Summary

Méthodes pour examiner la lymphe et Gland hémocytes dans<em> Drosophila</em> larves

Published: November 28, 2016
doi:

Summary

Systèmes hématopoïétiques de mammifères Drosophila et partagent de nombreuses caractéristiques communes, ce qui rend la drosophile un modèle génétique attrayant pour étudier l' hématopoïèse. Ici, nous démontrons la dissection et montage du principal organe hématopoïétique larvaire pour l'immunohistochimie. Nous décrivons également des méthodes pour analyser différents compartiments hématopoïétiques larvaires dont hémocytes circulants et des cellules à cristaux sessiles.

Abstract

De nombreux parallèles existent entre les systèmes hématopoïétiques de mammifères Drosophila et, même si la drosophile manque la lignée lymphoïde qui caractérisent l' immunité adaptative des mammifères. Drosophila et hématopoïèse mammifères se produisent dans spatialement et temporellement phases distinctes pour produire plusieurs lignées de cellules sanguines. Les deux systèmes maintiennent des réservoirs de progéniteurs des cellules de sang avec lequel se dilatent ou remplacent les lignées matures. Le système hématopoïétique permet la drosophile et les mammifères à réagir et à s'adapter aux défis immunitaires. Fait important, les régulateurs de la transcription et les voies de signalisation qui contrôlent la production, la maintenance et le fonctionnement du système hématopoïétique sont conservées des mouches à des mammifères. Ces similitudes permettent drosophile à être utilisé pour le développement hématopoïétique génétiquement modèle et la maladie.

Ici , nous analyses de détail d'examiner le système hématopoïétique des larves de drosophile. Dansparticulier, nous décrivons des méthodes pour mesurer le nombre de cellules sanguines et de la concentration, de visualiser une lignée mûre spécifique in vivo, et d' effectuer des immunohistochimie sur les cellules sanguines en circulation et dans l'organe hématopoïétique. Ces tests peuvent révéler des changements dans l'expression des gènes et des processus cellulaires, y compris la signalisation, la survie, la prolifération et la différenciation et peuvent être utilisés pour enquêter sur une variété de questions relatives à l'hématopoïèse. Combinée avec les outils génétiques disponibles chez la drosophile, ces essais peuvent être utilisés pour évaluer le système hématopoïétique à des altérations génétiques définies. Bien que non spécifiquement décrite ici, ces tests peuvent également être utilisés pour examiner l'effet des modifications de l'environnement, telles que l'infection ou l'alimentation, sur le système hématopoïétique.

Introduction

Les mécanismes complexes qui régissent les facteurs de transcription et les voies de signalisation qui coordonnent le développement du système hématopoïétique et un dysfonctionnement dans les maladies hématologiques restent mal compris. Ces facteurs de transcription et les voies de signalisation, ainsi que leur régulation, sont hautement conservées entre la drosophile et l' hématopoïèse mammifère 1-5. Ainsi , le système hématopoïétique Drosophila représente un excellent modèle génétique pour définir les mécanismes moléculaires contrôlant l' hématopoïèse et maladies hématologiques sous – jacentes.

Semblable à des mammifères, Drosophila générer des cellules sanguines, appelées hémocytes, dans spatialement et temporellement des phases distinctes de l' hématopoïèse. Traditionnellement, on pensait hématopoïèse chez la drosophile se limiter aux phases dans le mésoderme embryonnaire et dans les ganglions lymphatiques des larves. Des études récentes montrent que l'hématopoïèse se produit également dans des larves sessiles clustres et dans l'abdomen adulte 8/6. Toutes les phases hématopoïétiques produisent deux types d'hémocytes matures: plasmatocytes et les cellules de cristal. Plasmatocytes sont des cellules de type macrophage impliqués dans la phagocytose, l'immunité innée et la guérison des plaies. les cellules à cristaux contiennent des pro-phénoloxydases nécessaires à la mélanisation, une réaction utilisé dans les réponses immunitaires d'insectes et la cicatrisation des plaies. Hématopoïèse larvaire peut générer un troisième type hémocytaire mature, appelée lamellocyte, en réponse à certains problèmes immunitaires telles que l' infection par le parasite guêpe 9,10. Lamellocytes sont de grandes cellules adhérentes, qui fonctionnent en conjonction avec plasmatocytes et les cellules de cristal, afin d' encapsuler et de neutraliser les oeufs de guêpes définies dans les larves de Drosophila. En l'absence de parasitisme, lamellocytes ne sont pas trouvés dans de type sauvage larves. masses mélaniques ressemblent mélanisées, des œufs de guêpes encapsulées; de nombreuses souches mutantes de Drosophila développent des masses mélaniques en l'absence de parasitisme. La présence de lamellogamétocytes et / ou des masses mélaniques peuvent indiquer des anomalies hématopoiétiques. En effet, le phénotype de masse mélanique a été utilisé pour identifier les gènes et les voies impliquées dans l' hématopoïèse 11-14.

