Summary
Cet article décrit le protocole détaillé et l'équipement nécessaire pour une double cartographie optique du potentiel transmembranaire (V m) et d'une connexion intra-réticulum sarcoplasmique (SR) Ca 2+ dans le coeur de lapin Langendorff perfusé. Cette méthode permet l'observation directe et la quantification de V m et SR Ca 2+ dynamique dans le coeur intact.
Protocol
Toutes les procédures impliquant des animaux ont été approuvés par le soin et l'utilisation des animaux Comité de l'Université de Californie, Davis, et adhéré à la Guide pour les soins et l'utilisation des animaux de laboratoire publié par les National Institutes of Health.
1. Préparation
- Préparer deux concentrés (25X) les stocks de solution modifiée de Tyrode à l'avance et conserver à 4 ° C: (1) Stock I (en mM: NaCl 3205, CaCl2 32,5, KCl 117,5, NaH 2 PO 4 29.75, MgCl2 26.25) et (2) Stock II (en mM: NaHCO 3 500).
- Fraîchement préparer une solution de 2 L Tyrode de la composition suivante (en mM): NaCl 128,2, CaCl 2 1,3, KCl 4,7, MgCl2 1,05, NaH 2 PO 4 1,19, NaHCO 3 20 et glucose 11,1 en combinant 1840 ml d'eau désionisée (DI) l'eau, 80 ml Stock I, 80 ml de stock II, et 4 g de glucose. Ne pas mélanger directement Stock I et II Stock; ajouter lem à 1.840 ml DI pour éviter la précipitation.
- Préparer la solution d'achat d'actions de l'excitation-contraction découplant blebbistatin à 10 mg / ml dans anhydre di-méthylsulfoxyde (DMSO) à l'avance et conserver la solution d'achat d'actions à 4 ° C.
- Préparer des solutions mères de colorants fluorescents: (1) RH237 tension sensible colorant (1 mg / ml dans le DMSO) et (2) Indicateur de faible affinité calcium Fluo-5N AM (2 mg / ml dans le DMSO) selon les recommandations du fabricant. Utilisez les préparatifs immédiatement pour éviter la décomposition avec perte subséquente de la capacité de chargement.
- Le premier système de recirculation de la perfusion de Langendorff avec oxygénée (95% de O 2, CO 2 5%) solution de Tyrode. Régler le débit de O 2 / CO 2 pour maintenir le pH de la solution de Tyrode à 7,4 ± 0,05. Utilisez un filtre net en ligne en nylon tissé (taille des pores: 11 pm) pour filtrer en continu la solution de perfusion.
- Premier système de perfusion à température ambiante, comme loadi ultérieureng de Fluo-5N AM est effectuée à température ambiante. Pour Fluo-5N AM chargement, utiliser un petit volume de recirculation de perfusion (~ 150 ml). Après charge de colorant, utiliser un plus grand volume de liquide de perfusion (1 - 2 L, voir figure 1C).
- Tournez sur le système d'acquisition de données et de préparer pour la surveillance en continu de l'ECG et de la perfusion pression. Préparer le système de surveillance de pression: Brancher un capteur de pression à la ligne de perfusion et de surveiller la pression de perfusion avec un amplificateur de Transbridge. Ajuster la pression de perfusion de base à 0 mm de Hg lorsque le coeur ne soit pas connectée au système de perfusion.
- Alignez les caméras de cartographie optique pour assurer un alignement spatiale entre le m V et SR Ca 2+ signaux.
- Tout d'abord, concentrer les caméras en plaçant une règle ou un objet avec le texte dans le plat de perfusion. Tournez les caméras de cartographie dans un mode de vue en direct et la mise au point jusqu'à ce que le texte est clair et net. Acquérir une image de trame unique de chaque caméra.
- Overlayces images et d'ajuster la transparence de l'image du haut de sorte que les deux images sont visibles. Le texte dans les images doivent se chevaucher exactement. Si pas parfaitement alignés, de régler l'angle du miroir dichroïque ou la position de chaque caméra jusqu'à ce que les deux images sont alignées.
2. récolte, de perfusion, et Dye-chargement du Lapin Coeur
- Fixez le lapin dans un dispositif de retenue de lapin approuvé. Profondément anesthésier via une injection intraveineuse (veine marginale de l'oreille) de pentobarbital sodique (50 mg / kg) et de l'héparine (1000 IU).
