Summary

Utvikling av en Antigen-drevet kolitt modell for å studere presentasjon av antigener ved hjelp av antigenpresenterende celler til T-celler

Published: September 18, 2016
doi:

Summary

In this antigen-driven colitis model, OT-II CD4+ T cells expressing a red fluorescent protein were adoptively transferred into RAG-/- mice that express a green fluorescent protein in mononuclear phagocytes (MPs). The hosts were challenged with Escherichia coli (E.coli) expressing the ovalbumin protein (OVA) fused to a cyan fluorescent protein (CFP).

Abstract

Inflammatory bowel disease (IBD) is a chronic inflammation which affects the gastrointestinal tract (GIT). One of the best ways to study the immunological mechanisms involved during the disease is the T cell transfer model of colitis. In this model, immunodeficient mice (RAG-/- recipients) are reconstituted with naive CD4+ T cells from healthy wild type hosts.

This model allows examination of the earliest immunological events leading to disease and chronic inflammation, when the gut inflammation perpetuates but does not depend on a defined antigen. To study the potential role of antigen presenting cells (APCs) in the disease process, it is helpful to have an antigen-driven disease model, in which a defined commensal-derived antigen leads to colitis. An antigen driven-colitis model has hence been developed. In this model OT-II CD4+ T cells, that can recognize only specific epitopes in the OVA protein, are transferred into RAG-/- hosts challenged with CFP-OVA-expressing E. coli. This model allows the examination of interactions between APCs and T cells in the lamina propria.

Introduction

Tarmen er den største overflaten av kroppen som er utsatt for det ytre miljø. Enorme mengder av fastboende mikrober koloniserer tarmen til å danne tarmfloraen (eller mikroflora). Dette antas å bestå av opptil 100 billioner mikrobielle celler og utgjør en av de mest tettbefolkede bakterielle habitater er kjent innen biologi 1-3. I GIT bakterier kolonisere en intestinal nisje hvor de overleve og formere 4. Til gjengjeld endows microbiota verten med flere funksjonelle funksjoner som ikke er kodet på sitt genom en. For eksempel microbiota stimulerer spredning av epitelceller, produserer vitaminer som er vert ikke kan produsere av seg selv, regulerer stoffskiftet og beskytter mot patogener 4-6. Gitt dette gunstige forhold, har noen forfattere foreslått at mennesker er "super-organismer" eller "holobionts" som er en blanding av bakterielle og menneskelige gener 7,8. Gitt den fordelaktige virkningen av bakterieflora på den (menneskelige) vert, må tarmimmunsystemet til å tolerere kommensale mikroorganismer for å muliggjøre deres eksistens i lumen, men også drepe patogener som invaderer fra luminale side 9-11. Tarmimmunsystem har utviklet mekanismer for å skille mellom ufarlige og potensielt skadelige luminal mikrober; men disse mekanismene er ennå ikke godt forstått 12. Å opprettholde intestinal integritet krever et strengt regulert immun homeostase å holde balansen mellom toleranse og immunitet 13. En ubalanse i immun homeostase bidrar til induksjon av intestinale sykdommer slik som inflammatorisk tarmsykdom (IBD) 3,14.

Det er to hovedtyper av IBD: Crohns sykdom (CD) og ulcerøs kolitt (UC). Pasienter med disse sykdommene vanligvis lider av rektal blødning, alvorlig diaré og magesmerter 15,16. Den eneste årsaken til IBD er fortsattukjent, men en kombinasjon av genetiske faktorer, miljøpåvirkninger og feilregulert immunresponser kan være nøkkelen begivenhet for sykdomsutvikling 15.