Le système hématopoïétique larvaire est le plus largement étudié à ce jour. Il est composé d'hémocytes circulant dans l'hémolymphe, les clusters de hémocytes sessiles modelées sous la cuticule et les hémocytes résidant dans le ganglion lymphatique. Le ganglion lymphatique est une série de lobes bilatéraux attachés au vaisseau dorsal. Chaque lobe primaire du ganglion lymphatique est divisée en trois zones principales. La zone la plus extérieure est connue comme la zone corticale et contient maturation hémocytes. La zone la plus interne est appelée la zone médullaire et comprend des précurseurs d'hémocytes de quiescence. La troisième zone, le centre de signalisation postérieure, est un petit groupe de cellules à la base de la glande lymphatique qui agissent comme une niche de cellules ressemblant à la tige. Les premiers travaux mis en place des fonctions critiques pour Notch 15-18 </sup>, Hedgehog 19,20, JAK-STAT 18 et aptère 21 activité pour réguler le développement des glandes lymphatiques larvaire. Des études plus récentes ont démontré que la BMP 22, FGF-23 Ras et Hippo 24,25 signalisation fonctionnent également dans le ganglion lymphatique des larves.

Quatre essais de hématopoiétiques larves présentées ici décrivent 1) à mesurer circulant concentration hémocytes, défini comme le nombre de cellules par unité de volume, 2) l' isolement et la fixation de circulation hémocytes pour l' immunohistochimie, 3) visualisant des cellules à cristaux in vivo et 4) disséquant, la fixation et le montage glandes lymphatiques pour l'immunohistochimie. Ces dosages peuvent être utilisés pour évaluer les lectures hématopoiétiques les fonctions et les règlements des voies de signalisation dans le système hématopoïétique des larves. Bien que ces méthodes ont été utilisées précédemment dans le domaine, la documentation visuelle de ces essais a commencé que récemment 8,26-30. Plusieurs publications citées ici sont l'aideressources ful décrivant des méthodes similaires et les marqueurs hématopoïétiques 26,31-33. En outre, Trol et Viking sont des marqueurs utiles de la membrane glande lymphatique du sous-sol.

Protocol

1. Circulating Concentration hémocytaire Pour obtenir des larves d'à peu près le même stade de développement pour ce dosage, limiter la collecte des œufs en permettant les femelles à pondre des oeufs pendant une période de temps fixe 2 – 6 h. Recueillir les larves dans disséquant puits plat rempli de phosphate 1x solution saline tamponnée (PBS, tableau 1). Pour chaque larve, placer 10 ul 1x PBS dans un tube à centrifuger sur la glace et 10 pi de PBS 1x sur u…

Representative Results

Circulant hémocytaire Concentration Numéros de hémocytaires augmentent tout au long du développement larvaire 35. Pour illustrer cette méthode permet de détecter des différences dans le nombre d'hémocytes et d'une concentration, quelle que soit la cause biologique, on a mesuré les concentrations de hémocytes des larves retardée et non retardée. Perte de l' hormone prothoracicotropique (de PTTH) …

Discussion

Lors de la modification génétique ou environnementale, les quatre méthodes décrites ici peuvent être utilisés individuellement ou conjointement pour analyser les processus distincts au cours de l' hématopoïèse tels que la signalisation, la survie, la prolifération et la différenciation Drosophila hématopoïèse est un processus dynamique. le nombre d'hémocytes par animal et augmente 35 l'expression de la structure et le gène de la glande lymphatique change 32 pend…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank Matthew O’Connell, Maryam Jahanshahi, and Andreas Jenny for assistance. We thank István Andó for plasmatocyte-specific antibodies, Utpal Banerjee for dome-meso-EBFP2 flies, Julian Martinez-Agosto for antp>GFP flies, and Michael O’Connor for ptth and ptth>grim flies. These methods were developed with support by the Kimmel Foundation, the Leukemia & Lymphoma Society, NIH/NCI R01CA140451, NSF 1257939, DOD/NFRP W81XWH-14-1-0059, and NIH/NCI T32CA078207.