- Lorsque le lapin affiche absence de réflexes nociceptifs, faire une incision cutanée médiane pour exposer le sternum et les côtes. Couper à travers le sternum avec des ciseaux chirurgicaux contondants pointe de la xyphoïde au manubrium. Prenez soin de ne pas endommager le coeur lors de l'ouverture du sternum. Étaler les côtes pour exposer le coeur.
- Exciser rapidement l'ensemble du bloc cœur-poumon en coupant rapidement tous les navires et les tissus conjonctifs. Immediadiatement placer le bloc cœur-poumon dans la solution glacée Tyrode.
- Situer l'aorte pour perfusion rétrograde. Couper l'aorte ascendante juste en amont de trois branches de la crosse aortique. Cathétériser l'aorte à une canule de 8 G connecté au système de perfusion. Utilisez un morceau de suture USP 0 de soie pour sécuriser l'aorte sur la canule.
- Disséquer soigneusement la trachée, poumons, et la graisse épicardique du coeur. Avec une pince et des ciseaux pointus de dissection, localisez la valve mitrale et soigneusement d'endommager ou de retirer un dépliant pour prévenir la congestion de la solution dans le ventricule gauche.
- Immerger le coeur dans la chambre de perfusion verre chemisé horizontalement avec la surface antérieure du cœur vers le haut pour l'imagerie. Fixer la canule à un morceau de Sylgard avec les repères en forme de U sur le fond de la coupelle de silicium pour empêcher le mouvement du cœur au cours de la cartographie (figure 1D). Si désiré, ajouter une petite épingle d'insectes à la pointe du cœur pour stabilisation.
- Position électrocardiogramme (ECG) électrodes dans le bain sur le côté droit et gauche du cœur. Immerger entièrement les électrodes dans le bain et veiller à ce qu'ils ne sont pas en contact avec la surface du cœur de fournir un ECG de volume menée analogue à une configuration plomb I. Vérifier un plomb je ECG morphologie normale. Ajuster le flux (25 - 35 ml / min) pour s'assurer que la pression aortique est maintenue à 60 - 70 mm de Hg.
- Éteignez les lumières de la pièce et d'ajouter de 0,3 à 0,6 ml de solution stock blebbistatin (étape 1.2) au perfusat (concentration finale 10 - 20 uM).
- Éteignez les lumières des chambres pour éviter photoinactivation de blebbistatin. Si nécessaire, un petit coup de projecteur ou projecteur peuvent être utilisés pour fournir un éclairage de la tâche.
Remarque: blebbistatin est un inhibiteur d'ATPase de la myosine et un découpleur excitation-contraction. Parce Fluo-5N chargement nécessite des conditions prolongées (60 min) RT (hypothermie) (voir les étapes 2.8 - 2.10), la production d'énergie cardiaque pourrait être compromise. Therefore, plus de blebbistatin dans le perfusat avant charge de colorant peut réduire la demande d'énergie 16 et d'éliminer les artefacts de mouvement pendant les enregistrements optiques ultérieurs 17.
- Éteignez les lumières des chambres pour éviter photoinactivation de blebbistatin. Si nécessaire, un petit coup de projecteur ou projecteur peuvent être utilisés pour fournir un éclairage de la tâche.
- Lorsque la contraction du cœur a cessé (10 - 15 min, vérifié sur l'enregistrement de la pression aortique), basculer vers le système de recirculation perfusion de petit volume (voir l'étape 1.4.1).
- Préparer et charger solution de chargement Fluo-5N AM: Ajouter 0,25 ml de Fluo-5N AM solution stock (étape 1.3) à 0,25 ml chaude 20% de Pluronic F127. Ajouter 0,5 ml de solution de Tyrode chaud au mélange, bien mélanger et ajouter au système de recirculation perfusion de petit volume.
- Surveiller en permanence la pression de perfusion et de l'ECG et de régler le débit si nécessaire. Dye chargement dure environ 1 heure à température ambiante. 45 min après le chargement a commencé, tourner sur le bain d'eau circulant pour commencer le réchauffement du système de perfusion et de perfusion à 37 ° C.
- Après 60 min de Fluo-5N AM chargement, switch la perfusion à l'ensemble du système de recirculation de perfusion de volume (voir l'étape 1.4).
- Diluer 50 pi de tension sensible solution colorant RH237 de stock (étape 1.3) dans 1 ml de la solution de Tyrode tiède et ajoutez lentement (~ 5 minutes) dans une proximale de l'orifice d'injection de la canule.
