Summary
I den här artikeln beskrivs detaljerat protokoll och utrustning som behövs för dubbla optisk kartläggning av transpotential (V m) och gratis inom sarkoplasmatiska retiklet (SR) Ca 2 + i Langendorff-perfusion kaninhjärta. Denna metod möjliggör direkt observation och kvantifiering av V m och SR Ca2 + dynamik i den intakta hjärtat.
Protocol
Alla som deltar i djurförsök har godkänts av Animal Care och användning kommittén vid University of California, Davis, och anslöt sig till Guide för skötsel och användning av försöksdjur publiceras av National Institutes of Health.
1. Förberedelse
- Bered två koncentrerade (25X) lager av modifierad Tyrodes lösning i förväg och förvara vid 4 ° C: (1) Lager I (i mM: NaCl 3205, CaCl2 32,5, KCl 117,5, NaH 2 PO 4 29,75, MgCl2 26,25) och (2) Lager II (i mM: NaHCO 3 500).
- Färskt förbereda 2 L Tyrodes lösning med följande sammansättning (i mM): NaCl 128,2, CaCl2 1,3, KCl 4,7, MgCla 2 1,05 NaH 2 PO 4 1,19, NaHCOs 3 20 och glukos 11,1 genom att kombinera 1840 ml avjoniserat (DI) vatten, 80 ml Lager I, 80 ml lager II och 4 g glukos. Inte direkt Blanda lager I och Stock II; tillsättm till 1840 ml DI att undvika utfällning.
- Bered stamlösning av excitation-kontraktion frikopplare blebbistatin vid 10 mg / ml i vattenfri di-metylsulfoxid (DMSO) i förväg och lagra förrådslösningen vid 4 ° C.
- Bered stamlösningar av fluorescerande färgämnen: (1) Spänning-känsligt färgämne RH237 (1 mg / ml i DMSO) och (2) Låg-affinitetskalciumindikatorn Fluo-5N AM (2 mg / ml i DMSO) i enlighet med tillverkarens rekommendationer. Använd förberedelserna omedelbart för att undvika nedbrytning med efterföljande förlust av lastkapaciteten.
- Flöda recirkulerande Langendorff perfusionssystemet med syresatt (95% O2, 5% CO2) Tyrodes lösning. Justera flödet av O2 / CO-2 för att hålla pH hos Tyrodes lösning vid 7,4 ± 0,05. Använd en in-line nylon vävda nät filter (porstorlek: 11 pm) att kontinuerligt filtrera perfusatet.
- Prime perfusionssystemet vid RT, som senare loading av Fluo-5N AM utförs vid RT. För Fluo-5N AM lastning, använd en liten volym av cirkulations perfusat (~ 150 ml). Efter färgämnes lastning, används en större volym av perfusat (1 - två L, se figur 1C).
- Slå på datainsamlingssystem och förbereda för kontinuerlig övervakning av EKG och perfusionstrycket. Förbered tryckövervakningssystem: Anslut en tryckgivare till perfusionsledningen och övervaka perfusionstrycket med en transbridge förstärkare. Justera baslinjen perfusionstryck till 0 mmHg när hjärtat inte är ansluten till perfusion systemet.
- Rikta de optiska kartläggning kameror för att säkerställa spatial inriktning mellan V m och SR Ca 2 + -signaler.
- Först fokusera kamerorna genom att placera en linjal eller ett föremål med text i perfusion skålen. Vrid kartläggning kameror i en livevisningsläge och justera fokus tills texten är skarp och tydlig. Skaffa en enda bildruta bild från varje kamera.
- Överlagringdessa bilder och justera insyn i den övre bilden så att båda bilderna syns. Texten i bilderna ska överlappa exakt. Om inte perfekt i linje, justera vinkeln på den dikroiska spegeln eller positionen för varje kamera tills de två bilderna är i linje.
2. Skörd, Perfusion och Dye-lastning av Rabbit Heart
- Säkra kanin i en godkänd kanin som hindrar. Djupt söva via en intravenös injektion (öronvenen) av natriumpentobarbital (50 mg / kg) och heparin (1000 lU).
