Summary
非约束脑电遥测是一种有价值的方法以自由移动啮齿类动物记录在体内长期脑电图。该详细协议描述了在不同脑区，以便获得CNS节律和CNS相关的行为的阶段可靠录音立体硬膜外和深脑电极放置。
Abstract
植入脑电图遥测是在神经精神病学和神经变性疾病，以及癫痫的转基因小鼠模型的神经学表征中央的相关性。这种强大的技术不仅提供了有价值的见解的基本病理生理机制， 即 ，中枢神经系统相关的疾病发病机理，这也促进了新的翻译， 即 ，治疗方法的发展。而竞争的技术，利用在外套或系留系统中使用的记录系统，从他们的非生理性抑制到半约束的性格受到影响，无线电遥测脑电图记录克服这些缺点。从技术上讲，植入脑电图遥测允许各种生理和病理条件下硬膜外深，脑脑电图精确和高度敏感的测量。首先，我们提出了一个直线前进的详细协议，成功，快速，高效的技术产生高品质electrocorticograms硬膜外（面）脑电图记录。其次，我们将演示如何植入深，脑电图脑电极， 例如 ，在海马（electrohippocampogram）。对于这两种方法，使用一个计算机化的三维立体电极注入系统。射频发射机本身被注入到在小鼠和大鼠皮下小袋。特别注意也必须支付给预，对实验动物的围绝经期和术后治疗。小鼠和大鼠，合适的麻醉的术前准备，以及术后治疗和疼痛管理中详细描述。
Introduction
遥测是用于测量各种行为和生理特性的不同大小的自觉，奔放的动物，特别是脑电图，心电图，肌电图，血压，身体核心温度和活动测量1-7的背景下，最有价值的方式方法。从理论上说，任何物种可使用可植入的EEG遥测从实验室啮齿动物如小鼠和大鼠，以猫，狗，猪和灵长类3,8进行分析。即使是鱼类，爬行动物和两栖动物都受到无线电遥测调查9。在过去的二十年中，可植入的EEG遥测已经被证明是人类疾病的各种转基因动物模型，如癫痫，睡眠障碍，神经变性和神经精神障碍7,10-12的表征有价值。在过去，很多方式方法收集生理数据，包括生物电势小鼠和大鼠一直递减ribed。穿夹克录像机系统，物理克制方法，非植入radiotransmitters和系留系统已收到主要关注在过去的13,14。现今，对于无线电遥测植入各种系统是市售的。然而，文学的屏幕还透露29出版物描述自制无线电遥测系统15-40的发展。而自制系统很可能更便宜和更用户适于市售系统是直线前进，安装比较容易，并可以快速地进行设置。
可植入的EEG遥测具有许多比同类技术如物理约束的方法，穿在护套系统或系留的方法的优点。后者是由定义约束， 即 ，动物是无法移动或它的正常行为受到损害。它甚至可能需要麻醉动物为采集重新负责数据。然而现代系留系统有可能是抑制少，但是这需要经过科学验证。另一方面遥测允许动物表现出其行为的完整全集而不时空限制，因此，被认为是优越的，以抑制方法和更预测，可以在人类1,3-获取的结果。它是已知的相当长一段时间了抑制方法可以显着地改变基本的生理参数， 例如 ，食物摄入量，身体核心体温，血压和心脏速率和用于实施例3的体力活动。系留系统代表一个仍然被广泛使用的经典限制的做法13,14。这要么硬膜外或深电极电极通常连接到锚定到头盖骨的微型插座。插座本身被暴露的电缆，其允许动物的相对自由运动的附着。 ALTHough时下系留系统已变得极为花丝和高度灵活的，它的主要缺点之一是，它仍然是半约束。此外，还有可能是感染了在电极植入部位的危险随着动物倾向于操纵从其主体（头部）始发任何外部设备。虽然无线遥测技术在不同物种已经在60年代末描述并因此存在了几十年，它只是在最近才负担得起的，可靠的，而且比较容易使用的10,41,42，特别是在小啮齿类实验动物如小鼠和大鼠。小型，微型植入脑电图发射机现在可商购，并且可以在小鼠中有20克（约10周）更大的植入。因此，特别是转基因小鼠模型的电生理学表征已成为可植入的EEG遥测这些天应用的一个主要领域。动物的大小不再是一个绝对的实验restric而化发射机“电池的寿命的确是。尽管其有限的生命时间，植入式发射系统能够最大限度地减少通过抑制系统相关的潜在的录音带来的压力最不利的。鼠害可呈现的生理行为，包括休息，运动活性（探索）和睡眠（REM，慢波睡眠）43,44的完整医疗设备。重要的是，植入式遥测能强烈地减少动物使用3。目前，对如何限制实验动物科学的数量和减少他们的痛苦激烈的讨论。显然，动物实验和人类和动物疾病的动物模型是我们的底线病理生理学和治疗取得进步的了解是必不可少的。此外，动物实验是新药研发的关键。他们基本上对药物临床前牌/毒物学研究贡献因此，致力于人类和动物保健。这是值得注意的是，目前没有替代品尚未有对动物的研究来了解这将是不可能的，否则将引起复杂的病理生理机制。与此同时，在3R， 即 ，更换，减少和细化战略在欧盟和美国大力鼓励研究补充和替代方法。遥测是一个成功的3R策略，因为它可以减少与其它技术相比实验动物的数量和他们的痛苦的一个重要例子。
在这里，我们提供详细的和连续的一步一步的方式在小鼠和大鼠进行射频发射机的皮下袋注入。此第一序列之后是立体硬膜外和深脑脑电图电极定位的描述。特别注意的是住房条件，麻醉，围绝经期和术后疼痛管理和可能的抗感染治疗。重点是计算机化的三维立体的方式可靠地瞄准硬膜外和深脑结构。我们也会在脑电图电极植入实验频繁陷阱和战略的术后恢复过程中减少损伤和疼痛管理的优化意见。最后，表面和深脑电图记录的实例。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
伦理学声明：根据当地和机构理事会关于动物保健（波恩大学，BfArM，LANUV，德国）的指导方针进行所有的动物实验。此外，所有的动物实验是按照上级的立法， 如进行。，的1986年11月24日（86/609 / EEC）或单个区域或国家立法欧洲共同体理事会指令。具体的努力来尽量减少使用动物和他们的痛苦的数量。
1.实验动物
- 实验动物和品种选择
- 在啮齿类动物中进行无线电遥测研究， 即 ，小鼠和履行同源性，同构和可预测的与特定人类疾病7,9,45,46的要求影响。
注：可用其他小鼠和大鼠品系可在基本的生理和病理characterist严重差异集成电路47-49。 - 考虑或进行后续的电生理实验， 例如 ，针对麻醉剂，睡眠结构和癫痫敏感性50,51的适用剂量之前评估小鼠/大鼠品系的生理和病理特点。
- 注意研究设计性别具体特点。发情周期可以强烈地影响中央节律性，其生理依赖，睡眠和癫痫发作52-54。因此，性别进行具体分析。
注意：如果金融和实验的能力是有限的，限制到雄性小鼠被劝告。
- 在啮齿类动物中进行无线电遥测研究， 即 ，小鼠和履行同源性，同构和可预测的与特定人类疾病7,9,45,46的要求影响。
- 动物住房和处理
- 房子小鼠和大鼠的过滤器顶笼，甚至好于单独通风笼子里。
- 从动物转移工厂小鼠放置在特殊的实验室房间专门为植入动物通风柜及其随后的记录（ 图1）。