3. cartographie optique
- Pendant les derniers moments de charge de colorant, positionner le coeur et concentrer les caméras de cartographie optique pour assurer le champ approprié de vue de l'expérience.
- Si désiré, placer une électrode de stimulation bipolaire sur la surface épicardique du cœur pour la stimulation.
- Placez un plastique ou en verre lamelle sur la surface de la chambre de perfusion pour réduire l'artefact de mouvement sur la surface du liquide qui peut être présent en raison de la recirculation du liquide de perfusion.
Remarque: Comme alternative à une lamelle, utilisez un couvercle de Petri plat propre plastique de 50 mm. - Concentrer les guides de lumière pour éclairer uniformément la surface du cœur avec eXCitation lumière. Utilisez diode électroluminescente bleue (LED) sources de lumière et de filtrer davantage la lumière avec un 475-495 nm filtre passe-bande (figure 1A).
- Recueillir fluorescence émise avec un macroscope et deux complémentaires métal-oxyde-semiconducteur (CMOS) caméras de cartographie optique. Diviser la lumière émise avec un miroir dichroïque à 545 nm.
- Filtre passe-long de la longueur d'onde fragment, contenant le signal de V m, à 700 nm. -Filtre passe-bande de longueur d'onde la plus courte fragment, contenant le SR signal de Ca 2+, 502 à 534 nm (figure 1A). Régler la fréquence d'acquisition de données optiques de 0,5 à 1 kHz.
- Pour chaque enregistrement optique, d'abord lancer le protocole de stimulation souhaité, allumez la lumière d'excitation, et de recueillir: 1 - 4 sec des données. Si désiré, synchroniser l'acquisition des protocoles et des données stimulation.
Remarque: Il est impossible de re-charger le Fluo-5N AM, donc le rapport signal sur bruit (SNR) sera decreasoi tout au long de l'expérience en raison de teindre les fuites de la SR. Limitez protocole expérimental à 1 - 2 h pour assurer des valeurs élevées de SNR. - À la suite de l'expérience, laver le système de perfusion dans la séquence de l'eau DI, 70% d'alcool réactif, et de nouveau avec de l'eau DI.
- Filtre à chaque jeu de données avec un filtre gaussien spatial (rayon de 3 pixels) en utilisant des progiciels disponibles dans le commerce selon le protocole du fabricant.
- Si nécessaire, aligner spatialement la m V et SR Ca 2+ ensembles de données. Comme à l'étape 1.6, superposer des images de chaque caméra et vérifier que les structures anatomiques du coeur (ie., Vasculaire coronaire, les bords des oreillettes ou les ventricules) ou d'autres objets dans le champ de vision (par exemple, la canule, l'électrode de stimulation) exactement chevauchement. Si non, alignement spatial des ensembles de données est nécessaire.
- Décaler l'image supérieure transparente dans le x et y direction jusqu'à ce que le chevauchement exacte est atteinte, en prenant note du nombre de pixelsl'image doit être décalée dans chaque direction. L'ensemble des données correspondant à l'image du haut (soit V m ou SR Ca 2+) doit alors être déplacé par le nombre déterminé de pixels dans chaque direction pour assurer un alignement précis entre le m V et SR Ca 2+ ensembles de données.
