Protocol
Diese Studie ist in Übereinstimmung mit der National University of Singapore Institutional Animal Care und Use Committee (genehmigten Protokoll Nr. R15-0225).
1. Chirurgische Vorbereitung des Tiermodells
- Vessel Kanülierungen
- Anästhesieren eine männliche Sprague-Dawley-Ratten (6 bis 7 Wochen alt) mit einem Gewicht von (203 ± 20) g mit Ketamin (37,5 mg / ml) und Xylazin (5 mg / ml) Cocktail durch intraperitoneale (ip) Injektion (2 ml / kg) . Nicht an die Nadel rekapitulieren oder aus der Spritze nach der Injektion entfernen.
- Sobald das Tier (bestätigt durch Zeh kneifen) anästhesiert wurde, legen Sie es auf einem Heizkissen auf seine Körpertemperatur auf 37 ° C halten. rasieren das Haar sanft auf den Schulterblättern, vorderen Gebärmutterhals, Unterbauch, medialen Hinterbein und Hodensack. zurückhalten Sie vorsichtig die Beine Papierklebebändern verwendet wird.
- Führen Sie alle chirurgischen Eingriffe microdissection Schere und Pinzette abgewinkelt, während Sie durchein Stereomikroskop. Legen Sie alle scharfen chirurgischen Werkzeuge auf einem stichfesten Tablett Verletzung während der Operation zu verhindern.
- Schrubben Sie alle Operationsstellen 3-mal mit wechselnden Jod und 70% Alkohol, bevor der Schnitt durchgeführt wird. Spülen Sie alle Katheter mit 30 IU / ml Heparin-Kochsalzlösung.
- Machen Sie mit 1 - 1,5 cm Mittellinie Hautschnitt auf den Schulterblättern ein Paar chirurgische Scheren über die rechte Halsvene verwenden. Trennen Sie die Blende durch stumpfe Dissektion die Halsvene zu entlarven und kanülieren es mit einem Polyethylenrohr (PE-50), gefüllt mit Heparin-Kochsalzlösung unter Verwendung von 5-0 Seidennähten. Infundieren zusätzliche Anästhesie bei Bedarf (1/3 bis 1/2 der Anfangsdosierung, intravenös (iv)), im Verlauf der Operation und Experiment.
- Führen Sie Tracheotomie Atemwegsdurchgängigkeit zu halten. Machen Sie mit 1 - 1,5 cm Schnitt im vorderen Halsbereich. Kanülieren die Trachea ein Polyethylenrohr (PE-205) mit 2-0 Seidenfäden mit dem Katheter an Ort und Stelle zu sichern.
- Überwachen Sie den Blutdruckdurch Kanülierung in der Arteria femoralis. Machen Sie mit 1 - 1,5 cm Schnitt an der linken medialen Oberfläche des Hinterbein. Trennen Sie die Oberschenkelarterie durch stumpfe Präparation. Kanülieren die Femoralarterie mit einem Polyethylenschlauch (PE-10), gefüllt mit Heparin-Salzlösung 5-0 Seidennähten verwendet wird.
- Cremaster Muscle Vorbereitung und Strömungsvisualisierung
- Legen Sie eine 5-0-Seidenfaden durch die Spitze des Hodensack, sie zu verlängern. Einen Einschnitt entlang der ventralen Oberfläche des Hodensack. gelten regelmäßig Warm isotonischen Lösung (37 ° C; pH 7,4) mit dem freiliegenden Muskel.
- Entfernen Sie umgebende Bindegewebe sorgfältig und gründlich mit einem Wattestäbchen auftragen.
- Legen Sie eine 5-0-Seidenfaden durch die Spitze des M. cremaster. Schneiden Sie die Naht in zwei Stücke von gleicher Länge und einen Knoten auf jeder Seite zu binden. Schneiden Sie den Muskel zwischen den beiden Knoten und dehnen sie auf eine maßgeschneiderte transparente Plexiglas-Plattform, indem Sie vorsichtig die Naht ziehen. Fixdas Ende des Fadens auf die Plattform mit blauem tack.