- 地面运输，地方动物一个星期在标准条件下通风柜， 即 ，21±2℃的环境温度，50后驯化- 。60％相对湿度，和常规的12小时光照/黑暗循环。
- 在此之前手术植入，在3组小鼠的房子-在透明的聚碳酸酯笼II型4例（26.7厘米×20.7厘米点¯x14.0厘米，区域410 平方厘米）与自由采食饮水和标准食物颗粒。使用透明聚碳酸酯笼III型（42.5厘米×26.6厘米点¯x18.5厘米，区域800 cm 2）的老鼠。
- 不要单独在这个阶段/隔离动物的隔离会导致压力以后影响实验结果。然而，下面的外科器械，房子动物分别为动物趋向于操纵伤口拆线/缝合线或金属夹（见下文）。
- 避免开放住房条件，因为它们是用于各种的S判定为不当系统求解的问题， 例如 ，睡眠研究。
- 使用小鼠和大鼠的特定设备，使得既不小鼠也不大鼠可以感应彼此的存在，因为这带来额外的压力到动物。
2.脑电遥测系统
注意：所述的协议是基于用于表面和深脑脑电图记录（ 图2）的市售的遥测系统。
- 使用适合于小鼠或大鼠植入一个射频遥测植入物， 例如 ，一信道发送或两信道发送。
注意：这两个发射机能够测量各种生物电势， 即 ，脑电图（EEG），心电图（ECG），肌电图（EMG），而且身体活动和温度。他们有一个磁性致动开闭机构。发射器和检测引线提供无菌的。如果发射机是被重新使用按照制造商对再灭菌说明。 - 高频伽马分析（高达500赫兹），例如，选择具有较高标称采样率（F，高达5000赫兹）和发射机带宽（B，高达500赫兹）发射机。特别是，考虑奈奎斯特-香农采样的限制， 即 ，脑电图数据可以分析多达到f / 2的绝对值的最大值，但不超过。对于可靠的频率分析，F / 10的频率带宽（B） - 推荐F / 5。
注意：科学问题有待解决必须满足变送器的技术规格。
3.麻醉和疼痛管理
- 使用异氟醚麻醉。
- 放置动物中填充有4的“吸气室” - 5％异氟醚和0.8 - 1％的氧气或卡波金（5％CO 2和95％O 2）的升/分。维持麻醉的期望深度与硅面罩提供流动1.5- 3.0％的异氟醚和0.8 - 1％的氧气或卡波金升/分（ 图3A）。
注：将合适的异氟烷浓度按体重（分配体积），年龄，性别和动物的遗传背景而变化。如果气体麻醉设备不可用， 即 “感应室”，卡波或供氧，流量计，异氟醚蒸发，清除系统，参见3.2节。通过抽吸系统（清除系统， 图3A）将被安装，以避免实验者的异氟烷曝光排出（管不用于演示的视频文档中示出）。
- 放置动物中填充有4的“吸气室” - 5％异氟醚和0.8 - 1％的氧气或卡波金（5％CO 2和95％O 2）的升/分。维持麻醉的期望深度与硅面罩提供流动1.5- 3.0％的异氟醚和0.8 - 1％的氧气或卡波金升/分（ 图3A）。
- 当吸入aneesthetics是不是一种选择，通过注射麻醉药麻醉执行。在0.9％的NaCl制备esketamine盐酸盐（啮齿动物剂量100毫克/千克）和赛拉嗪盐酸盐（啮齿动物剂量10毫克/千克）的组合，并且注入腹膜内根据它的动物体重。
- 观察动物小心y表示使用尾捏脚捏麻醉深度和通过监测呼吸率（小鼠150 - 220次/分钟;大鼠70 - 115次呼吸/分钟）。检查可能喘气。
注：不同的小鼠和大鼠线可表现出不同的敏感性麻醉。这同样适用于转基因小鼠模型如此。
注：气管插管是不是在啮齿类动物必须的。事实上，插管增加气管损坏的风险。
4.手术方法 - 一般问题
- 在应用补充的温暖和使用循环温水毯，电保温板，保温灯，强制热风单位或暖袋，以保持身体的核心温度后手术。保持后者在36.5 - 38.0℃（98.6 - 100.4°F）。
注意：小型啮齿动物易患低温由于其高身体表面（鼠标，10.5×（重量以克）2/3;大鼠，10.5×（克重量）2/3）的比到机身体积。 - 避免角膜干燥和覆盖在整个注入过程基于石油的人工泪液软膏或泛醇（详见视频文件）和早期恢复的眼睛，直到闪烁的反射完全恢复。
- 蒸压手术器械（见材料表 ），用于消毒或将其置于消毒剂。
注意：优雅和快速的方式是用玻璃珠的基于热外科器械灭菌的使用。 - 有一个双目手术显微镜的放大倍率，并通过灵活的或自支撑，可移动的光导可用于强光照射冷光源。
- 穿干净的实验室外套，口罩，头罩和无菌手套。
注：最佳耗材和工具可能会从实验室变化到实验室，必须满足实验室具体和体制要求。
5.手术 - 发射机安置
- 清除体内海ř从使用剃须刀完全麻醉的小鼠/大鼠头皮。清洁用消毒剂如，70％的乙醇的剃区域，碘基擦洗。避免皮肤过敏或炎症由于过度曝光。放置在加热毯俯卧动物麻醉过程中保持体温。
- 使用手术刀，使头皮上的正中切口从前额（使得前囟craniometric里程碑式变为可见）连接到颈（使得梯形肌肉变得可见）。从颈部切口部位开始，并用手术剪，打开沿着由钝器解剖动物的横向侧面皮下小袋。
- 在皮下袋中注入1毫升的0.9％NaCl。将与侧翼接近腹腹部皮下口袋里面向颅感应导线变送器。如果发射机具有一个缝合线标签，使用一个或多个STI固定在背/外侧皮肤发射机CHES（过和悬停缝线）。
注意变送器的固定是不是必须的。要特别注意防止手术部位和发射器植入物的污染。窗帘应当被用来正确地隔离从非无菌区域无菌。 - 对于手术后护理和疼痛管理，见第8。
6.立体定向表面电极植入
- 将麻醉下的立体框架上的动物，小心地将头与杆的帮助和鼻夹的位置，以使头骨的前囟门和lambda craniometrics景点都在同一水平（ 图3B）。用耳棒不损伤内耳。封面用棉球如有必要，耳酒吧。这种预防措施允许立体框架内的头部紧固定。
- 清洁棉提示骨膜不破坏时间和枕部肌肉。预先处理的浅层薄层头骨与0.3％H 2 O 2的鼠标头骨和3％H 2 O 2的大鼠头骨。这个过程清楚地暴露颅缝和craniometrics地标，如前囟门和lambda（ 图4B，C）。
- 使用一种特殊的，设备齐全的立体设置用于小鼠和大鼠包括耳棒和立体框架鼻夹的大小适应分别小鼠和大鼠。确保立体框架包括与对异氟醚蒸发器和异氟醚清道夫模块连接的气体麻醉面罩。
注意：计算机化的三维立体的设置与特定小鼠和大鼠脑坐标软件包括用户接口，用于导航和三维图谱，允许轴向，冠状和矢状的观点推荐的。 - 安装在立体框架的纵臂精密钻孔机。使用垂直手臂装铅笔或钢笔在选择的坐标留下一个微小的标志头骨，如果顶部没有电脑立体定位系统是可用的。
- 钻孔仔细考虑到小鼠和大鼠在颅脑骨厚度严重差异。此外，注意鼠颅骨的厚度很大程度上取决于国产化，例如在小鼠中， 操作系统前锋 ：中线部分：320-390微米，横截面：300 - 430微米; OS parietale：中线部分：210 - 250微米，横截面：200 - 210微米; OS occipitale：中线部分：600 - 730微米，横截面：380 - 420微米）。
- 钻孔压自由最大速度。
注意：这避免了头骨，这可能导致在钻头头部和潜在的损害主要在皮质场突然突破的强直性压平。对于开颅手术，强烈建议神经外科高速精密电机钻系统。 - 在选择具有典型的钻头直径坐标钻颅骨钻孔0.3 - 0.5毫米。