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Representative Results
La figure 1A représente un diagramme schématique de la configuration optique pour double m V SR Ca2 + et la cartographie. Avec cette configuration, il ya une séparation spectrale complète de la m V et SR Ca 2+ signaux (figure 1B). Un schéma du système de perfusion à double boucle utilisée pour Fluo-5N colorant chargement est illustrée à la figure 1C. La figure 1D montre l'orientation horizontale du coeur dans le plat de perfusion. Et m représentant V SR Ca2 + traces optiques au cours de la stimulation continue de différents emplacements sur la surface épicardique du coeur sont présentés dans la figure 2A. Le champ de vue optique avec cette configuration est de 31 mm x 31 mm et l'orientation du cœur dans le champ de vision est montré dans la figure 2B. Des cartes d'activation sont également représentés sur la figure 2B et sont construits en notant le temps d'activation de chaque pixel et pColisage cette valeur sur une carte isochrone (noter le retard typique de ~ 8 - 10 ms entre le m V et SR Ca 2+ cartes d'activation). Fait important, potentiels d'action clé (AP) des propriétés telles que AP temps de montée (de 10% à 90% de l'amplitude [tm]), et la durée AP à 80% de repolarisation (APD 80), ne sont pas statistiquement différents entre les cœurs chargés de RH237 et Fluo-5N comparé à ceux chargés de RH237 et Rhod-2 (tm: 14,9 ms ± 1,9 ms contre 14,2 ms ± 1,2 ms et APD 80: 155,3 ms ± 5,8 ms vs 156,9 msec ± 5,7 ms pour Fluo-5N et Rhod-2, respectivement; p> 0,05 pour les deux;. n = 8 / groupe), indiquant un effet minimal de Fluo-5N ou teindre chargement sur l'AP figure 2C montre la capacité d'observer et de quantifier les changements relatifs dans diastolique SR Ca 2+ charge et SR Ca 2+ libération systolique amplitudes à différentes longueurs de cycle de stimulation. Seuls les changements relatifs à ces paramètres peuvent être Quantified, l'étalonnage absolu ([Ca2 +] SR) du signal dans le coeur intact est impossible.
Cette approche est particulièrement utile pour caractériser et quantifier SR Ca 2+ manutention pathologique, comme le montre la figure 3. Après l'application de l'agoniste du récepteur de l'isoprotérénol de β-adrénergiques (100 nM), claire diastolique Ca 2+ fuite du SR est observée ( flèches rouges, figure 3A). Si la fuite est assez grand, Ca2 + à médiation par l'activité déclenchée peut se produire (figure 3B).
Figure 1. Configuration du système pour Dual cartographie de V m et SR Ca 2+. (A) Schéma de la configuration optique, y compris les filtres nécessaires et miroir dichroïque pour la séparation spectrale appropriée. (B) imagerie de cœurs chargées avec Fluo-5N, soit uniquement (i) ou seulement RH237 (ii) indique séparation spectrale complète du m et V SR signaux fluorescents de Ca2 +. Ex: excitation, Em:. Émission (C) Schéma du système de perfusion à double boucle pour perfusion normale et Fluo-5N charge de colorant (D) l'image d'une canule électrodes cardiaques et ECG dans le plat de perfusion.. Panneaux A et B reproduits avec l'autorisation de Wang et al. 15. S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. V m et SR Ca 2+ traces optiques pendant une stimulation continue et non continue. (A) représentant V m et SR Ca 2+ Optical trace pendant la stimulation continue à une longueur de cycle de 300 ms. Les signaux sont affichés à partir des emplacements individuels indiqués dans (B). Notez le retard de ~ 8 - 10 ms entre la m V SR Ca2 + et temps d'activation qui est typique pour couplage excitation-contraction normale. (B) l'image d'un coeur dans le champ de vision de la cartographie (flèche blanche indique stimulation électrodes) et cartes d'activation de V m et SR Ca 2+. (C) SR Ca 2+ des traces optiques démontrant changements dans diastolique SR Ca 2+ charge et l'amplitude de la libération de SR Ca suivante changements brusques de fréquence de stimulation. Toutes les traces commencent par stimulation à CL = 300 ms. Fréquence de stimulation est ensuite brusquement changé au CL = 500 ms (i), CL = 400 ms (ii), ou CL = 250 ms (iii). Lorsque plus CLs sont initiées (I - II), une SR Ca 2+ libération plus importante se produit en premier (en raison de l'intervalle plus long diastolique et la récupération des RyRs) et la pression diastolique SR Ca2+ charge diminue légèrement à un nouvel état d'équilibre (en pointillé horizontale). Quand un CL courte est initiée, cependant, un SR Ca 2+ libération de plus faible amplitude se produit (en raison de l'intervalle le plus court diastolique et incomplète récupération de RyRs) et diastolique SR Ca 2+ charge augmente à un nouvel état d'équilibre (ligne horizontale en pointillés) . Alternance de SR Ca 2+ libération amplitude se produit également au CL = 250 ms. S: petite amplitude de presse, L: grande amplitude de presse. (CL: la durée du cycle) S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3. diastolique SR Ca 2+ de fuites et ultérieur activité déclenchée. (A) ECG, V m, et SR Ca 2+ traces cours de référence (à gauche) et aprèstraitement avec 100 nM d'isoprotérénol (ISO, à droite). Avec Iso, la fuite de SR Ca significative diastolique est observée (flèches rouges). SR Ca de les amplitudes de signal ont été normalisées avant et après Iso. Le nœud sino-auriculaire a été soumis à une ablation pour permettre la stimulation CL = 300 ms dans les deux cas. (B) Si SR Ca 2+ fuite est assez grand, il peut déclencher l'activité focale (extrasystoles ventriculaires, PVC). Dans cet exemple, les PVC sont interrompre le rythme sinusal normal. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
Les clés du succès Fluo-5N charge de colorant sont la configuration recirculation perfusion de petit volume, ce qui permet une concentration élevée Fluo-5N sans avoir besoin de grandes quantités de colorant, la longueur des temps de chargement (1 h), et effectuer le chargement à la température ambiante. Si le chargement est effectué à des températures physiologiques, l'activité enzymatique cellulaire rapidement clive le tag de -AM lorsque le colorant traverse la membrane cellulaire, le piégeage des molécules de colorant dans le cytosol et non leur permettant de franchir la membrane de la SR. A RT, toutefois, l'activité enzymatique est ralentie et une quantité suffisante de colorant peut traverser à la fois la membrane cellulaire et la membrane SR avant la balise de -AM est clivé, le piégeage du colorant dans le SR.
