibri 3cm wire retractor | Fine Science Tools | 17000-03 | |
Castroviejo needle holder with lock | Fine Science Tools | 120660-01 | |
Wound clip applicator | Fine Science Tools | 12031-07 | |
7mm wound clips | Fine Science Tools | 12032-07 | Remove 7 to 10 days after surgery |
Equipment | |||
OPMI pico microscope | Carl Zeiss | S100 | |
Thermal cautery unit with fine tip | Geiger | 150A | |
Heat electronic pad | Cozee Cumfort | n/a | |
Euroklav 23-S | Melag | n/a | Autoclave |
Disposable equipment | |||
7/O Silk braided suture | Pearsall | 30514 | |
10/O Dafilon (polyamide) suture | B-Braun | G1118099 | |
6/O Vicryl (plygalectin) | Ethicon | W9537 | |
Regular bevel needle, 1 inch, 21G | Bection, Dickinson and Company | 305175 | For ureteric anastamosis |
Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G | Bection, Dickinson and Company | 305122 | |
Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G | Bection, Dickinson and Company | 304000 | |
Insulin needle 1ml, 29G | Bection, Dickinson and Company | 324827 | |
Insulin needle 0.3ml, 30G | Bection, Dickinson and Company | 324826 | |
1 ml syringe slip tip | Bection, Dickinson and Company | 300184 | |
5 ml syringe slip tip | Bection, Dickinson and Company | 302187 | |
Wypall paper swabs | Kimberley-Clark | L40 | sterilised by autoclave |
Cotton wool buds | Johnson and Johnson | n/a | sterilised by autoclave |
Plain drapes | Guardian | CB03 | sterilised by autoclave |
Cell culture dish 60mm x 15mm | Corning Incorporated | 430166 | |
Dispensing Pin | B-Braun | DP3500L / 413501 | Used with NaCl 0.9% |
Re-agents and Drugs | |||
(Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2% | Allergan Ltd | 21956GB10X | |
(Videne) Povidone-iodine 10% | Ecolab Ltd | PL 04509/0041 | |
(Vetalar V) Ketamine hydrochloride | Pfizer Animal Health | Vm 42058/4165 | 100mg/ml solution (dose 200mg/kg) |
(Domitor) Medetomidine hydrochloride | Orion Pharma | Vm 06043/4003 | 1mg/ml (dose 0.5mg/kg) |
(Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride | Alsto Animal Health | Vm 00063/4002 | 0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg) |
(Antisedan) Atipamezole hydrochoride | Orion Pharma | Vm 06043/4004 | 5mg/ml (dose 2mg/kg) |
University of Wisconsin Solution | Belzer Bridge to Life | n/a | dose approximately 500 microlitres/mouse |
NaCl 0.9% | Baxter | FKE1323 | |
Heparin Sulphate | non-proprietary | n/a | 5000units/ml (dose 5units/mouse) |