注意：所述孔的直径可能会因电极直径较小。作为一般规则，直径越小，则所产生的损伤较小。 - 弯曲的发射机'感测头的笔尖用作硬膜外电极，并直接将其放置在在所选择的坐标的孔硬脑膜。或者，使用皮质骨螺钉和机械它们附加到发射器（ 图4A）的传感引线。
- 对于从表面， 如录音，鼠运动皮层M1 / M2，定位电极， 例如，在：颅1毫米，横向1.5毫米（左半球）。放置在小脑皮层硬膜外参考电极：前囟-6毫米，横向的前囟1毫米（左半球）或前囟-6毫米，横向的前囟1毫米（右半球）（ 图4D）。
注意：小脑作为参考，因为它是一个electroencephalographically无声区域。 Stereotaxic坐标可以从小鼠和大鼠标准立体地图集导出。 - 修复用玻璃离子牙科用水泥（水基），这是非常难，并给出到底层脑颅附着力强的电极。
注意：如果使用玻璃离聚物牙科水泥，无锚定螺栓是必要的，以确保电极。 - 离开水泥干5分钟。收使用过和悬停缝线用非可吸收的5-0 / 6-0的缝合材料头皮。可替代地，可以使用皮胶。密切监视基于所述电极植入部位脑电图记录的质量。注意：骨化从钻孔可发生具有抬起电极随时间的能力。这可能导致降低的脑电图质量由于肌电图和心电图污染，因而可以限制最佳记录持续时间。
- 对于手术后护理和疼痛管理，见第8。
- 验证脑电电极位置验尸。
- 对于安乐死，将动物（收费）孵化室，引进100％的二氧化碳。使用10％的填充率 - 每分钟腔室容积与添加到现有的空气中孵育室二氧化碳的30％。这是适合于实现以最小的痛苦的动物迅速失去知觉。
注意：避免清醒动物的突然暴露于二氧化碳浓度> 70％，因为这已被证明是痛苦的。 - 观察每只小鼠/大鼠缺乏呼吸和褪色的眼睛的颜色。保持以下呼吸停止的最小的1分钟的 CO 2的流动。预计时间无意识是3分钟通常在2。
- 如果观察到这两个星座，然后从笼中老鼠;否则继续揭露他们CO 2。如果在2至3分钟未发生意识障碍，检查室填充率。
- 为了验证正确的电极放置，消灭脑死后， 例如 ，下面的CO
- 随后冷冻保护在PBS中并储存大脑30％的蔗糖在4℃直到进一步的处理在RT 4小时在4％PFA - 后缀大脑2。
- 使用样本矩阵低温恒温器切片，冷冻大脑到一个立体方块，并使用低温恒温器切成60微米冠状切片。片山到玻片上，空气干燥，染色和使用标准技术来可视化支渠和前电极位置尼氏蓝色。
注：这种方法也揭示了表面电极是否已放置到深不慎被留下轻微的冲击上皮层的顶部。
- 对于安乐死，将动物（收费）孵化室，引进100％的二氧化碳。使用10％的填充率 - 每分钟腔室容积与添加到现有的空气中孵育室二氧化碳的30％。这是适合于实现以最小的痛苦的动物迅速失去知觉。
7.立体定向脑深部电极脑电图Implantat离子
- 6.2 - 如第6.1节所述预对待动物的头皮和头骨。选择仔细深电极的类型，同时在考虑其材料特性， 例如 ，直径和阻抗和可能连接到变送器的传感引线。
注意：帕利灵涂覆钢和钨电极常用。电极特性必须适合个别实验的需要。如果未设置电极无菌的，它们应在70％的乙醇在使用前培养。作为电极涂敷用于本实验的目的，基于热灭菌是不适用的。 - 作为使用立体定位系统在第6条所述钻在选择的坐标孔。定位到例如鼠海马CA1区，它作为一个深入研究脑区域中，放置微分电极在以下坐标参照前囟：尾椎2毫米，横向1.5毫米（右半球）和背腹（深度）2毫米。将硬膜外参考电极上的小脑皮质， 例如 ，前囟-6毫米，侧的前囟门1毫米（左或右半球）（ 图4D，E）。
注意：小脑电极用作对小脑的无声区的伪参考电极。立体坐标可以从小鼠和大鼠的标准立体地图集得到。 - 取决于他们如何进深脑插入缩短深电极至所需的长度。通过在两者之间的弯曲两部分，以90°角连接的电极对的发射机引线的不锈钢螺旋的颅外一部分。
- 夹深电极发射机械的传感领先。不要焊接尽可能因为这可以在脑电图记录诱发显著噪音。通过的尖部移除外硅隔离短款揭露的发射机铅不锈钢螺旋使用无菌手术刀刀片发射机引线。
- 重新连接发射机到脑深部电极的引线。确保这两个组件（ 图4F）的合适的和稳定的连接。附加注入的电极（其机械地连接到发射机铅）到立体定位装置的垂直臂。
- 修复用玻璃离子牙科水泥（水），这是非常难，并给出到底层脑颅附着力强的电极。离开水泥干5分钟。收使用过和悬停缝线用非可吸收的5-0 / 6-0的缝合材料头皮。可替代地，可以使用皮胶。
- 密切监视基于所述植入电极侧脑电图记录的质量。
注意：骨化从钻孔可发生具有抬起电极随时间的能力。这可导致降低脑电图质量由于肌电图和心电图污染，因而可以限制的最佳拍摄奥尔丁时间。这是深电极放置特殊的意义。 - 对于手术后护理和疼痛管理，见第8。
- 验证脑电电极放置在后段6.13验描述。
8.术后护理和术后疼痛管理
- 无人看管，直到它已经恢复了足够的意识，以保持胸骨斜卧不要让动物。
- 不要返回已动过手术，以公司的其他动物，直到完全康复的动物。
- 用于手术后疼痛控制，选择下列基团之一的一个药物：麻醉阿片样物质，阿片类激动剂/拮抗剂，α2激动剂，局部麻醉和非类固醇消炎药（NSAID）55-60请注意，由于通过。手术的严重性3天的镇痛治疗是可取的。
- 如果使用丁丙诺啡，管理以下剂量：鼠标：0.05- 0.1毫克/千克，IP，SC，每6 - 12小时;鼠：0.01 - 0.05毫克/千克，IP，SC，每8 - 12小时。
- 如果使用布托啡诺，管理以下剂量：鼠标：1.0 - 5.0毫克/公斤，SC，每4小时;鼠：2.0 - 2.5毫克/千克，SC，每4小时。
- 如果使用曲马多，管理以下剂量：小鼠，大鼠：10 - 30毫克/公斤，IP
- 如果使用氟尼辛，管理以下剂量：鼠标：2.5毫克/千克，SC，每12小时;鼠：1.1毫克/公斤，SC，每12小时。
- 如果使用酮洛芬，管理以下剂量：鼠标：5毫克/公斤，SC，每12 - 24小时;鼠：5毫克/公斤，SC，每12 - 24小时。
- 如果使用安乃近，辖以下剂量：小鼠，大鼠：100毫克/ kg，腹腔，每8小时。
- 如果使用美洛昔康，辖以下剂量：小鼠，大鼠：1毫克/千克SC，每24小时。
- 如果使用卡布洛芬，管理以下剂量：鼠标：5-10毫克/公斤，SC，每12 - 24小时;鼠：2.5 - 5.0毫克/千克，SC，每12 - 24小时。
- 如果使用acetaminophen，管理以下剂量：鼠标：300毫克/公斤，PO，每4小时;鼠：100 - 300毫克/公斤，每4小时。
- 如果使用利多卡因（作为辅助止痛药），给予以下剂量：小鼠，大鼠：1 - 4毫克/千克SC
- 当使用卡布洛芬（啮齿动物用量5 - 10毫克/千克SC，在0.9％NaCl溶液稀释） - 外科仪器结束前15分钟，并重复随后的两个长期持久的手术后疼痛管理，执行初始注入10天，每天一次。