HINWEIS: Eine gründliche Entfernung von Bindegewebe umgeben ist von entscheidender Bedeutung bei der Beschaffung von optimalen Bildkontrast. - Wiederholen Sie Schritt 1.2.3 bis 5 bis 6 Fixierungen vorgenommen werden. die Cremaster Muskel aus dem Nebenhoden mit hoher Temperatur Kauter vorsichtig entfernen. Superfuse warme isotonischen Lösung mit dem freiliegenden Muskel Dehydratisierung des Gewebes zu verhindern.
- Umgeben den Cremaster Muskel mit gefalteten Stücke aus Gaze. Decken Sie die freiliegenden Muskel mit einem Polyvinylfilm. Die Gaze Stück mit dem Film bilden ein flaches Becken warme isotonischen Lösung für die Wassereintmikroskopobjektiv (1A) zu halten.
- Übertragen Sie das Tier auf die Tierstufe eines intravital Mikroskop (Abbildung 1C). Schließen Sie den arteriellen Kanülierung auf einen physiologischen Daten-Erfassungssystem für die kontinuierliche Drucküberwachung (Abbildung 1E).
- Pflegen Sie den Muskel temperature bei 35 ° C mit einem Heizelement unterhalb der Tier Plattform (1B) angebracht ist . Legen Sie eine Temperatursonde neben dem Muskel negative Rückkopplung zu den Leistungsregler des Heizelementes (1D) zur Verfügung zu stellen.
- Verlassen das Tier auf der Bühne für 15 min mit der Umgebung zu äquilibrieren.
- Visualisieren Blutfluss unter einem intravital Mikroskop mit einem 40x Wasser Immersionsobjektiv und einem langen Arbeitstag Kondensator.
- Wählen Sie einen unverzweigten arteriole (<60 & mgr; m) auf der Grundlage einer klaren Bildschärfe und Kontrast zwischen der RBC-Kern, CFL und Gefäßwänden, um das Mikroskop auf der diametralen Ebene des Blutgefäßes zu konzentrieren. Drehen Sie die Kamera auf das Mikroskop angebracht vertikal, um die Gefäßwand auszurichten.
- Aufzeichnen der Blutfluss unter Verwendung eines Hochgeschwindigkeits-Videokamera mit einer Bildrate von 3000 / sec für 1 sec. Speichern Sie das aufgenommene Video als unkomprimiertes 8-Bit-Graustufen-AVI-Format die Bildqualität zu erhalten.
HINWEIS: Eine minimale Aufzeichnungsbildrate von 3000 Bildern / sec wird empfohlen, um sicherzustellen, dass die CFL Messung mindestens einmal pro RBC unter Strömungsbedingungen physiologischen arteriolar durchgeführt werden kann. - Verwenden, um ein Blaufilter mit einer Spitzendurchlässigkeit bei einer Wellenlänge von 394 nm und der spektralen Bandpass bei 310 bis 510 nm den Kontrast zwischen den RBCs und Plasma zu verbessern.
HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass das Lichtspektrum von der mikroskopischen Lichtquelle durch den blauen Filter passiert (100 W-Halogenlampe) mit niedriger Lichtintensität ist eine mögliche Gewebeschäden zu verhindern. - Am Ende des Experiments euthanize das Tier mit einer Überdosis Pentobarbital-Natrium.
2. Bildanalyse
- Vorverarbeitung für die Messung CFL Breite
- Öffnen Sie MATLAB und führen Sie die 'CFL_pre.m' Datei. (Diese und andere MATLAB-Dateien können im Verzeichnisip "> Supplemental MATLAB - Archiv.)
- Klicken Sie auf "Datei öffnen", um die Videodatei auszuwählen zu analysieren.
- Stellen Sie die "Rotation" Schieber die Gefäßwände vertikal auszurichten.
HINWEIS: Die Anwender können durch die Auswahl der "Grid On 'Radio-Button, und stellen Sie die Zoomstufe des Bildes durch Verschieben des" Zoom "Schieber, um die Unterstützung der Gitterlinien für das Schiff Ausrichtung anzuzeigen. - Klicken Sie auf die "Eingabe bestätigen", um die Gefäß Ausrichtung zu bestätigen.
- Klicken Sie auf die 'Set-ROI Ernte ", um die Region von Interesse (ROI) zu definieren. Das ausgerichtete Bild wird in einem Popup-Fenster angezeigt werden. Stellen Sie den rechteckigen Ziel auf das Bild, und klicken Sie doppelt auf den ROI zu bestätigen. Überspringen Sie diesen Schritt, wenn das Zuschneiden des Bildes ist nicht erforderlich.