Même avec des conditions de chargement optimales, cependant, l'amplitude du signal et des changements de fluorescence fractionnaires (AF / F) avec cette approche seront inférieurs à la cartographie traditionnelle optique V m et intracellulaire de Ca2 + avec des colorants à haute affinité. Par exemple, avec la configuration optique utilisé ici que se compose de la lumière LED d'excitation, objectifs macroscopiques, grands filtres et miroir dichroïque (5 cm x 5 cm), et les caméras CMOS, changements de fluorescence fractionnaires (AF / F) sont de l'ordre de 1 - 2% pour le signal Fluo-5N et 2 - 3% pour le signal RH237 15. La fluorescence fractionnée sera, bien sûr, dépend de la configuration spécifique optique, source de lumière, et des caméras d'une configuration particulière, mais même dans des conditions optimales le signal Fluo-5N est nettement inférieur à ce qui est généralement observé pour les enregistrements de Ca2 + intracellulaire avec des colorants à haute affinité. Par exemple, sur la même configuration, AF / F est de l'ordre de 20 - 30% pour Rhod-2 quand il est vert (545 nm) lumière d'excitation est utilisé 18. La lumière d'excitation vert est également proche de la pointe d'excitation du RH237, ainsi l'AF / F de RH237 est également plus grande dans ce cas, autour de 4 - 5%. Ainsi, pour les laboratoires effectuant déjà double cartographie optique de V m 2+, il faut prendre soin d'optimiser tous les composants de la configuration optique pour assurer AF maximale / F pour le signal Fluo-5N.
Avec cette approche, les enquêteurs peuvent précisément sonder SR Ca 2+ dynamique et son impact sur V m de façons qui ne sont pas possible avec les approches existantes. Par exemple, des mesures quantitatives de SR Ca 2+ fuite (comme dans la figure 3A) et la constante de temps précise de SR Ca 2+ récupération (mesure tau -a des SR Ca 2+ ATPase [SERCA] activité) peuvent être effectuées. En utilisant des approches existantes pour la cartographie optique intracellulaire de Ca2 + avec des colorants à haute affinité, ces mesures peuvent être «contaminés» par transmembranaire flux de Ca2 + (ie., Les contributions de type L canaux Ca2 + et Na + -Ca 2 + échangeur). En outre, de haute affinité Ca 2+ indicateurs ont k intrinsèquement plus lentinetics que les indicateurs de faible affinité 5, ainsi des signaux Fluo-5N sont censés rendre compte précis SR Ca 2+ mouvements avec haute fidélité et pratiquement pas de délai entre les changements réels Ca 2+ et les changements correspondants dans la fluorescence.
La capacité d'enquêter sur les mécanismes détaillés par lequel SR Ca 2+ libération et la recapture contribuent à des phénomènes arythmogène est un autre avantage de cette approche. Par exemple, en utilisant cette méthode, nous avons récemment signalé comment réfractaire de SR Ca 2+ de presse contribue à l'apparition de Ca 2+ alternance et que, pendant la fibrillation ventriculaire, SR Ca 2+ libération reste presque constamment réfractaire 15. Ce fut le premier rapport du SR Ca 2+ dynamique au cours de la fibrillation et met en évidence l'avantage clé de l'imagerie de SR Ca dans le coeur intact: phénomènes spatialement distincts et complexes tels que spatialement alternance discordants et fibrillation peuvent être étudiés. Malheureusement, ce type d'information ne peut être glanée à partir de cellules isolées, où la fibrillation est pas possible, ou de méthodes qui ne enregistrer à partir d'un seul endroit sur le cœur intact 12.