- 术后，进料湿润粒料，以便于食物摄取。仔细观察食品（约15克/ 100克/天;约5克/ 24小时）和水（约15毫升/ 100克/天;约5毫升/ 24小时）的消费。
- 密切监测动物的正常姿势和行为的回报。
注：抗生素如恩诺沙星或甲氧苄啶，磺胺全身给药通常建议但不是绝对必要的，除非在次脑膜炎或脑炎的炎症迹象检测到植入电子网站。 - 给小鼠附加至少10至14天，以开始脑电图记录用于进一步分析之前完全恢复。
注：具体的实验任务，可能需要更长的恢复时间。 - 通过评估体重的术后发展后续植入后术后恢复。 5手术后接着在10重量的轻微的，但不断增加 - - 14天的恢复期体重最大减少通常约4天观察到。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
本节说明了从表层和深层，颅内脑电图记录获得的例子。最初，它应该指出，在生理条件下的基线录音是以下如随后的录音，药物治疗前强制性的。这样的基线记录可能会提供有关不同的行为状态或睡眠/昼夜节律的大脑节律的功能相互依存的有价值的信息。这里，我们显示以下的proconvulsive / psychoenergetic药物急性施用记录，癫痫发作活动的例子。如上所述，在脑电图遥测应用的一个共同的字段是癫痫研究。癫痫模型包括急性和慢性的药理学模型以及癫痫的基因（转基因）的模型。这里，我们证明由R / S-巴氯芬在20毫克/千克和bicucullinemet的知识产权管理引起的非痉挛缺席样发作急性模型hobromide以10毫克/公斤。药效，巴氯芬是GABA（B）受体激动剂，增加的 K +流出出细胞前和突触后的而荷包牡丹碱是GABA（A）的拮抗剂抑制Cl -的流入细胞。 GABA（A）的受体导致丘脑皮层-corticothalamic电路内的起始和hyperoscillation和hypersynchronization维护的激活。 图5B，C上显示硬膜外脑电图记录以下R的IP管理/ S-巴氯芬（20毫克/千克）和bicucullinemethobromide （10毫克/千克）。以10mg / kg腹腔或戊四（PTZ）的剂量的4-氨基吡啶（4-AP）的全身给药可以挑起在小鼠和大鼠全身强直 - 阵挛性癫痫发作。以下4-AP或云台注射，动物表明剂量依赖性的严重程度肌肉运动的动作， 即 ，强度和持续时间的一个典型的时间顺序。癫痫通常从机能减退状态开始，接着是密D，局部肌阵挛主要影响的脸vibrissal抽搐，头部和/或前肢。这部分性发作状态可以概括比为特征的直立姿势的损失或累及四肢全身阵挛性肌阵挛一个。后者的特征是跳跃，野跑，最后，后肢的强直性伸展。以下4-AP施用（10毫克/千克）的典型硬膜外脑电图记录在图5A中描绘。这种类型的硬膜外记录能诱发癫痫发作发展的早期阶段， 即 ，肌阵挛性头部运动，具有高精度的脸和前肢）的抽搐。虽然具有较高的肌电图， 即 ，肌肉活动有关的肌肉运动癫痫发作的高度，脑电图记录的只有最小的污染肌电图观察。如在图5A中变得明显，零星尖峰活性（*）之后，用一个典型的穗/ polyspike / SPIK广义阵挛E波图（1），然后是连续秒杀活动的后续事件。需要注意的是EMG污染几乎检测不到。虽然在记录段的特征在于增强的肌肉活动由于全身阵挛，峰电活动从大脑始发突出和EMG污染是非常低的。这个例子证明了该实验的方法能够选择性即使在癫痫大发作的条件下录制的脑电信号，当预期可能EEG信号由EMG文物被屏蔽的。需要注意的是注射药物制度这里描述总是需要注射前的录音，在注射及以下的药理管理。控制应包括假注射/车辆注射的动物。
一个典型的脑脑目标是海马， 例如，CA1区。海马惊厥活性可以通过红藻氨酸（KA）或N-甲基被诱导-D天冬氨酸（NMDA）。的非NMDA受体激动剂KA通常，剂量为10-30毫克/公斤腹膜内给药。海马惊厥表示可由各种谷氨酸受体激动剂可以敏锐地感应出的重要发作子组。使用上述的深电极植入程序，KA诱导的海马发作可记录高精度（ 图5D）。此外KA，海马发作也可以通过NMDA腹腔给药，剂量为150毫克/千克诱导。作为KA处理的动物，NMDA治疗的小鼠，通过阵发性搔抓，过强和盘旋，强直阵挛性惊厥的序列发展抽搐，偶尔，死亡。
图6显示同时皮质（硬膜外）和海马（深），脑电图的例子在最流行 的慢性癫痫海马模型， 即 ，内侧颞叶外延的毛果芸香碱模型 lepsy（MTLE）的影响。应当指出的是脑电图工件有时能模仿ictiform放电（ 图7）。因此特别注意支付，以减少心电图，肌电图和外部引起的脑电信号干扰。应当指出的是，这里所描述的植入过程允许在脑电信号污染最大降低。从外部电子设备可以由屏蔽，例如工件或结果，法拉第笼或通过围绕钻孔倾向于抬起电极出脑的骨化过程。后者是一个随时间变化的过程，标志着该技术的实验的限制。应当注意的是，检取的记录和分析不是此处描述的技术的应用程序的唯一字段。表面和深脑脑电图记录可用于复杂的时频分析， 例如，在神经精神疾病的动物模型和用于例如睡眠研究。
ove_content“FO：保together.within页=”1“>
图 1： 房屋条件在遥测 体内在不同小鼠或大鼠线条或人类疾病的药理学或转基因品系研究 需要高标准化，以减少内部的个体差异，并从干扰因素引起的潜在偏差。适当的住房条件是高品质的录音和有效的遥测结果的先决条件。实验室的开放式货架住房条件不适合用于记录。代替记录应的动物设施内进行，或者在通风柜（A）中。理想情况下，通风柜不仅可用于手术前和手术后的住房和恢复，同时也为脑电图记录（B），因为这可以保证环境条件和缺乏扰动的稳定性。如果记录不能在排气进行ilated柜，应在法拉第笼的环境控制动物室（C）内进行。 请点击此处查看该图的放大版本。
图2： 标准脑电图无线电遥测系统和射频发射器除了自制系统，一些市售系统是在市场上。该系统的基本设置中（A）所示。该系统包括一个射频发射机，接收机板，作为多路复用数据交换矩阵，和数据采集，处理和分析核心单元。对于频率分析，扣押检测和分析睡眠提供特定的软件模块。多种类型的变送器是vailable这取决于物种是应该进行调查，并依赖于科学问题; B）植入小鼠，接收机板和放置标准化记录条件。C）的成年C57BL / 6J小鼠通风橱内的多路转换器和一个2信道射频发射器。D）植入电极和固定用玻璃离子水门汀（61和62许可转载）4周后颅骨背视图。 请点击此处查看该图的放大版本。
图3： 麻醉及立体定向安装程序小鼠和大鼠。 A）采用异氟烷气体麻醉系统。精密高速牙钻亩nted分别小鼠和大鼠一个三维立体的设备上。补充的温暖是用加热垫。B）演练，立体耳酒吧和鼻夹（62许可转载）特写给出。 请点击此处查看该图的放大版本。