HINWEIS: Nur umfassen ein einziges Schiff in der ROI der CFL Breite aus dem Behälter zu analysieren. Klicken Sie auf die "Bild zurücksetzen", um das Bild in seiner ursprünglichen Form wieder herzustellen, falls erforderlich. - Drücke den9; Extrahieren von Bildern ", um alle bearbeiteten Video-Frames in aufeinanderfolgende Bitmap-Bildern zu extrahieren (8-Bit-Graustufen 'bmp' Format). Die extrahierten Bilder können in den Ordner mit dem gleichen Namen wie die ausgewählte Videodatei zu finden.
- Die Messung der CFL Breite
- Öffnen Sie MATLAB und führen Sie die 'CFL_measure.m' Datei.
- Klicken Sie auf "Ordner auswählen" den Ordner auszuwählen, die extrahierten Bilder enthält.
- Klicken Sie auf den Ordner, um die Bilder und klicken Sie auf "Ordner auswählen" enthält. Der erste Bildrahmen in dem Ordner werden in der "Graustufenbild" Platte, zusammen mit seiner grauen Intensität Histogramm in der "Bild-Histogramm" Platte geladen und angezeigt werden.
- Wählen Sie die gewünschte Bildrahmen aus dem Listenfeld die Analyse durchzuführen, andernfalls wird der erste Bildrahmen ausgewählt.
- Klicken Sie auf 'Suchen Gefäßwände' die innere Gefäßwand in dem Bild zu identifizieren, die an der Stelle bestimmt, wo dieLichtintensitätsprofil Spitzen Transite von dunkel über zwei Pixel zu beleuchten.
- Prüfen "Median-Filter 'ein Medianfilter auf das Bild anzuwenden, um das" Salz und Pfeffer "Lärm zu reduzieren.
- Prüfen "Auto-Kontrast", um die Bildintensitäten anzupassen digital den Bildkontrast zu erhöhen.
- Wählen Sie eine Schwellwertbildung Algorithmus in der Liste, die automatisch eine Schwellenwert bestimmt (τ), die die Graustufen in zwei Klassen unterteilt - weiße Pixel mit Graustufen über τ (CFL) und schwarze Pixel mit Graustufen unter τ (RBC-Kern).
HINWEIS: Als alternatives Verfahren, verwenden Sie die manuelle Schwellwertbildung, wenn keiner der automatisierten-Thresholding-Algorithmus ein entsprechendes Bild Thresholding zur Verfügung stellt. Klicken Sie auf das "Manual" Radio-Button und stellen Sie den Regler, um die manuelle Schwellenwert zu definieren. - Um die räumliche Variation der CFL Breiten messen, geben Sie die Pixelauflösung in der "Pixel-Auflösung 'Box (die AuflösungMit diesem Versuchsaufbau betrug 0,42 & mgr; m / Pixel).
- Klicken Sie auf den "Berechnen", um die räumliche Variation der CFL Breiten zu erhalten. Klicken Sie auf "Export CSV" die CFL Breitendaten in Tabellenformat zu exportieren.
- Um die zeitliche Variation der CFL Breiten messen bei einer bestimmten Analyse Linie entlang des Gefäßes, klicken Sie auf den "Temporal Variation" Radio-Button und geben Sie die Frame-Rate-Informationen (die Framerate in diesem Versuchsaufbau verwendet wurde, war 3000 Frames / sec).
- Geben Sie den ersten Frame und letzten Frame der Bilder für die Analyse in den "Start Frame 'und' Last Frame 'Boxen sind.
- Wählen Sie die Position der Analyse Linie entlang des Gefäßes durch die "Analyse Line 'Gleitschiene gleitet. Bestätigen Sie die Position der Analyse-Linie, die sowohl auf der "Graustufenbild" dargestellt ist und 'Binary Bild'.
- Klicken Sie auf "Berechnen" die zeitliche Variation der CFL Breiten zu erhalten. click "Export CSV" die CFL Breitendaten in Tabellenformat zu exportieren.