- När kanin visar brist på nociceptiva reflexer, göra en mittlinje snitt i huden för att exponera bröstben och revben. Skär genom bröstbenet med trubbig spets kirurgisk sax från xyphoid till manubrium. Se till att inte skada hjärtat när du öppnar bröstbenet. Sprid revbenen att exponera hjärtat.
- Snabbt skära hela hjärt-lung-block genom att snabbt skära alla fartyg och bindväv. Immediabart placera hjärt-lungblocket i iskallt Tyrodes lösning.
- Leta reda på aortan för retrograd perfusion. Skär aorta ascendens alldeles proximalt till de tre grenarna av aortabågen. Kanylera aortan till en 8 G kanyl ansluten till perfusionssystemet. Använd en bit USP 0 silkesutur att säkra aorta på kanylen.
- Försiktigt dissekera luftstrupe, lungor, och epikardiell fett från hjärtat. Med vassa pincett och dissektion sax, lokalisera mitralisklaffen och försiktigt skada eller ta bort en broschyr för att förhindra lösningen trängsel i vänster kammare.
- Sänk hjärtat i glaset-mantlade perfusionskammaren horisontellt med den främre ytan av hjärtat uppåt för avbildning. Säkra kanyl till en bit av Sylgard med U-formade stift på kisel botten av skålen för att förhindra rörelse av hjärtat under kartläggning (figur 1D). Om så önskas, sätter en liten insekt stift vid spetsen av hjärtat för stabilization.
- Positions elektrokardiogram (EKG) elektroder i badet på höger och vänster sida av hjärtat. Fullt dränka elektrod i badet och se till att de inte är i kontakt med hjärtat yta för att ge en volym genomförd EKG analog med en Avledning I konfiguration. Kontrollera en normal Lead I EKG-morfologi. Justera flödet (25 - 35 ml / min) för att säkerställa att aortatrycket hålles vid 60 - 70 mm Hg.
- Stäng av rummet ljus och lägga till 0,3 till 0,6 ml blebbistatin stamlösning (steg 1,2) till perfusatet (slutkoncentration 10-20 M).
- Stäng av rum ljus för att undvika fotoinaktive av blebbistatin. Vid behov kan en liten spotlight eller strålkastare användas för att ge uppgift belysning.
Obs: Blebbistatin är en myosin ATPas-inhibitor och en exciterings-kontraktion kopplare. Eftersom Fluo-5N loading kräver utökade (60 min) RT (hypotermi) villkoren (se steg 2,8 - 2,10), hjärt energiproduktion kan äventyras. Therefore tillsats av blebbistatin i perfusatet före färga lastning kan minska efterfrågan 16 energi och eliminera rörelseartefakter under efterföljande optiska inspelningar 17.
- Stäng av rum ljus för att undvika fotoinaktive av blebbistatin. Vid behov kan en liten spotlight eller strålkastare användas för att ge uppgift belysning.
- När sammandragning av hjärtat har upphört (10 - 15 min, kontrolleras på aortatrycket inspelning), växla till små volymer recirkulerande perfusion systemet (se steg 1.4.1).
- Förbered och ladda Fluo-5N AM laddningslösning: Lägg 0,25 ml Fluo-5N AM stamlösning (steg 1,3) till 0,25 ml varm 20% Pluronic F127. Tillsätt 0,5 ml varm Tyrodes lösning till blandningen, blanda väl och lägg till den lilla volymen recirkulerande perfusion systemet.
- Kontinuerligt övervaka perfusionstryck och EKG och justera flödet om så är nödvändigt. Färgämne lastning tar ungefär en timme vid RT. 45 min efter laddning har påbörjats, slå på cirkulerande vattenbad för att börja värma perfusionssystemet och perfusatet till 37 ° C.
- Efter 60 minuter av Fluo-5N AM lastning, switch perfusionen till den större volymen recirkulerande perfusion systemet (se steg 1.4).
- Späd 50 | il spänningskänsligt färgämne RH237 stamlösning (steg 1,3) i en ml varm Tyrodes lösning och tillsätt långsamt (under ~ 5 min) till en injektionsöppning proximalt till kanylen.
3. Optisk Mapping
- Under de sista ögonblicken av färg lastning, placera hjärta och fokusera de optiska kartläggning kameror för att säkerställa en lämplig synfältet för experimentet.