Dyremodeller for IBD har vært brukt i over 50 år. I de siste tiårene nye IBD modellsystemer er utviklet for å teste ulike hypoteser om patogenesen av IBD 17,18. Den best karakteriseres modell for kronisk kolitt er den T-celle-transfer modell som induserer avbrudd av T-celle-homeostase 19,20. Denne modellen involverer overføring av naive T-celler fra immunkompetente mus inn i verter som mangler T- og B-celler (for eksempel RAG – / – og SCID-mus) 16,21. Utviklingen av sykdommen i denne modellen blir overvåket av 3-10 uker, ved å evaluere nærværet av diaré, redusert fysisk aktivitet, og tap av kroppsvekt. Dette er såkalt avmagringssyndromet 16. Sammenlignet med friske musene colonic vev av transplanterte verter er Thicker, kortere og tyngre 16. Ved hjelp av T-celle-overføring modell, er det mulig å forstå hvordan ulike T-cellepopulasjoner kan bidra til patogenesen av IBD 22. T-celleoverføring modell analyserer ikke interaksjoner mellom APC og T-celler i sykdomsprosessen i en antigen-spesifikk måte. Det har vist seg at en interaksjon mellom myeloide celler og lymfoide celler kan være ansvarlig for utviklingen av tarmbetennelse 23. Selv om mange aspekter av IBD er klarlagt, de første hendelsene som fører til sykdomsutviklingen fortsatt trenger å bli forstått.

Det har vist seg at i fravær av bakterieflora overføring kolitt kan ikke bli etablert 24. Nylig har flere teorier foreslår at IBD kan være et resultat av en immunrespons mot kommensale bakterier 25. Forfatterne har også foreslått at commensal bakterier er viktig for å indusere betennelse i tarmen26. I bakterie frie (GF) dyr tarmimmunsystem er vanligvis svekket 27,28, men en kolonisering av disse mus med en blanding av spesifikt patogenfrie bakterier resulterer i utviklingen av fullt kompetente tarmimmunsystem 29. Derfor synes microbiota å være et sentralt element i patogenesen av IBD, enten som en mekanisme som predisponerer for eller beskytter mot utvikling av tarmbetennelse 30,31. Gjeldende teorier foreslår at IBD er et resultat av mikrobiell ubalanse, kalt dysbiosis, i genetisk disponerte pasienter 32, men det er ikke klart, men hvis dysbiosis er årsaken eller konsekvensen av sykdommen 12. Tatt i betraktning den rolle av mikroorganismer i utvikling av IBD, in vitro eksperimenter vist at CD4 + T-celler kan aktiveres ved APC pulsert med tarmbakterier 33,34.

Videre har det blitt vist at antigener fraforskjellige commensal bakterielle arter, for eksempel E. coli, Bacteroides, Eubacterium og Proteus, er i stand til å aktivere CD4 + T-celler 35. Dette indikerer at presentasjonen av bakterielle antigener til T-celler er viktig for utvikling av IBD. For å redusere kompleksiteten av flere antigener avledet ved mikrofloraen i sykdomsprosessen, har en E.coli-stamme er opprettet som produserer den OVA-antigenet. Overføring kolitt ble indusert ved injeksjon av OVA-spesifikke T-celler til RAG – / – dyr kolonisert med OVA-uttrykkende E. coli.

Denne modellen er basert på nyere bevis som tyder på at CX 3 CR1 + parlamentsmedlemmer, en stor celle undergruppe i colonic lamina propria (CLP) 36, er i samspill med CD4 + T-celler under overføring kolitt 37. Parlamentsmedlemmer prøve tarmlumen for partikkel antigen, som bakterier, ved hjelp av sine dendritter 36, 38,39. tidligere studiervist at MP'er kan også ta opp løselige antigener, slik som OVA, som innføres i intestinal lumen 40,41. Gitt overflod av CX 3 CR1 + parlamentsmedlemmer i CLP, er det mulig at disse cellene kan smake luminal bakterier og samhandle med CD4 T-celler. Konfokal avbildning av mus transplantert med OVA-spesifikke CD4 + T-celler kolonisert med E. coli CFP-OVA, viser at CX 3 CR1 + MP'er er i kontakt med OT-II CD4 + T-celle under utviklingen av antigen-drevne kolitt. Denne modellen gjør det mulig å studere den antigenpresentasjon prosessen mellom tarm APCer og T-celler spesifikke bare for bestemte antigen-uttrykkende bakterier i tarmkanalen.