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Representative Results
Die Visualisierung der CFL in vivo ist weitgehend abhängig von den chirurgischen Vorbereitungen des Tieres. Übermäßige Blutverlust oder längere Operationsdauer kann das Tier auch keinen Erschütterungen und den Blutfluss Verirrungen. Aufrechterhaltung der Gewebetemperatur ein Heizkissen sowie eine angepasste Plattform während der Operation und Experiment unter Verwendung ist auch entscheidend die physiologischen Bedingungen der Ratte zu halten. Unter Verwendung einer 100-W-Halogenlampe im Mikroskopsystem, keine erkennbare Gewebeschäden beobachtet, auch am Ende des Experiments.
2A zeigt eine typische RBC Fluss durch eine unverzweigte Arteriole im Ratten M. cremaster, wobei die CFL zwischen der RBC - Kern und der inneren Behälterwand (2C) beobachtet werden. Ein guter Kontrast zwischen diesen Komponenten während des Versuchs ist entscheidend für die Genauigkeit der CFL Breitenmessungen zu gewährleisten. Die Anfangsphase der Bildanalyse beinhaltet dieErfassung der inneren Gefäßwand. Mit dem Erwerb des Lichtintensitätsprofil entlang der Analyse Linie senkrecht zu dem Gefäß, wird die Stelle , an der Spitze angenähert , dass aus dunklen Transite über zwei Pixel zu beleuchten (2B).
Als RBCs und CFL unterschiedliche Lichtdurchlässigkeit besitzen, kann die Differenz in Graustufen in zwei Klassen (binäres Bild) unterteilt werden. Indem jedoch eine schlechte Bildqualität und den Kontrast (3A) beschränkt werden , die Identifizierung eines genauen Schwellenwert zwischen den beiden Peaks im Bildhistogramm kann. Um den Kontrast zwischen der roten Blutkörperchen und CFL zu verbessern, ein Blaufilter verwendet werden kann (3B). Dies zeigt sich auch in 4, in dem die Grenzen des RBC Kern mehr genau mit der Verwendung eines blauen Filters identifiziert. Des Weiteren kann die Auswahl der Schwellwertbildung Algorithmus 20-23 auch die Messung der Breite CFL beeinflussen (Abb4). Es ist offensichtlich , die in 4A , dass verschiedene Thresholding Algorithmen in verschiedenen RBC Kern Grenze führte identifiziert, die wiederum könnte dazu führen zu fehlerhaften Messungen CFL. Um besser den Einfluss des Thresholding - Algorithmus auf der CFL Breitenmessung in 4B, die räumlichen Profile für die CFL Breiten unter Verwendung unterschiedlicher Schwellenwert Algorithmen erhalten veranschaulichen sind in Abbildung 5 und in Tabelle 1 zusammengefasst gezeigt.
Abb . 1: Intravital mikroskopisches System und Cremaster Muscle Vorbereitung . A: Chirurgisch exteriorisiert Ratte Cremaster Muskel B: Customized Plattform mit Heizelementen für die Cremaster Muskel Platzierung und die Aufrechterhaltung seiner Temperatur bei 35 ° C . C: Mikroskopische System mit cusgeschneiderte Tier Bühne und High-Speed - Kamera zur Visualisierung von Mikrozirkulationsblutströmungen in der Cremaster Muskel D:. Negatives Feedback Temperaturregler und Stromversorgung . E: Physiologische Daten-Erfassungssystem für die kontinuierliche Drucküberwachung. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 2: Bildverarbeitung zur Bestimmung der Gefäßwand Position und CFL Breite A:.. Typische Graustufenbild von RBC - Fluss in einer Arteriole (Gefäßdurchmesser = 52 & mgr; m) B: Lichtintensitätsprofil entlang der Analysenlinie ( durchgezogene Linie in Feld A) . C: Repräsentative Ergebnis der CFL Messung entlang des Gefäßes. Dasgezogene und gestrichelte Pfeile die Gefäßinnenwand und Außenkante des Kerns RBC, respectively. (Langer Radstand und RWB: linke und rechte Gefäßwand Grenze, LCB & RCB: linke und rechte RBC Kerngrenze) Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 3:.. Das Bild Contrast Enhancement mit einem optischen Blau - Filter Bild Histogramm der Graustufen - Bilder ohne (A) und mit Blaufilter (B) Bitte hier klicken , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
figure 4: RBC Kernbreite bestimmt fünf verschiedenen Thresholding Algorithmen Grenzen von RBC Kern und Gefäßwand überlagert Graustufenbilder in Abbildung 3 verwendet wird .. (Obere Reihe (A): ohne Blaufilter, untere Reihe (B): mit Blaufilter) mit (von links nach rechts) die Otsu-Verfahren, minimale Methode, intermodale Verfahren, iterative Selektionsmethode (Isodata) und Fuzzy-entropischen Schwellwertbildung (Shanbhag). Die durchgezogene und gestrichelte Linien zeigen die Gefäßinnenwand und Außenkante des RBC Kern sind. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 5: Räumliche Variation der CFL Breite CFL Breiten entspricht 4B entlang der linken Abbildung (A).und rechts (B) Gefäßwände sind. (D: Abstand des Gefäßdurchmessers) Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Tabelle 1: Schwellenwerte und CFL Breite Daten in Abbildung 5 * p <0,001: signifikanter Unterschied von Otsu-Verfahren. † p <0,001: signifikanter Unterschied von links. Statistische Analysen wurden durchgeführt, two-tailed ungepaarten t-Tests.