图4： 立体定向表层和深层植入电极。 A）在小鼠和大鼠。B）解剖结构和鼠头骨的地标硬膜外电极放置方案。已在0.3％H 2 O 2，已经拟订了C57BL / 6J小鼠颅骨顶视图。注意颅骨（OS前锋（中），OS parietale（OP），OS OCcipitale（∞））和缝合线（sutura额（SF），sutura矢状（SS），sutura冠脉（SC），和sutura lambdoidea（SL）），其确定所述主要解剖标志前囟（B）和拉姆达（L）。13 C一个之C57B1 / 6J小鼠的头骨。 的D）横向视图）一硬膜外，差分电极被放置在运动皮层（M1），一个附加的海马差分电极置于在海马的CA1区。这两个伪参比电极定位于小脑。E）冠状切面（方案）示出用于记录的electrohippocampogram深，颅内电极的本地化。F）深脑电图电极的特写，射频发射器的感应铅以及它们对鼠的头骨（61和62许可转载）的顶部安排。 请点击此处查看该图的放大版本。
图 5： 癫痫放电的药理学诱导 ）表面脑电图记录显示4-氨基吡啶（4 AP，10毫克/千克）的IP给药后发作放电。零星的峰值（*）演变成连续扣球（1）的一个短暂插曲，导致抑郁症脑电图（幅度下降，2-3）。这一时期后不久，第二穗列车相伴到全身强直 - 阵挛性发作与野生奔跑和跳跃的发展变得明显并最终导致后肢（4）和死亡的强直性伸展。以下脑死亡，其余微小信号代表心电图（R-秒杀）的污染。B）IP administrati后在bicucullinemethobromide的（BMB，10毫克/千克）的小鼠表现出的特征尖峰和棘波，C）导致扣球活动。D）海马脑电图（EEG）记录下IP零星发生巴氯芬的管理（20毫克/千克）的列车KA管理（30毫克/千克）。我：从C57BL / 6J小鼠对KA施用后立即2小时深CA1记录。在30毫克/公斤的KA邻接海马发作活动观察偶尔发作后抑郁症（箭头）中断。发作性放电由Δ-和θ波范围（4-8赫兹）穗和/或棘波活动（见插图）表征。 II-IV：在天1，3，5注射后1小时CA1脑电图记录附图示出下降，但仍涉及到神经元的兴奋性变性连续发作放电（61和62许可转载）。JPG“目标=”_空白“>点击此处查看该图的放大版本。
图6： 无线电遥测脑电图记录在内侧颞叶癫痫大鼠模型颞叶癫痫是通过毛果芸香碱注射政权药理诱导。该图中示出了从3个月的年龄主运动皮层（M1）以及海马CA1区从大鼠同步记录。升序和降序秒杀/聚穗列车都存在于偏转（62许可转载）。 请点击此处查看该图的放大版本。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
可植入的EEG遥测是中央的相关性，因为它是一个非限制的技术，使实验动物来执行他们的行为1,3充分剧目。这是主要感兴趣的是遥测方法使得不仅自发脑电图记录但在认知任务和昼夜分析设置，如T-迷宫，迷宫，水迷宫，剥夺睡眠的任务或每当脑电图记录是必要的或有帮助也记录在复杂的认知和运动活力。
这个协议描述了在小鼠和大鼠并连接到可植入的EEG射频发射机硬膜外表面和深脑脑电图电极注入。在过程中的关键步骤包括术前的问题， 即，物种和应变，住房条件，麻醉和疼痛管理的选择。一个关键的文学屏幕显示，后者有助于实现这一共同的混杂因素ntribute发散各种研究方法的效果。例如，实验物种，例如小鼠与大鼠和甚至菌株的选择可以完全改变的实验结果。这同样适用于性别如此。在一般情况下，强烈建议性别特定分组和分析。如果这是不可能的，性别应该平衡最少。如果实验条件不严格或统一控制，采集的数据要么是没有可比性或者干脆无效。
这里所描述的立体定位植入程序提供了一个可靠的工具，以从表面和深部脑结构既记录高品质的脑电图。植入程序的关键步骤包括钻井过程。它应在最大速度（RPM）与最小压力下进行。虽然高钻速产生热量，最小压力保证皮层下结构不热损伤。最小压力是必需避免头骨突然突破和底层皮质后续的损害。此外，特别小心，必须注意不要损坏脑膜中动脉或静脉窦。在小鼠中，头骨是相当透明的，由于其厚度小。因此，脑膜动脉和静脉窦可以被识别，以免造成损坏。在出血的早期和晚期预后情况不好，一般，这是有问题的，例如动物是否满足纳入标准为一个可靠的研究。我们建议牺牲这样的动物。
根据我们的经验，使用所描述的方法的高品质的脑电图记录可以进行长达4周。由于从颅骨内钻孔始发骨化过程，电极往往被抬起造成ECG和EMG污染。还应该考虑到针对特定的表面或深，脑内结构依赖于从脑图谱立体坐标。这些立体脑图通常与特定年龄的特定小鼠或大鼠品系。它进行认真指出，不同的小鼠和大鼠品系可呈现在所述主体和所述颅骨的年龄特定大小的差异。因此，存在至于基本craniometrics地标前囟和lambda应变间和内部应变的差别。这个问题提出了一个具体的挑战，如果一个人想从年轻小鼠和大鼠仍在发展中， 即显示颅骨和大脑生长进行表面和深层的电极记录。在这种情况下，从所选择的位置的可靠的长期记录几乎是不可能的。
为了使craniometric标可见的漂白过程，建议。必须小心，以限制的 H 2 O 2的温育时间，因为它可以以其他方式穿透颅骨和做皮质氧化损伤。
最后，需要注意的是商业脑电遥测很重要系统可与其他电设置，也可以结合起来。我们最近成立了无线电遥测脑电图与听觉记录相结合的诱发小鼠潜在的设置。这种复杂的方法允许，例如，执行endophenotyping并识别和描述精神分裂症的转基因小鼠模型， 例如，通过双击的范式和P50 / N100潜力分析中的应用。在一般情况下，脑电图遥测和诱发-电位的技术链路很可能是在未来的一个有前途的方法。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Carprofen (Rimadyl VET - InjektionA2:D43slösung) | Pfizer | PZN 0110208 | 20 ml |
| Binocular surgical magnification microscope | Zeiss Stemi 2000 | 0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000 | |
| Bulldog serrefine | F.S.T. | 18051-28 | 28 mm |
| Cages (Macrolon) | Techniplast | 1264C, 1290D | |
| Cold light source | Schott KL2500 LCD | 9.705 202 | ordered at Th.Geyer |
| Cotton tip applicators (sterile) | Carl Roth | EH12.1 | |
| Dexpanthenole (Bepanthen Wund- und Heilsalbe) | Bayer | PZN: 1578818 | |
| Drapes (sterile) | Hartmann | PZN 0366787 | |
| 70% ethanol | Carl Roth | 9065.5 | |