Protocol

Mus ble avlet og holdt under patogenfrie (SPF) forhold i dyre innretningen av Ulm University (Ulm, Tyskland). Alle dyreforsøk ble utført i henhold til retningslinjene i den lokale dyre bruk og behandling komiteen og National Animal Welfare Law. 1. Bygging av pCFP-OVA Plasmid Forsterke full størrelse OVA-genet ved bruk av primerne Ova_SpeI_fw (3'-GACCAACTAGTATGGAATTTTGTTTTGATGTATT-5 ') og Ova_ClaI_rev (3'GACCAGATCGATTAAGGGGAAACACATCTGCC-5') 37…

Representative Results

Å etablere en antigen-drevet kolitt modell en E. coli-stamme er konstruert som inneholder et plasmid i hvilket genet for CFP er kondensert til den kodende sekvensen for kylling ovalbumin protein og fusjons konstruksjon blir uttrykt under kontroll av den sterke konstitutive promoter P hyper (figur 1A). Fluoriserende mikroskopi viser at rekombinant E. coli pCFP-OVA, men ikke foreldre E. coli DH10B uttrykker CFP <st…

Discussion

Som med alle andre modellen, kan den antigen-drevet kolitt modellen beskrevet ovenfor presentere noen problemstillinger som etterforsker utfører teknikken må være klar over. Når injisere OT-II / Red + CD4 + T CD62L + celler i vertene, må etterforskeren være veldig forsiktig og nøye med å sette nålen inn i bukhulen. Unnlatelse av å gjøre det kan resultere i rive av tarmen av musen som kan føre til død, eller en subkutan administrering av celler som ikke vil forårsake sykdom….

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

JHN is supported by the Swiss National Foundation (SNSF 310030_146290).

Materials

LB Broth, Miller (Luria-Bertani) Difco 244620
Rotary Shake Reiss Laborbedarf e. K. Model 3020 GFL
2 mm gap couvettes  Peqlab Biotechnologie GmbH 71-2020
Glycerol Sigma-Aldrich G5516-100ML
Gene Pulser Xcell system  BioRad Laboratories GmbH 1652660
LB Agar, Miller (Luria-Bertani) Difco 244510
Ampicillin Sigma-Aldrich A9393-5G
SOC Medium Sigma-Aldrich S1797-100ML
High Pure Plasmid Isolation Kit Roche 11754777001
Agarose Carl Roth GmbH & Co 3810.1
EDTA Sigma-Aldrich E9884-100G
Tris-HCl Sigma-Aldrich T5941
Glacial acetic acid Sigma-Aldrich 537020 
Gel chamber  PEQLAB Biotechnology GmbH 40-0708
Loading Dye Thermo Fisher R0611
GeneRuler 1 kb DNA Ladder  Thermo Fisher SM0312
Ethidium bromide solution Carl Roth GmbH & Co. KG 2218.3
Photo-documentation system  Decon Science Tech GmbH DeVision G 
DNA sequencing  MWG-Biotech GmbH
Phosphate buffered saline (PBS) Biochrom L182-50
Fluorescent microscope  Zeiss HBO 100
Mini-PROTEAN Tetra System Bio-Rad Laboratories GmbH 1658005
PageRuler Prestained Protein Ladder  Fermentas, St. Leon-Rot, Germany
IstanBlue Solution Expedeon, Cambridgeshire, United Kingdom
Nitrocellulose membrane  Macherey-Nagel GmbH & Co. KG 741280
Electro blotter  Biometra GmbH 846-015-600
Bovine Serum Albumins (BSA) Sigma-Aldrich A6003-25G
Anti-Ovalbumin antibody  Abcam ab181688
Anti-rabbit IgG  HRP Sigma-Aldrich A0545 
Pierce ECL Plus Western Blotting Substrate Pierce Biotechnology, Thermo Fischer Scientific Inc 32132
Forene Abbott 2594.00.00
FBS Invitrogen 10500-064
Falcon Cell Strainers Fischer Scientific  08-771-19
Ammonium chloride Sigma-Aldrich 254134-5G
Tris Base Sigma-Aldrich 10708976001
CD4+ CD62 L+ T isolation kit  Miltenyi Biotec 130-093-227 
MACS LS Columns  Miltenyi Biotec 130-042-401
MACS MS Columns  Miltenyi Biotec 130-042-201
MidiMACS Separator Miltenyi Biotec 130-042-302
MiniMACS Separator Miltenyi Biotec 130-042-102
MACS MultiStand Miltenyi Biotec 130-042-303
Feeding Needle 20G SouthPointe Surgical Supply, Inc FN-7903
Formalin solution, neutral buffered, 10% Sigma-Aldrich HT501128
Paraffin Sigma-Aldrich 1496904
Hematoxylin Sigma-Aldrich H9627
Eosin Y Sigma-Aldrich 230251 
Dithiothreitol Sigma-Aldrich D9779 
Collagenase type VIII Sigma-Aldrich C-2139
Roswell Park Memorial Institute (RPMI) medium AppliChem A2044, 9050
Percoll (density 1.124 g/ml) Biochrome L-6145
Sodium azide Sigma-Aldrich 438456
Mouse BD Fc Block BD Pharmingen 553141
FITC-conjugated mAb binding Vß 5.1, 5.2  BD Pharmingen 553189
APC-conjugated mAb binding CD4 GK1.5  eBioscience 17-0041-83
FACS Calibur  BD Biosciences
FCS Express V3 software DeNovo
Meta scanning confocal microscope  Zeiss LSM 710 
Zeiss Workstation Zeiss LSM 7
Zeiss ZEM software  Zeiss v4.2.0.121
Maxisorp immuno plates  NUNC, Roskilde 442404
Streptavidin conjugated alkaline phosphatase Jackson Immuno Research 016-050-084
Alkaline phosphatase substrate 4-Nitrophenyl phosphate disodium salt hexahydrate Sigma-Aldrich 71768-5G
mAb R4-6A2 BD Biosciences 551216
mAb XMG1.2  BD Biosciences 554410
TECAN microplate-ELISA reader Tecan
EasyWin software Tecan