- Om så önskas, placera en bipolär stimuleringselektrod på den epikardiella ytan av hjärtat för stimulering.
- Placera en plast- eller glastäckglas på ytan av perfusionskammaren att minska rörelseartefakt på vätskeytan som kan vara närvarande på grund av återcirkulation av perfusatet.
Obs: Som ett alternativ till ett täckglas, använd en ren plast 50 mm petriskål lock. - Fokus Ijusledama för att likformigt belysa ytan av hjärtat med excitation ljus. Använd blå lysdiod (LED) ljuskällor och ytterligare filtrera ljus med en 475-495 nm bandpassfilter (Figur 1A).
- Samla emitterad fluorescens med en makroskop och två kompletterande metall-oxid-halvledare (CMOS) optiska kartläggning kameror. Split det emitterade ljuset med en dikroisk spegel på 545 nm.
- Lång-pass välja längre våglängd del, innehållande V-M-signal, vid 700 nm. Bandpassfilter den kortare våglängdsdelen, innehållande SR Ca2 + signalen, från 502 - 534 nm (Figur 1A). Ställ in frekvensen av optisk datainsamling till 0,5-1 kHz.
- För varje optisk inspelning först initiera den önskade stimuleringsprotokoll, slå på excitationsljuset och samla 1-4 sek av data. Om så önskas, synkronisera stimuleringsprotokoll och datainsamling.
Obs: Det är inte möjligt att på nytt ladda Fluo-5N AM, därför signal-till-brusförhållandet (SNR) kommer decrease hela experimentet på grund av att färga läckage från SR. Begränsa försöksprotokoll till 1 - 2 timmar för att garantera en hög SNR värden. - Efter experimentet, tvätta perfusionssystemet i sekvensen av Dl-vatten, 70% reagensalkohol, och återigen med avjoniserat vatten.
- Filtrera varje dataset med en rumslig Gaussfiltret (radie 3 pixlar) med användning av kommersiellt tillgängliga programvarupaket enligt tillverkarens protokoll.
- Om det behövs, spatialt anpassa V m och SR Ca 2 + datamängder. Som i steg 1,6, överlagra bilder från varje kamera och kontrollera att de anatomiska strukturerna i hjärtat (dvs., Kranskärlen, kanter förmaken eller ventriklarna) eller andra objekt i synfältet (dvs, kanyl, stimuleringselektrod) exakt överlappning. Om inte, är nödvändiga rumsliga anpassning av datamängder.
- Shift toppen genomskinlig bild i x- och y-riktning tills exakt överlappning uppnås, ange antalet pixlarbilden måste förskjutas i båda riktningar. Hela dataset som motsvarar den övre bilden (antingen V m eller SR Ca 2 +) måste då flyttas av det bestämda antalet pixlar i varje riktning för att säkerställa exakt inriktning mellan V m och SR Ca 2 + datamängder.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figur 1A visar ett schematiskt diagram av den optiska konfigurationen för SR Ca 2 + kartläggning dubbla Vm och. Med denna inställning, det är klar spektral separation av V m och SR Ca 2 + -signaler (Figur 1B). Ett diagram över den dubbla slingor perfusionssystem användes för Fluo-5N färgämne lastning illustreras i Figur 1C. Figur 1D visar den horisontella orienteringen av hjärtat i perfusion skålen. Representativa Vm och SR Ca2 + optiska spår under kontinuerlig stimulering från olika platser på den epikardiella ytan av hjärtat visas i figur 2A. Den optiska synfältet med denna inställning är 31 mm x 31 mm och orienteringen av hjärtat inom synfältet visas i fig 2B. Aktiverings kartor visas även i figur 2B och är tillverkade genom att välja aktiveringstiden för varje pixel och plotting detta värde på ett isokronisk kartan (observera den typiska försenade ~ 8 - 10 ms mellan V m och SR Ca 2 + aktivering kartor). Det är viktigt att nyckelåtgärd potential (AP) egenskaper såsom AP stigtid (från 10% till 90% av amplituden [Trise]), och AP varaktighet vid 80% repolarisation (APD 80), är inte statistiskt olika mellan hjärtan laddade med RH237 och Fluo-5N jämfört med dem lastade med RH237 och Rhod-2 (Trise: 14,9 ms ± 1,9 ms jämfört med 14,2 ms ± 1,2 ms och APD 80: 155,3 ms ± 5,8 ms jämfört med 156,9 ms ± 5,7 ms för Fluo-5N och Rhod-2, respektive; p> 0,05 för båda;. n = 8 / grupp), vilket indikerar minimal effekt av Fluo-5N eller färgämne lastning på AP Figur 2C visar förmågan att observera och kvantifiera relativa förändringar i diastoliskt SR Ca 2 + belastning och systoliskt SR Ca 2 + frisättning amplituder vid olika stimuleringscykellängder. Endast relativa förändringar i dessa parametrar kan Quantified, såsom absolut kalibrering ([Ca2 +] SR) av signalen i den intakta hjärtat är inte möjlig.