En outre, la cartographie optique simultanée de V m et libre SR Ca 2+ dans le coeur intact peut fournir un nouvel outil d'évaluation de Ca 2+ manipulation anormale dans des conditions pathologiques, y compris l'insuffisance cardiaque. Les anomalies dans SR Ca 2+ réglementation, y compris l'activation et la cessation de SR Ca 2+ de presse, diastolique SR Ca 2+ fuite, et SR Ca 2+ absorption - toutes les grandes étapes de Ca 2+ cyclisme et tous potentiellement modifié dans l'insuffisance cardiaque - peut être étudiée directement. En outre, cette méthode pourrait aussi être un outil utile pour évaluer les effets des interventions thérapeutiques novateurs, tels que la stabilisation RyR 19 et SERCA modulation 20.
[Ca2 +] concentrations SR. Malheureusement, la variabilité de colorant de chargement, non uniforme excitation et la lumière d'émission en raison de la surface courbe du cœur, et photo-blanchiment et de fuite de colorant à partir de la SR pendant toute la durée de l'expérience, il est extrêmement difficile de calibrer les signaux Fluo-5N à exacte [Ca2 +] SR dans le coeur intact. Des études antérieures in vitro dans des solutions tampons physiologiques et myocytes perméabilisée isolés ont rapporté ces étalonnages et ont indiqué que les changements dans Fluo-5N fluorescence sont proportionnelles aux changements de [Ca 2+] SR et la fluorescence ne devrait pas saturer à physiologique [Ca 2 +] niveaux SR 11. Ainsi, les chercheurs devraient choisir la méthode de Ca de la MApping (faible ou haute affinité colorant) en fonction de leurs objectifs spécifiques et les enquêtes expérimentales physiologiques.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| NaCl | Fisher Scientific | S271-1 | Component of Tyrode's solution |
| CaCl2 (2H2O) | Fisher Scientific | C79-500 | Component of Tyrode's solution |
| KCl | Fisher Scientific | S217-500 | Component of Tyrode's solution |
| MgCl2 (6H2O) | Fisher Scientific | M33-500 | Component of Tyrode's solution |
| NaH2PO4 (H2O) | Fisher Scientific | S369-500 | Component of Tyrode's solution |
| NaHCO3 | Fisher Scientific | S233-3 | Component of Tyrode's solution |
| D-Glucose | Fisher Scientific | D16-1 | Component of Tyrode's solution |
| 95% O2 5% CO2 | AirGas | carbogen | For oxygenation and pH of Tyrode's solution |
| Blebbistatin | Tocris Bioscience | 1760 | Excitation-contraction uncoupler |
| RH237 | Biotium | 61018 | Voltage-sensitive dye |
| Fluo-5N AM | Invitrogen | F-26915 | Low-affinity Ca2+ indicator; Alternative: Invitrogen F-14204; Loading must be performed at room temperature |
| Pluronic F127 | Biotium | 59004 | For Ca2+ indicator loading; Warm until the solution is clear before use |
| Dimethyl sulphoxide (DMSO) | Sigma-Aldrich | D2650 | For dissolving blebbistatin and dyes |
| Filter | EMD Millipore | NY1104700 | 11 μm in-line filter |
| Pressure Transducer | WPI | BLPR2 | For measuring perfusion pressure |
| Transbridge Transducer Amplifier | WPI | SYS-TBM4M | For transducing/amplifing pressure signal; PowerLab may also be used with appropriate BioAmp |
| PowerLab 26T | ADInstruments | For continuous recording of pressure and ECG signals | |
| THT Macroscope | SciMedia | Macroscopic optical setup. Details: 0.63X objective (NA = 0.31), 2X condensing objective, resultant field of view = 3.1 cm x 3.1 cm, depth of focus = ~ 1.5 mm | |
| MiCam Ultima-L CMOS | SciMedia | Optical mapping cameras | |
| Precision LED Spot Light | Mightex | PLS-0470-030-15-S | LED light source |
References
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