References

  1. Backhed, F., Ley, R. E., Sonnenburg, J. L., Peterson, D. A., Gordon, J. I. Host-bacterial mutualism in the human intestine. Science. 307, 1915-1920 (2005).
  2. Cario, E., Podolsky, D. K. Intestinal epithelial TOLLerance versus inTOLLerance of commensals. Mol Immunol. 42, 887-893 (2005).
  3. Sartor, R. B., Mazmanian, S. K. Intestinal Microbes in Inflammatory Bowel Diseases. Am J Gastroenterol Suppl. 1, 15-21 (2012).
  4. Sekirov, I., Russell, S. L., Antunes, L. C., Finlay, B. B. Gut microbiota in health and disease. Physiol Rev. 90, 859-904 (2010).
  5. Metges, C. C. Contribution of microbial amino acids to amino acid homeostasis of the host. J Nutr. 130, 1857S-1864S (2000).
  6. Rossi, M., Amaretti, A., Raimondi, S. Folate production by probiotic bacteria. Nutrients. 3, 118-134 (2011).
  7. Ley, R. E., Peterson, D. A., Gordon, J. I. Ecological and evolutionary forces shaping microbial diversity in the human intestine. Cell. 124, 837-848 (2006).
  8. Sleator, R. D. The human superorganism – of microbes and men. Med Hypotheses. 74, 214-215 (2010).
  9. Kumar, H., Kawai, T., Akira, S. Pathogen recognition by the innate immune system. Int Rev Immunol. 30, 16-34 (2011).
  10. Kumar, H., Kawai, T., Akira, S. Pathogen recognition in the innate immune response. Biochem J. 420, 1-16 (2009).
  11. Smith, P. M., Garrett, W. S. The gut microbiota and mucosal T cells. Front Microbiol. 2, 111 (2011).
  12. Fava, F., Danese, S. Intestinal microbiota in inflammatory bowel disease: friend of foe?. World J Gastroenterol. 17, 557-566 (2011).
  13. Mazmanian, S. K., Liu, C. H., Tzianabos, A. O., Kasper, D. L. An immunomodulatory molecule of symbiotic bacteria directs maturation of the host immune system. Cell. 122, 107-118 (2005).
  14. Muzes, G., Molnar, B., Tulassay, Z., Sipos, F. Changes of the cytokine profile in inflammatory bowel diseases. World J Gastroenterol. 18, 5848-5861 (2012).
  15. Koboziev, I., Karlsson, F., Grisham, M. B. Gut-associated lymphoid tissue, T cell trafficking, and chronic intestinal inflammation. Ann N Y Acad Sci. 1207 Suppl. 1207, E86-E93 (2010).
  16. Ostanin, D. V., et al. T cell transfer model of chronic colitis: concepts, considerations, and tricks of the trade. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 296, G135-G146 (2009).
  17. Elson, C. O., Sartor, R. B., Tennyson, G. S., Riddell, R. H. Experimental models of inflammatory bowel disease. Gastroenterology. 109, 1344-1367 (1995).
  18. Boismenu, R., Chen, Y. Insights from mouse models of colitis. J Leukoc Biol. 67, 267-278 (2000).
  19. Powrie, F., Leach, M. W., Mauze, S., Caddle, L. B., Coffman, R. L. Phenotypically distinct subsets of CD4+ T cells induce or protect from chronic intestinal inflammation in C. B-17 scid mice. Int Immunol. 5, 1461-1471 (1993).
  20. Rivera-Nieves, J., et al. Emergence of perianal fistulizing disease in the SAMP1/YitFc mouse, a spontaneous model of chronic ileitis. Gastroenterology. 124, 972-982 (2003).
  21. Ostanin, D. V., et al. T cell-induced inflammation of the small and large intestine in immunodeficient mice. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 290, G109-G119 (2006).