Detta tillvägagångssätt är särskilt användbart för att karakterisera och kvantifiera patologisk SR Ca 2 + hantering, såsom visas i figur 3. Efter applicering av β-adrenerga receptoragonisten isoproterenol (100 nM), klar diastoliska Ca2 + läcka från SR observeras ( röda pilar, Figur 3A). Om läckan är tillräckligt stor, Ca2 + -medierad utlöst aktivitet kan förekomma (figur 3B).
Figur 1. Systeminställningar för dubbla Kartläggning av V m och SR Ca 2 +. (A) Diagram av den optiska installationen, inklusive nödvändiga filter och dikroisk spegel för korrekt spektral separation. (B) avbildning av hjärtan laddade med antingen Fluo-5N endast (i) eller RH237 endast (ii) indikerar fullständig spektral separation av V m och SR Ca 2 + fluorescerande signaler. Ex: excitation, Em. Utsläpp (C) Diagram över dubbla loop perfusionssystem för normal perfusion och Fluo-5N färgämne belastning (D) Bild av en kanylerad hjärta och EKG-elektroder i perfusion skålen.. Paneler A och B återges med tillstånd från Wang et al. 15. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2. V m och SR Ca 2 + Optiska Spår under kontinuerlig och icke-kontinuerlig Pacing. (A) representant V m och SR Ca 2 + Optical spår under kontinuerlig stimulering vid en cykellängd av 300 ms. Signaler visas från de enskilda ställen som anges i (B). Notera fördröjningen av ~ 8 - 10 ms mellan Vm och SR Ca2 + aktiveringstider som är typiska för normal excitation-kontraktion koppling. (B) Bild av ett hjärta i kartläggningen synfältet (vit pilspets indikerar stimuleringselektroder) och aktiverings kartor över V m och SR Ca 2 +. (C) SR Ca 2 + optiska spår som visar förändringar i diastoliskt SR Ca 2 + last och amplituden av SR Ca 2 + frisättning efter plötsliga förändringar i stimuleringsfrekvensen. Alla spår börjar med stimulering vid CL = 300 msek. Stimuleringsfrekvensen sedan plötsligt ändras till CL = 500 ms (i), CL = 400 ms (II) eller CL = 250 ms (iii). När längre CLs initieras (I - II), inträffar en större SR Ca 2 + frisättning först (på grund av längre diastoliska intervall och återvinning av RyRs) och det diastoliska SR Ca2+ belastningen minskar något till ett nytt steady-state (horisontell streckad linje). När en kortare CL initieras, sker emellertid en mindre SR Ca 2 + frisättning amplitud (på grund av den kortare diastoliskt intervall och ofullständig återvinning av RyRs) och diastoliska SR Ca 2 + belastningen ökar i ett annat stabilt tillstånd (horisontell streckad linje) . Växlingen av SR Ca 2 + frisättning amplitud förekommer också på CL = 250 ms. S: små släpp amplitud, L: stort utsläpp amplitud. (CL: cykellängd) Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3. diastoliskt SR Ca2 + Läck och efterföljande Triggade aktivitet. (A) EKG, V m och SR Ca2 + spår under baslinjen (vänster) och efterbehandling med 100 nM isoproterenol (Iso, höger). Med Iso är betydande diastoliskt SR Ca 2 + läcka observerats (röda pilar). SR Ca2 + signalamplituder har normaliserats före och efter Iso. Den sinusknutan var avlägsnade för att medge stimulering CL = 300 ms i båda fallen. (B) Om SR Ca 2 + läcka är tillräckligt stor, kan det utlösa fokal aktivitet (prematura ventrikulära komplex, PVC). I det här exemplet är VES avbryter normal sinusrytm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Nycklarna till en framgångsrik Fluo-5N färgämne lastning är den lilla volymen recirkulerande perfusion setup, vilket möjliggör en hög Fluo-5N koncentrationen utan behov av stora mängder färg, hur lång laddningstid (1 tim), och utför lastning vid RT. Om lastningen sker vid fysiologiska temperaturer, cellulär enzymatisk aktivitet snabbt klyver -AM tag när färgen korsar cellmembranet, fånga färgämnesmolekylerna i cytosolen och inte låta dem passera SR membranet. Vid RT emellertid enzymatisk aktivitet saktas och en tillräcklig mängd av färgämne kan passera både cellmembranet och SR membran innan -AM taggen klyvs, fånga färgämnet i SR.