| 0.3%/3% hydrogene peroxide solution | Sigma | 95321 | 30% stock solution |
| Gloves (sterile) | Unigloves | 1570 | |
| Dental glas ionomer cement | KentDental /NORDENTA | 957 321 | |
| 2% glutaraldehyde solution | Sigma | G6257 | |
| Graefe Forceps-curved, serrated | F.S.T. | 11052-10 | |
| Halsey Micro Needle Holder-Tungsten Carbide | F.S.T. | 12500-12 | 12.5 cm |
| Heat-based surgical instrument sterilizer | F.S.T. | 18000-50 | |
| Heating pad | AEG HK5510 | 520010 | ordered at myToolStore |
| High-speed dental drill | Adeor | SI-1708 | |
| Iris scissors extra thin | F.S.T. | 14058-09 | 9 cm |
| Inhalation narcotic system (isoflurane) | Harvard Apparatus GmbH | 34-1352, 10-1340, 34-0422, 34-1041, 34-0401, 34-1067, 72-3044, 34-0426, 34-0387, 34-0415, 69-0230 | |
| Isoflurane | Baxter 250 ml | PZN 6497131 | |
| Ketamine | Pfizer | PZN 07506004 | |
| Lactated Ringer’s solution (sterile) | Braun | L7502 | |
| Lexar-Baby Scissors-straight, 10 cm | F.S.T. | 14078-10 | 10 cm |
| Nissl staining solution | Armin Baack | BAA31712159 | |
| Non-absorbable suture material 5-0/6-0 (sterile) | SABANA (Sabafil) | N-63123-45 | |
| Covidien (Sofsilk) | S1172, S1173 | ||
| Halsey Needle Holder | F.S.T. | 12001-13 | 13 cm |
| Pads (sterile) | ReWa Krankenhausbedarf | 2003/01 | |
| 0.9% saline (NaCl, sterile) | Braun | PZN:8609255 | |
| Scalpel blades with handle (sterile) | propraxis | 2029/10 | |
| Standard Pattern Forceps | F.S.T. | 11000-12, 11000-14 | 12 cm and 14.5 cm length |
| Steel and tungsten electrodes parylene coated | FHC Inc., USA) | UEWLGESEANND | |
| Stereotaxic frame | Neurostar | 51730M | ordered at Stoelting |
| (Stereo Drive-New Motorized Stereotaxic) | |||
| Tapes (sterile) | BSN medical GmbH & Co. KG | 626225 | |
| TA10ETA-F20 | DSI | 270-0042-001X | Radiofrequency transmitter 3.9 g, 3.9 g, 1.9 ml, input voltage range ± 2.5 mV, channel bandwidth (B) 1 - 200 Hz, nominal sampling rate (f) 1,000 Hz (f = 5B) temperature operating range 34 - 41 °C warranted battery life 4 months |
| TL11M2-F20EET | DSI | 270-0124-001X | Radiofrequency transmitter 3.9 g, 1.9 ml, input voltage range ± 1.25 mV, channel bandwidth (B) 1 - 50 Hz, nominal sampling rate (f) 250 Hz (f = 5B) temperature operating range 34 - 41 °C warranted battery life 1.5 months |
| Tissue Forceps- 1x2 Teeth 12 cm | F.S.T. | 11021-12 | 12 cm length |
| Tungsten carbide iris scissors | F.S.T. | 14558-11 | 11.5 cm |
| Vibroslicer 5000 MZ | Electron Microscopy Sciences | 5000-005 | |
| Xylazine (Rompun) | Bayer | PZN: 1320422 |
References
- Kramer, K., et al. The use of radiotelemetry in small laboratory animals: recent advances. Contemp Top Lab Anim Sci. 40, 8-16 (2001).
- Kramer, K., et al. The use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely swimming rats. Methods Find Exp Clin Pharmacol. 17, 107-112 (1995).
- Kramer, K., Kinter, L. B. Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals. Physiol Genomics. 13, 197-205 (2003).