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Discussion
Die Messung der CFL Breite ist für ein besseres Verständnis der Hämodynamik in der Mikrozirkulation wesentlich. Insbesondere wurde die Messung der CFL Breiten in mesenterischen 6 durchgeführt wurde, spinotrapezius 24 und cerebral 25 microcirculations. Herkömmliche Messung der in vivo CFL Breiten wurde durch manuelle Inspektion der aufgezeichneten Video - Frames Schätzungen beschränkt. Die manuelle Messungen erforderlich , um die Mittelung von mehreren aufeinanderfolgenden Videobildern vor , die Grenzen der RBC Kern und Gefäßwände 15,16 visuell zu identifizieren. In einer anderen Studie -markierten RBCs Fluoresceinisothiocyanat (FITC) und Rhodamin-B Isothiocyanat (RITC) markiert Plasma verwendet wurden , um die mittlere CFL Breiten in Katze zerebralen microvessels 25 zu bestimmen. Diese früheren Messmethoden sind sehr zeitaufwendig und erfordert zusätzliche Schritte für die Fluoreszenzmarkierung, die die räumliche und zeitliche Auflösung der CFL wi begrenztdth Messung. Im Gegensatz dazu durch Kopplung Hochgeschwindigkeitskameraaufnahmen zu einer effektiven Bildsegmentierung und Analyse zeigte die Technik hier erlaubt die Quantifizierung der räumlich-zeitlichen Variationen der CFL mit einer räumlichen Auflösung (0,42 um) einer Ordnung kleiner als die Größe eines RBC und eine zeitliche Auflösung von 1 / 3.000 Sek.
Geeignete chirurgische Vorbereitung des Cremaster-Muskel ist entscheidend für die Genauigkeit der CFL Breitenmessungen zu bestimmen. Insbesondere gründliche Entfernung von benachbarten Bindegewebe ist wichtig, einen guten Fokus der Arteriolen in der Cremaster Muskel zu gewährleisten. Darüber hinaus ist die zeitliche und räumliche Auflösung der Messung auf dem Mikroskop- und Kameraspezifikationen abhängig. Während ein höherer Vergrößerung Ziel, die räumliche Auflösung verbessern kann, reduziert es das Sichtfeld, die die erreichbare Schiffslänge begrenzt zur Quantifizierung der räumlichen Variation der CFL Breite der Reihe nach. Daher ist die microscopic Konfigurationen können je nach der spezifischen Anwendung der Technik modifiziert werden.