Även med optimala belastningsförhållanden, kommer dock signalamplituder och hundradels fluorescensförändringar (AF / F) med detta tillvägagångssätt bli lägre än med traditionell optisk kartläggning av V m och intracellulära Ca2 + med hög affinitet färgämnen. Till exempel, med den optiska inställningen som används här som består av LED-excitationsljus, makroskopiska mål, stora filter och dikroiska spegeln (5 cm x 5 cm) och CMOS-kameror, fraktionerad fluorescensförändringar (AF / F) är i storleksordningen av en - 2% för Fluo-5N signal och 2-3% för RH237 signalen 15. Den fraktionella fluorescens kommer naturligtvis att bero på den specifika optiska konfigurationen, ljuskälla och kameror av en viss inställning, men även under optimala förhållanden Fluo-5N signal är betydligt lägre än vad som normalt observeras för inspelningar av intracellulär Ca2 + med hög affinitet färgämnen. Till exempel, på samma inställning, är AF / F i storleksordningen 20-30% för Rhod-2 när grönt (545 nm) excitationsljus används 18. Den gröna excitationsljuset är också närmare den excitationstopp av RH237 har AF / F från RH237 är således också större i detta fall omkring fyra - 5%. Således, för de laboratorier som redan utför dubbla optisk kartläggning av V m Ca2 +, bör försiktighet iakttas för att optimera alla delar av den optiska setup för att säkerställa maximal AF / F för Fluo-5N signal.
Med denna metod kan utredarna exakt sond SR Ca 2 + dynamik och dess inverkan på V m på ett sätt som inte är möjligt med befintliga metoder. Till exempel kan kvantitativa mätningar av SR Ca 2 + läcka (som i figur 3A) och den exakta tidskonstant SR Ca 2 + återvinning (tau -a mått på SR Ca 2 + ATPas [SERCA] aktivitet) utföras. Användning av befintliga metoder för optisk kartläggning av intracellulär Ca2 + med hög affinitet färgämnen, kan dessa mätningar "smittade" med trans Ca2 + flöde (dvs. Bidrag från L-typ Ca2 + kanaler och Na + -CA 2 + värmeväxlare). Dessutom hög affinitet Ca2 + indikatorer har i sig långsammare kinetics än låg affinitet indikatorer 5, vilket Fluo-5N signaler väntas rapportera om exakta SR Ca 2 + rörelser med hög trohet och i huvudsak ingen tidsfördröjning mellan faktiska Ca2 + förändringar och motsvarande förändringar i fluorescens.
Möjligheten att undersöka de detaljerade mekanismer genom vilka SR Ca 2 + frisättning och återupptaget bidrar till arrytmogena fenomen är en annan fördel med detta tillvägagångssätt. Till exempel med hjälp av denna metod, som nyligen rapporterade vi hur refraktäritet av SR Ca 2 + frisättning bidrar till uppkomsten av Ca2 + alternans och under ventrikelflimmer, SR Ca 2 + frisättning förblir nästan kontinuerligt eldfast 15. Detta var den första rapporten från SR Ca2 + dynamik under flimmer och belyser den viktigaste fördelen med SR Ca 2 + avbildning i den intakta hjärtat: spatialt distinkta och komplexa fenomen som rums disharmoniska alternans och fibrillation kan studeras. Tyvärr kan denna typ av information inte samlas ihop från isolerade celler, där flimmer inte är möjligt, eller från metoder som bara spela in från en enda plats på den intakta hjärtat 12.