- Kramer, K., Remie, R. Measuring blood pressure in small laboratory animals. Methods Mol Med. 108, 51-62 (2005).
- Kramer, K., et al. Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice. J Pharmacol Toxicol Methods. 30, 209-215 (1993).
- Kramer, K., et al. Telemetric monitoring of blood pressure in freely moving mice: a preliminary study. Lab Anim. 34, 272-280 (2000).
- Guler, N. F., Ubeyli, E. D. Theory and applications of biotelemetry. J Med Syst. 26, 159-178 (2002).
- Aylott, M., Bate, S., Collins, S., Jarvis, P., Saul, J. Review of the statistical analysis of the dog telemetry study. Pharm Stat. 10, 236-249 (2011).
- Rub, A. M., Jepsen, N., Liedtke, T. L., Moser, M. L., Weber, E. P., 3rd, Surgical insertion of transmitters and telemetry methods in fisheries research. Am J Vet Res. 75, 402-416 (2014).
- Bastlund, J. F., Jennum, P., Mohapel, P., Vogel, V., Watson, W. P. Measurement of cortical and hippocampal epileptiform activity in freely moving rats by means of implantable radiotelemetry. J Neurosci Methods. 138, 65-72 (2004).
- Jeutter, D. C. Biomedical telemetry techniques. Crit Rev Biomed Eng. 7, 121-174 (1982).
- Williams, P., et al. The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy. J Neurosci Methods. 155, 39-48 (2006).
- Bertram, E. H., Lothman, E. W. Ambulatory EEG cassette recorders for prolonged electroencephalographic monitoring in animals. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 79, 510-512 (1991).
- Bertram, E. H., Williamson, J. M., Cornett, J. F., Spradlin, S., Chen, Z. F. Design and construction of a long-term continuous video-EEG monitoring unit for simultaneous recording of multiple small animals. Brain Res Brain Res Protoc. 2, 85-97 (1997).
- Russell, D. M., McCormick, D., Taberner, A. J., Malpas, S. C., Budgett, D. M. A high bandwidth fully implantable mouse telemetry system for chronic ECG measurement. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 7666-7669 (2011).
- Lin, D. C., Bucher, B. P., Davis, H. P., Sprunger, L. K. A low-cost telemetry system suitable for measuring mouse biopotentials. Med Eng Phys. 30, 199-205 (2008).
- Aghagolzadeh, M., Zhang, F., Oweiss, K. An implantable VLSI architecture for real time spike sorting in cortically controlled Brain Machine Interfaces. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 1569-1572 (2010).
- Bonfanti, A., et al. A multi-channel low-power system-on-chip for single-unit recording and narrowband wireless transmission of neural signal. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , (2010).
- Chang, P., Hashemi, K. S., Walker, M. C. A novel telemetry system for recording EEG in small animals. J Neurosci Methods. 201, 106-115 (2011).
- Chen, H. Y., Wu, J. S., Hyland, B., Lu, X. D., Chen, J. J. A low noise remotely controllable wireless telemetry system for single-unit recording in rats navigating in a vertical maze. Med Biol Eng Comput. 46, 833-839 (2008).