  22. Barnett, M., Fraser, A., O’Connor, M. Animal Models of Colitis: Lessons Learned, and Their Relevance to the Clinic. Ulcerative Colitis – Treatments, Special Populations and the Future. , (2011).
  23. Reindl, W., Weiss, S., Lehr, H. A., Forster, I. Essential crosstalk between myeloid and lymphoid cells for development of chronic colitis in myeloid-specific signal transducer and activator of transcription 3-deficient mice. Immunology. 120, 19-27 (2007).
  24. Yoshida, M., et al. CD4 T cells monospecific to ovalbumin produced by Escherichia coli can induce colitis upon transfer to BALB/c and SCID mice. Int Immunol. 13, 1561-1570 (2001).
  25. Eun, C. S., et al. Induction of bacterial antigen-specific colitis by a simplified human microbiota consortium in gnotobiotic interleukin-10-/- mice. Infect Immun. 82, 2239-2246 (2014).
  26. Nell, S., Suerbaum, S., Josenhans, C. The impact of the microbiota on the pathogenesis of IBD: lessons from mouse infection models. Nat Rev Microbiol. 8, 564-577 (2010).
  27. Chinen, T., Rudensky, A. Y. The effects of commensal microbiota on immune cell subsets and inflammatory responses. Immunol Rev. 245, 45-55 (2012).
  28. Dimmitt, R. A., et al. Role of postnatal acquisition of the intestinal microbiome in the early development of immune function. J Pediatr Gastroenterol Nutr. 51, 262-273 (2010).
  29. Cebra, J. J., Periwal, S. B., Lee, G., Lee, F., Shroff, K. E. Development and maintenance of the gut-associated lymphoid tissue (GALT): the roles of enteric bacteria and viruses. Dev Immunol. 6, 13-18 (1998).
  30. Ohkusa, T., Nomura, T., Sato, N. The role of bacterial infection in the pathogenesis of inflammatory bowel disease. Intern Med. 43, 534-539 (2004).
  31. van Lierop, P. P., Samsom, J. N., Escher, J. C., Nieuwenhuis, E. E. Role of the innate immune system in the pathogenesis of inflammatory bowel disease. J Pediatr Gastroenterol Nutr. 48, 142-151 (2009).
  32. Kaur, N., Chen, C. C., Luther, J., Kao, J. Y. Intestinal dysbiosis in inflammatory bowel disease. Gut Microbes. 2, 211-216 (2011).
  33. Trobonjaca, Z., et al. MHC-II-independent CD4+ T cells induce colitis in immunodeficient RAG-/- hosts. J Immunol. 166, 3804-3812 (2001).
  34. Brimnes, J., Reimann, J., Nissen, M., Claesson, M. Enteric bacterial antigens activate CD4(+) T cells from scid mice with inflammatory bowel disease. Eur J Immunol. 31, 23-31 (2001).
  35. Cong, Y., et al. CD4+ T cells reactive to enteric bacterial antigens in spontaneously colitic C3H/HeJBir mice: increased T helper cell type 1 response and ability to transfer disease. J Exp Med. 187, 855-864 (1998).
  36. Niess, J. H., et al. CX3CR1-mediated dendritic cell access to the intestinal lumen and bacterial clearance. Science. 307, 254-258 (2005).
  37. Rossini, V., et al. CX3CR1(+) cells facilitate the activation of CD4 T cells in the colonic lamina propria during antigen-driven colitis. Mucosal Immunol. 7, 533-548 (2014).
  38. Vallon-Eberhard, A., Landsman, L., Yogev, N., Verrier, B., Jung, S. Transepithelial pathogen uptake into the small intestinal lamina propria. J Immunol. 176, 2465-2469 (2006).