Dessutom kan samtidig optisk kartläggning av V m och fri SR Ca 2 + i den intakta hjärtat tillhandahålla ett nytt verktyg för att bedöma onormal Ca2 + hantering i patologiska tillstånd, inklusive hjärtsvikt. Avvikelser i SR Ca 2 + reglering, inklusive aktivering och uppsägning av SR Ca 2 + release, diastoliskt SR Ca 2 + läcka, och SR Ca 2 + upptag - alla viktiga steg i Ca2 + cykling och allt potentiellt förändrad vid hjärtsvikt - kan direkt studeras. Dessutom kan denna metod också vara ett användbart verktyg för att bedöma effekterna av nya terapeutiska ingrepp, såsom Ryr stabilisering 19 och SERCA modulering 20.
[Ca2 +] SR koncentrationer. Olyckligtvis variabilitet i färgämnes lastning, olikformig excitations- och emissions ljus på grund av den krökta ytan av hjärtat, och fotoblekning och färgämne läcka från SR hela experimentets förlopp gör det ytterst svårt att kalibrera Fluo-5N signaler till exakt [Ca2 +] SR i den intakta hjärtat. Tidigare studier in vitro i fysiologiska buffertlösningar och permeabiliserade isolerade myocyter har rapporterat sådana kalibreringar och har visat att förändringar i Fluo-5N fluorescens är proportionell mot förändringar i [Ca2 +] SR och fluorescens förväntas inte att mätta vid fysiologiskt [Ca 2 +] SR nivåer 11. Därför bör utredarna välja den metod av Ca2 + mapping (låg eller hög affinitet färgämne) baserat på deras specifika experimentella mål och fysiologiska undersökningar.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| NaCl | Fisher Scientific | S271-1 | Component of Tyrode's solution |
| CaCl2 (2H2O) | Fisher Scientific | C79-500 | Component of Tyrode's solution |
| KCl | Fisher Scientific | S217-500 | Component of Tyrode's solution |
| MgCl2 (6H2O) | Fisher Scientific | M33-500 | Component of Tyrode's solution |
| NaH2PO4 (H2O) | Fisher Scientific | S369-500 | Component of Tyrode's solution |
| NaHCO3 | Fisher Scientific | S233-3 | Component of Tyrode's solution |
| D-Glucose | Fisher Scientific | D16-1 | Component of Tyrode's solution |
| 95% O2 5% CO2 | AirGas | carbogen | For oxygenation and pH of Tyrode's solution |
| Blebbistatin | Tocris Bioscience | 1760 | Excitation-contraction uncoupler |
| RH237 | Biotium | 61018 | Voltage-sensitive dye |
| Fluo-5N AM | Invitrogen | F-26915 | Low-affinity Ca2+ indicator; Alternative: Invitrogen F-14204; Loading must be performed at room temperature |
| Pluronic F127 | Biotium | 59004 | For Ca2+ indicator loading; Warm until the solution is clear before use |
| Dimethyl sulphoxide (DMSO) | Sigma-Aldrich | D2650 | For dissolving blebbistatin and dyes |
| Filter | EMD Millipore | NY1104700 | 11 μm in-line filter |
| Pressure Transducer | WPI | BLPR2 | For measuring perfusion pressure |
| Transbridge Transducer Amplifier | WPI | SYS-TBM4M | For transducing/amplifing pressure signal; PowerLab may also be used with appropriate BioAmp |
| PowerLab 26T | ADInstruments | For continuous recording of pressure and ECG signals | |
| THT Macroscope | SciMedia | Macroscopic optical setup. Details: 0.63X objective (NA = 0.31), 2X condensing objective, resultant field of view = 3.1 cm x 3.1 cm, depth of focus = ~ 1.5 mm | |
| MiCam Ultima-L CMOS | SciMedia | Optical mapping cameras | |
| Precision LED Spot Light | Mightex | PLS-0470-030-15-S | LED light source |
References
- Herron, T. J., Lee, P., Jalife, J. Optical imaging of voltage and calcium in cardiac cells. tissues. Circulation research. 110, 609-623 (2012).