- De Simoni, M. G., De Luigi, A., Imeri, L., Algeri, S. Miniaturized optoelectronic system for telemetry of in vivo voltammetric signals. J Neurosci Methods. 33, 233-240 (1990).
- Farshchi, S., Nuyujukian, P. H., Pesterev, A., Mody, I., Judy, J. W. A TinyOS-enabled MICA2-based wireless neural interface. IEEE Trans Biomed Eng. 53, 1416-1424 (2006).
- Gottesmann, C., Rodi, M., Rebelle, J., Maillet, B. Polygraphic recording of the rat using miniaturised telemetry equipment. Physiol Behav. 18, 337-340 (1977).
- Gottesmann, C., Rebelle, J., Maillet, B., Rodi, M., Rallo, J. L. Polygraphic recording in the rat by a miniaturized radiotelemetric technic. C R Seances Soc Biol Fil. 169, 1584-1589 (1975).
- Handoko, M. L., et al. A refined radio-telemetry technique to monitor right ventricle or pulmonary artery pressures in rats: a useful tool in pulmonary hypertension research. Pflugers Arch. 455, 951-959 (2008).
- Hanley, J., Zweizig, J. R., Kado, R. T., Adey, W. R., Rovner, L. D. Combined telephone and radiotelemetry of the EEG. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 26, 323-324 (1969).
- Irazoqui, P. P., Mody, I., Judy, J. W. Recording brain activity wirelessly. Inductive powering in miniature implantable neural recording devices. IEEE Eng Med Biol Mag. 24, 48-54 (2005).
- Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
- Lee, S. B., Yin, M., Manns, J. R., Ghovanloo, M. A wideband dual-antenna receiver for wireless recording from animals behaving in large arenas. IEEE Trans Biomed Eng. 60, 1993-2004 (2013).
- Morrison, T., Nagaraju, M., Winslow, B., Bernard, A., Otis, B. P. A 0.5 cm(3) four-channel 1.1 mW wireless biosignal interface with 20 m range. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 8 (3), 138-147 (2014).
- Moscardo, E., Rostello, C. An integrated system for video and telemetric electroencephalographic recording to measure behavioural and physiological parameters. J Pharmacol Toxicol Methods. 62, 64-71 (2010).
- Mumford, H., Wetherell, J. R. A simple method for measuring EEG in freely moving guinea pigs. J Neurosci Methods. 107, 125-130 (2001).
- Nagasaki, H., Asaki, Y., Iriki, M., Katayama, S. Simple and stable techniques for recording slow-wave sleep. Pflugers Arch. 366, 265-267 (1976).
- Podgurniak, P. A simple, PC-dedicated, implanted digital PIM-radiotelemetric system. Part 2: The multichannel system. Biomed Tech (Berl). 46, 273-279 (2001).
- Ruedin, P., Bisang, J., Waser, P. G., Borbely, A. A. Sleep telemetry in the rat: I. a miniaturized FM--AM transmitter for EEG and EMG). Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 44, 112-114 (1978).
- Ruther, P., et al. Compact wireless neural recording system for small animals using silicon-based probe arrays. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. , 2284-2287 (2011).
- Saito, T., Watanabe, Y., Nemoto, T., Kasuya, E., Sakumoto, R. Radiotelemetry recording of electroencephalogram in piglets during rest. Physiol Behav. 84, 725-731 (2005).
- Sumiyoshi, A., Riera, J. J., Ogawa, T., Kawashima, R. A mini-cap for simultaneous EEG and fMRI recording in rodents. Neuroimage. 54, 1951-1965 (2011).
- Sundstrom, L. E., Sundstrom, K. E., Mellanby, J. H. A new protocol for the transmission of physiological signals by digital telemetry. J Neurosci Methods. 77, 55-60 (1997).
- Wang, M., et al. A telemetery system for neural signal acquiring and processing. Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 28, 49-53 (2011).
- Cotugno, M., Mandile, P., D'Angiolillo, D., Montagnese, P., Giuditta, A. Implantation of an EEG telemetric transmitter in the rat. Ital J Neurol Sci. 17, 131-134 (1996).
- Vogel, V., Sanchez, C., Jennum, P. EEG measurements by means of radiotelemetry after intracerebroventricular (ICV) cannulation in rodents. J Neurosci Methods. 118, 89-96 (2002).
- Louis, R. P., Lee, J., Stephenson, R. Design and validation of a computer-based sleep-scoring algorithm. J Neurosci Methods. 133, 71-80 (2004).
- Tang, X., Sanford, L. D. Telemetric recording of sleep and home cage activity in mice. Sleep. 25, 691-699 (2002).
- Bassett, L., et al. Telemetry video-electroencephalography (EEG) in rats, dogs and non-human primates: methods in follow-up safety pharmacology seizure liability assessments. J Pharmacol Toxicol Methods. 70, 230-240 (2014).
- Authier, S., et al. Video-electroencephalography in conscious non human primate using radiotelemetry and computerized analysis: refinement of a safety pharmacology model. J Pharmacol Toxicol Methods. 60, 88-93 (2009).
- Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Res. 354, 221-246 (2013).
- Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mamm Genome. 24, 89-94 (2013).
- Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Prog Neurobiol. 96, 220-241 (2012).
- Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Depend. 92, 217-227 (2008).
- Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. Eur J Anaesthesiol. 25, 113-117 (2008).
- Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Front Neuroendocrinol. 31, 341-358 (2010).
- Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Res. , 102-153 (2012).
- Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neurosci Biobehav Rev. 28, 811-825 (2005).
- Richardson, C. A., Flecknell, P. A. Anaesthesia and post-operative analgesia following experimental surgery in laboratory rodents: are we making progress. Altern Lab Anim. 33, 119-127 (2005).
- Liles, J. H., Flecknell, P. A., Roughan, J., Cruz-Madorran, I. Influence of oral buprenorphine, oral naltrexone or morphine on the effects of laparotomy in the rat. Lab Anim. 32, 149-161 (1998).
- Liles, J. H., Flecknell, P. A. The effects of buprenorphine, nalbuphine and butorphanol alone or following halothane anaesthesia on food and water consumption and locomotor movement in rats. Lab Anim. 26, 180-189 (1992).
- Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
- Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. , Appendix 4, Appendix 4B (2008).
- Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR J. 53, 55-69 (2012).
- Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Res Brain Res Protoc. 14, 154-164 (2005).
- Lundt, A., et al. EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: a powerful state-of-the art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research. Neural Plast. , (2016).