Materials

PBS tablets MP Biomedicals 2810305
dissecting dish Corning 7220-85
microcentrifuge tube Denville C2170
silicone dissecting pad, made from Sylgard 184 kit Krayden (distributed through Fisher) NC9644388 (Fisher catalog number) Made in petri dish by mixing components of Sylgard elastomer kit according to manufacturer instructions.
stereomicroscope Morrell Instruments (Nikon distributor) mna42000, mma36300 Nikon models SMZ1000 and SMZ645
tissue wipe VWR 82003-820
forceps Electron Microscopy Sciences 72700-DZ
p200 pipette Eppendorf 3120000054
Countess Automated Cell Counter Invitrogen C10227
Countess cell counting chamber slides Invitrogen C10283
hemocytometer Hausser Scientific 3200
trypan blue stain Life Technologies T10282
formaldehyde Fisher BP531-500
Triton Fisher BP151-500
Tween 20 Fisher BP337-500
bovine serum albumin Rocky Mountain Biologicals BSA-BSH-01K
normal goat serum Sigma G9023-10ML
normal donkey serum Sigma D9663-10ML
200 proof ethanol VWR V1001
N-propyl gallate MP Biomedicals 102747
glycerol VWR EM-4750
DAPI (4’,6-diamidino-2-phenylindole) Fisher 62248
6-well plate Corning 351146
12-well plate Corning 351143
microscope cover glass, 22 mm square Fisher 12-544-10
microscope cover glass, 18mm circular Fisher 12-545-100
glass microscope slides Fisher 22-034-980
thermal cycler Eppendorf E950010037 Mastercycler EP Gradient S
PCR tubes USA Scientific 1402-2700
24-well plate Corning 351147
disposable transfer pipet Fisher 13-711-9AM
fluorescence microscope Zeiss Axio Imager.Z1