- Efimov, I. R., Nikolski, V. P., Salama, G. Optical imaging of the heart. Circulation research. 95, 21-33 (2004).
- Lou, Q., Li, W., Efimov, I. R. Multiparametric optical mapping of the Langendorff-perfused rabbit heart. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2011).
- Choi, B. R., Salama, G. Simultaneous maps of optical action potentials and calcium transients in guinea-pig hearts: mechanisms underlying concordant alternans. The Journal of physiology. 529 (Pt 1), 171-188 (2000).
- Kong, W., Fast, V. G. The role of dye affinity in optical measurements of Cai(2+) transients in cardiac muscle. American journal of physiology. Heart and circulatory physiology. 307, H73-H79 (2014).
- Bers, D. M. Excitation-Contraction Coupling and Cardiac Contractile Force. , 2nd edn, Kluwer Academic. (2001).
- Bers, D. M., Shannon, T. R. Calcium movements inside the sarcoplasmic reticulum of cardiac myocytes. Journal of molecular and cellular cardiology. , (2013).
- Knollmann, B. C. New roles of calsequestrin and triadin in cardiac muscle. The Journal of physiology. 587, 3081-3087 (2009).
- Chen, H., et al. Mechanism of calsequestrin regulation of single cardiac ryanodine receptor in normal and pathological conditions. The Journal of general physiology. 142, 127-136 (2013).
- Diaz, M. E., O'Neill, S. C., Eisner, D. A. Sarcoplasmic reticulum calcium content fluctuation is the key to cardiac alternans. Circulation research. 94, 650-656 (2004).
- Shannon, T. R., Guo, T., Bers, D. M. Ca2+ scraps: local depletions of free [Ca2+] in cardiac sarcoplasmic reticulum during contractions leave substantial Ca2+ reserve. Circulation research. 93, 40-45 (2003).
- Kornyeyev, D., Reyes, M., Escobar, A. L. Luminal Ca(2+) content regulates intracellular Ca(2+) release in subepicardial myocytes of intact beating mouse hearts: effect of exogenous buffers. American journal of physiology. Heart and circulatory physiology. 298, H2138-H2153 (2010).
- Picht, E., DeSantiago, J., Blatter, L. A., Bers, D. M. Cardiac alternans do not rely on diastolic sarcoplasmic reticulum calcium content fluctuations. Circulation research. 99, 740-748 (2006).
- Shkryl, V. M., Maxwell, J. T., Domeier, T. L., Blatter, L. A. Refractoriness of sarcoplasmic reticulum Ca2+ release determines Ca2+ alternans in atrial myocytes. American journal of physiology. Heart and circulatory physiology. 302, H2310-H2320 (2012).
- Wang, L., et al. Optical mapping of sarcoplasmic reticulum Ca2+ in the intact heart: ryanodine receptor refractoriness during alternans and fibrillation. Circulation research. 114, 1410-1421 (2014).
- Wengrowski, A. M., Kuzmiak-Glancy, S., Jaimes, R. 3rd, Kay, M. W. NADH Changes During Hypoxia, Ischemia, and Increased Work Differ Between Isolated Heart Preparations. American journal of physiology. Heart and circulatory physiology. , (2013).
- Fedorov, V. V., et al. Application of blebbistatin as an excitation-contraction uncoupler for electrophysiologic study of rat and rabbit hearts. Heart rhythm : the official journal of the Heart Rhythm Society. 4, 619-626 (2007).
- Myles, R. C., Wang, L., Kang, C., Bers, D. M., Ripplinger, C. M. Local beta-adrenergic stimulation overcomes source-sink mismatch to generate focal arrhythmia. Circulation research. 110, 1454-1464 (2012).
- Marks, A. R. Calcium cycling proteins and heart failure: mechanisms and therapeutics. The Journal of clinical investigation. 123, 46-52 (2013).
- Cutler, M. J., et al. Targeted sarcoplasmic reticulum Ca2+ ATPase 2a gene delivery to restore electrical stability in the failing heart. Circulation. 126, 2095-2104 (2012).