Bildsegmentierung ist ein weiterer wichtiger Faktor für die Genauigkeit der CFL Breitenmessung. Unter den verschiedenen Techniken entwickelt, Bild Schwellwertbildung auf Graustufenhistogramms auf Basis stellt eine einfache und wirksame Vorgehensweise zur Bildsegmentierung und Analyse. Entsprechend werden Objekte im Vordergrund von dem Hintergrund extrahiert basierend auf dem Unterschied in ihren Graustufen. Im Idealfall wird die Bildhistogramms bimodal sein und ein Schwellenwert am Boden des Tals ist trivial. In vivo experimentellen Abbildungen müssen zeigen jedoch nicht immer eine solche Graustufe Profile. Unsere Ergebnisse haben gezeigt, wie die Bildqualität und den Kontrast des Bildsegmentierungsprozess beeinflussen können. Die Verwendung eines optischen Blaufilter deutlich verbessert den Kontrast zwischen den RBCs und dem Plasma in einer Arteriole (Figur 3), und es scheint wichtig zu sein , wenn applying die histogrammbasierte Schwellenwertbildung für die Messung CFL Breite unabhängig von den Algorithmen (Abbildung 4). Dies resultiert in einer deutlichen bimodal Bildhistogramms, das eine wirksam den Schwellenwert zu identifizieren. Es sollte jedoch , dass auch mit einem bimodalen Histogramm aus den in vivo - Bilder, eine extrem ungleiche Varianz von zwei Peaks (lokale Maxima) und ein breites Tal (lokales Minimum) des Histogramms noch den Schwellwert erhalten werden merkt Auswahl beeinflussen können (Tabelle 1 ). Daher muß die Auswahl eines geeigneten Algorithmus Schwellwertbildung untersucht auf die Bildqualität zu basieren und die Benutzer müssen die Grenzen jedes Schwellwertbildung Algorithmus für die beste Eignung in Quantifizieren CFL Breiten berücksichtigen.
Da die CFL Breiten weitgehend abhängig von der Strömungsverhältnisse ist eine kontinuierliche arterielle Druckmessung im gesamten Verlauf des Experiments wesentlich. Um die lokalen Strömungsbedingungen zu bestimmen,die pseudoshear Rate des Blutflusses kann durch Messen der mittleren Strömungsgeschwindigkeit in dem Blutgefß 5 berechnet werden.
Zusammenfassend haben die Protokolle für die chirurgische Vorbereitung einer Ratte M. cremaster und quantitative Bildanalyse hier beschrieben verwendet auf der dynamischen Variation der CFL Breiten in vivo quantitative Informationen zu erhalten. Die primären Herausforderungen in der Genauigkeit der CFL Breitenmessungen gewährleistet werden, dass geeignete chirurgische Vorbereitung des Muskels und Bildsegmentierung, die beide die oben angesprochen wurden. Diese Technik kann ohne weiteres auf andere mikrozirkulatorischen Studien angepasst werden, um die hämorheologischen und hämodynamischen Aberrationen in verschiedenen physiologischen und pathologischen Bedingungen zu untersuchen. Folglich tragen diese Erkenntnisse für die zukünftige Entwicklung von mikrovaskulären therapeutischen Ansätzen und klinische Intervention.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Intravital microscope | Olympus | BX51WI | Equipment |
| High speed camera | Photron | 1024PCI | Equipment |
| Blue filter | HOYA | B390 | Equipment |
| Pressure sensor & biopac system | Biopac system | TSD104A, MP100 | Equipment |
| Temperature controller | Shimaden | SR 1 | Equipment |
| Plasma Lyte A | Baxter | NDC:0338-0221 | Warm in 37 °C water bath before use |
| Saline 0.9% | Braun | ||
| Heparin (5,000 IU/ml) | LEO | ||
| PE-10 polyethylene tube | Becton Dickinson | 427400 | .024" OD x .011" ID |
| PE-50 polyethene tube | Becton Dickinson | 427411 | .038" OD x .023" ID |
| PE-205 polyethene tube | Becton Dickinson | 427446 | .082" OD x .062" ID |
| 2-0 non-absorbable silk suture | Deknatel | 113-S | |
| 5-0 non-absorbable silk suture | Deknatel | 106-S | |
| Water circulating heating pad | Gaymar | ||
| Water bath | Fisher Scientific | Isotemp 205 | Equipment |
| Sterile Cotton Gauze | Fisher Scientific | 22-415-468 | |
| Cotton-tipped applicators | Fisher Scientific | 23-400-124 | |
| Dumont Forceps | Kent Scientific | INS14188 | Surgical instrument |
| Micro Dissecting forceps | Kent Scientific | INS15915 | Surgical instrument |
| Iris forceps 1 x 2 teeth | Kent Scientific | INS15917 | Surgical instrument |
| Vessel cannulation forceps | Kent Scientific | INS500377 | Surgical instrument |
| Micro scissor | Kent Scientific | INS14177 | Surgical instrument |
| Iris scissor | Kent Scientific | INS14225 | Surgical instrument |
| Vessel clip | Kent Scientific | INS14120 | Surgical instrument |
| Gemini cautery system | Braintree Scientific | GEM 5917 | Surgical instrument |
References
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