References

  1. Evans, C. J., Hartenstein, V., Banerjee, U. Thicker than blood: conserved mechanisms in Drosophila and vertebrate hematopoiesis. Dev Cell. 5 (5), 673-690 (2003).
  2. Crozatier, M., Meister, M. Drosophila haematopoiesis. Cell Microbiol. 9 (5), 1117-1126 (2007).
  3. Crozatier, M., Vincent, A. Drosophila: a model for studying genetic and molecular aspects of haematopoiesis and associated leukaemias. Dis Model Mech. 4 (4), 439-445 (2011).
  4. Gold, K. S., Bruckner, K. Drosophila as a model for the two myeloid blood cell systems in vertebrates. Exp Hematol. 42 (8), 717-727 (2014).
  5. Hartenstein, V. Blood cells and blood cell development in the animal kingdom. Annu Rev Cell Dev Biol. 22, 677-712 (2006).
  6. Ghosh, S., Singh, A., Mandal, S., Mandal, L. Active hematopoietic hubs in Drosophila adults generate hemocytes and contribute to immune response. Dev Cell. 33 (4), 478-488 (2015).
  7. Leitao, A. B., Sucena, E. Drosophila sessile hemocyte clusters are true hematopoietic tissues that regulate larval blood cell differentiation. Elife. 4, (2015).
  8. Makhijani, K., Alexander, B., Tanaka, T., Rulifson, E., Bruckner, K. The peripheral nervous system supports blood cell homing and survival in the Drosophila larva. Development. 138 (24), 5379-5391 (2011).
  9. Crozatier, M., Ubeda, J. M., Vincent, A., Meister, M. Cellular immune response to parasitization in Drosophila requires the EBF orthologue collier. PLoS Biol. 2 (8), 196 (2004).
  10. Markus, R., et al. Sessile hemocytes as a hematopoietic compartment in Drosophila melanogaster. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (12), 4805-4809 (2009).
  11. Minakhina, S., Steward, R. Melanotic mutants in Drosophila: pathways and phenotypes. Genetics. 174 (1), 253-263 (2006).
  12. Bina, S., Wright, V. M., Fisher, K. H., Milo, M., Zeidler, M. P. Transcriptional targets of Drosophila JAK/STAT pathway signalling as effectors of haematopoietic tumour formation. EMBO Rep. 11 (3), 201-207 (2010).
  13. Avet-Rochex, A., et al. An in vivo RNA interference screen identifies gene networks controlling Drosophila melanogaster blood cell homeostasis. BMC Dev Biol. 10, 65 (2010).
  14. Rodriguez, A., et al. Identification of immune system and response genes, and novel mutations causing melanotic tumor formation in Drosophila melanogaster. Genetics. 143 (2), 929-940 (1996).
  15. Mandal, L., Banerjee, U., Hartenstein, V. Evidence for a fruit fly hemangioblast and similarities between lymph-gland hematopoiesis in fruit fly and mammal aorta-gonadal-mesonephros mesoderm. Nat Genet. 36 (9), 1019-1023 (2004).
  16. Grigorian, M., Mandal, L., Hakimi, M., Ortiz, I., Hartenstein, V. The convergence of Notch and MAPK signaling specifies the blood progenitor fate in the Drosophila mesoderm. Dev Biol. 353 (1), 105-118 (2011).
  17. Lebestky, T., Jung, S. H., Banerjee, U. A Serrate-expressing signaling center controls Drosophila hematopoiesis. Genes Dev. 17 (3), 348-353 (2003).
  18. Krzemien, J., et al. Control of blood cell homeostasis in Drosophila larvae by the posterior signalling centre. Nature. 446 (7133), 325-328 (2007).
  19. Mandal, L., Martinez-Agosto, J. A., Evans, C. J., Hartenstein, V., Banerjee, U. A Hedgehog- and Antennapedia-dependent niche maintains Drosophila haematopoietic precursors. Nature. 446 (7133), 320-324 (2007).
  20. Benmimoun, B., Polesello, C., Haenlin, M., Waltzer, L. The EBF transcription factor Collier directly promotes Drosophila blood cell progenitor maintenance independently of the niche. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (29), 9052-9057 (2015).
  21. Sinenko, S. A., Mandal, L., Martinez-Agosto, J. A., Banerjee, U. Dual role of wingless signaling in stem-like hematopoietic precursor maintenance in Drosophila. Dev Cell. 16 (5), 756-763 (2009).
  22. Pennetier, D., et al. Size control of the Drosophila hematopoietic niche by bone morphogenetic protein signaling reveals parallels with mammals. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (9), 3389-3394 (2012).
  23. Dragojlovic-Munther, M., Martinez-Agosto, J. A. Extracellular matrix-modulated Heartless signaling in Drosophila blood progenitors regulates their differentiation via a Ras/ETS/FOG pathway and target of rapamycin function. Dev Biol. 384 (2), 313-330 (2013).
  24. Ferguson, G. B., Martinez-Agosto, J. A. Yorkie and Scalloped signaling regulates Notch-dependent lineage specification during Drosophila hematopoiesis. Curr Biol. 24 (22), 2665-2672 (2014).
  25. Milton, C. C., et al. The Hippo pathway regulates hematopoiesis in Drosophila melanogaster. Curr Biol. 24 (22), 2673-2680 (2014).
  26. Evans, C. J., Liu, T., Banerjee, U. Drosophila hematopoiesis: Markers and methods for molecular genetic analysis. Methods. 68 (1), 242-251 (2014).
  27. Neyen, C., Bretscher, A. J., Binggeli, O., Lemaitre, B. Methods to study Drosophila immunity. Methods. 68 (1), 116-128 (2014).
  28. Small, C., Paddibhatla, I., Rajwani, R., Govind, S. An introduction to parasitic wasps of Drosophila and the antiparasite immune response. J Vis Exp. (63), e3347 (2012).
  29. Petraki, S., Alexander, B., Bruckner, K. Assaying Blood Cell Populations of the Drosophila melanogaster Larva. J Vis Exp. (105), (2015).
  30. Rizki, M. T. M., Rizki, R. M. Functional significance of the crystal cells in the larva of Drosophila mekmogaster. Journal of Biophysical and Biochemical Cytology. 5, 235-240 (1959).
  31. Kurucz, E., et al. Definition of Drosophila hemocyte subsets by cell-type specific antigens. Acta Biol Hung. 58, 95-111 (2007).
  32. Jung, S. H., Evans, C. J., Uemura, C., Banerjee, U. The Drosophila lymph gland as a developmental model of hematopoiesis. Development. 132 (11), 2521-2533 (2005).
  33. Krzemien, J., Crozatier, M., Vincent, A. Ontogeny of the Drosophila larval hematopoietic organ, hemocyte homeostasis and the dedicated cellular immune response to parasitism. Int J Dev Biol. 54 (6-7), 1117-1125 (2010).
  34. Rizki, T. M., Rizki, R. M. Properties of the Larval Hemocytes of Drosophila-Melanogaster. Experientia. 36 (10), 1223-1226 (1980).
  35. Lanot, R., Zachary, D., Holder, F., Meister, M. Postembryonic hematopoiesis in Drosophila. Dev Biol. 230 (2), 243-257 (2001).
  36. McBrayer, Z., et al. Prothoracicotropic hormone regulates developmental timing and body size in Drosophila. Dev Cell. 13 (6), 857-871 (2007).
  37. Reimels, T. A., Pfleger, C. M. Drosophila Rabex-5 restricts Notch activity in hematopoietic cells and maintains hematopoietic homeostasis. J Cell Sci. 128 (24), 4512-4525 (2015).

Play Video

Cite This Article
Reimels, T. A., Pfleger, C. M. Methods to Examine the Lymph Gland and Hemocytes in Drosophila Larvae. J. Vis. Exp. (117), e54544, doi:10.3791/54544 (2016).

View Video