  39. Chieppa, M., Rescigno, M., Huang, A. Y., Germain, R. N. Dynamic imaging of dendritic cell extension into the small bowel lumen in response to epithelial cell TLR engagement. J Exp Med. 203, 2841-2852 (2006).
  40. Farache, J., et al. Luminal Bacteria Recruit CD103(+) Dendritic Cells into the Intestinal Epithelium to Sample Bacterial Antigens for Presentation. Immunity. , (2013).
  41. Farache, J., Zigmond, E., Shakhar, G., Jung, S. Contributions of dendritic cells and macrophages to intestinal homeostasis and immune defense. Immunol Cell Biol. 91, 232-239 (2013).
  42. Schirmbeck, R., et al. Translation from cryptic reading frames of DNA vaccines generates an extended repertoire of immunogenic, MHC class I-restricted epitopes. J Immunol. 174, 4647-4656 (2005).
  43. Balestrino, D., et al. Single-cell techniques using chromosomally tagged fluorescent bacteria to study Listeria monocytogenes infection processes. Appl Environ Microbiol. 76, 3625-3636 (2010).
  44. Ortega-Gonzalez, M., et al. Validation of bovine glycomacropeptide as an intestinal anti-inflammatory nutraceutical in the lymphocyte-transfer model of colitis. Br J Nutr. 111, 1202-1212 (2014).
  45. Capitan-Canadas, F., et al. Fructooligosaccharides exert intestinal anti-inflammatory activity in the CD4+ CD62L+ T cell transfer model of colitis in C57BL/6J mice. Eur J Nutr. , (2015).
  46. Salazar-Gonzalez, R. M., et al. CCR6-mediated dendritic cell activation of pathogen-specific T cells in Peyer’s patches. Immunity. 24, 623-632 (2006).
  47. Niess, J. H., Leithauser, F., Adler, G., Reimann, J. Commensal gut flora drives the expansion of proinflammatory CD4 T cells in the colonic lamina propria under normal and inflammatory conditions. J Immunol. 180, 559-568 (2008).
  48. Radulovic, K., et al. CD69 regulates type I IFN-induced tolerogenic signals to mucosal CD4 T cells that attenuate their colitogenic potential. J Immunol. 188, 2001-2013 (2012).
  49. Mowat, A. M., Agace, W. W. Regional specialization within the intestinal immune system. Nat Rev Immunol. 14, 667-685 (2014).
  50. Manta, C., et al. CX(3)CR1(+) macrophages support IL-22 production by innate lymphoid cells during infection with Citrobacter rodentium. Mucosal Immunol. 6 (3), 177-188 (2013).
  51. Feng, T., Wang, L., Schoeb, T. R., Elson, C. O., Cong, Y. Microbiota innate stimulation is a prerequisite for T cell spontaneous proliferation and induction of experimental colitis. J Exp Med. 207, 1321-1332 (2010).
  52. Mazzini, E., Massimiliano, L., Penna, G., Rescigno, M. Oral tolerance can be established via gap junction transfer of fed antigens from CX3CR1(+) macrophages to CD103(+) dendritic cells. Immunity. 40, 248-261 (2014).
  53. Fitzpatrick, L. R. Novel Pharmacological Approaches for Inflammatory Bowel Disease: Targeting Key Intracellular Pathways and the IL-23/IL-17 Axis. Int J Inflam. 2012, 389404 (2012).
  54. Danese, S. New therapies for inflammatory bowel disease: from the bench to the bedside. Gut. 61, 918-932 (2012).

Play Video

Cite This Article
Rossini, V., Radulovic, K., Riedel, C. U., Niess, J. H. Development of an Antigen-driven Colitis Model to Study Presentation of Antigens by Antigen Presenting Cells to T Cells. J. Vis. Exp. (115), e54421, doi:10.3791/54421 (2016).

View Video