Summary
Dit manuscript beschrijft een procedure om de herinrichting van de cerebrovasculature volgen tijdens amyloïde plaque accumulatie in vivo met behulp van longitudinale twee-foton microscopie. Een uitgedunde schedel bereiden voor de visualisatie van fluorescente kleurstoffen om de progressie van cerebrovasculaire schade te beoordelen in een muizenmodel van de ziekte van Alzheimer.
Abstract
Herinrichting van de hersenen vasculatuur is een gemeenschappelijk kenmerk van hersenen pathologieën. In vivo beeldvormende technieken zijn fundamenteel voor het detecteren cerebrovasculaire plasticiteit of schade ontstaat overwerk en in relatie tot neuronale activiteit of doorbloeding. In vivo twee-foton microscopie maakt het onderzoek mogelijk van de structurele en functionele plasticiteit van grote cellulaire eenheden in de levende hersenen. Met name de uitgedunde schedel venster preparaat maakt de visualisatie van corticale gebieden van belang (ROI) en zonder het significant hersenontsteking. Herhaalde beeldvorming sessies corticale ROI haalbaar, waardoor de karakterisering van ziekte kenmerken in de tijd tijdens de progressie van een groot aantal centrale zenuwstelsel. Deze techniek toegang tot pial structuren binnen 250 urn van de hersenen gebaseerd op de detectie van fluorescerende probes gecodeerd door genetische cellulaire merkers en / of vitale kleurstoffen. Zijn (bijvoorbeeld, fluorescerende dextranen) worden gebruikt om de kaart te luminal compartiment van cerebrovasculaire structuren. Relevant voor de hierin beschreven protocol is het gebruik van een in vivo marker van amyloïde afzettingen, Methoxy-O4, de ziekte van Alzheimer (AD) progressie beoordelen. We beschrijven ook de post-acquisitie beeldverwerking gebruikt om vasculaire veranderingen en amyloïde afzettingen te volgen. Terwijl momenteel gericht op een model van AD, de beschreven protocol andere CZS stoornissen waarbij cerebrovasculaire pathologische veranderingen voordoen relevant.
Introduction
De hersenen vasculatuur is een meercellige structuur, die anatomisch en functioneel is gekoppeld aan neuronen. Een dynamische remodelleren van vaten optreedt tijdens hersenontwikkeling en tijdens de progressie van aandoeningen van het centrale zenuwstelsel (CNS) 1,2. Het is algemeen aanvaard dat cerebrovasculaire schade is een kenmerk van verschillende CNS ziektes, waaronder epilepsie, de ziekte van Alzheimer (AD), traumatisch hersenletsel en encefalitis 3,4. Daarom volgen cerebrovasculaire veranderingen in vivo significant wordt bij het modelleren CNS ziekten, van begin en in chronische fase. Zoals cerebrovasculaire wijzigingen komen vaak gelijktijdig met neuronale schade of plasticiteit, beeldvorming van de neuro-vaatstelsel is een belangrijke toegangspoort tot CNS ziekte pathofysiologie ontcijferen.
Dit protocol beschrijft een longitudinale twee-foton gebaseerde procedure om de hermodellering van het cerebrovasculature volgen in een muismodelAD, een progressieve pathologie gekenmerkt door cerebrovasculaire afwijkingen op grote en kleine kaliber schepen te wijten aan amyloidogenic plaqueneerslag 5-7. Deze procedure maakt de visualisatie van amyloïde afzettingen en het volgen van hun positie en groei ten opzichte neurovasculaire remodeling in de loop van de ziekte. Vital fluorescerende kleurstoffen worden geïnjecteerd voor elke opnamesessie voor de visualisatie van de cerebrovasculature en amyloïde plaques in AD transgene muizen 8. Herhaalde beeldvorming sessies van een ROI door middel van een verdunde schedel transcraniële window is niet-invasief en de methode van keuze om neurovasculaire remodeling beoordelen in de levende muis hersenen 2,5,9,10.
De onderstaande procedure beschrijft de chirurgische protocol, het capturen en verwerken. De vroege progressie van cerebrale amyloïde angiopathie (CAA) meestal op grote leptomeningiale en indringende arteriolen wordt gekenmerkt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Muizen zijn toegestaan ad libitum toegang tot voedsel, water, en onderhouden op een 12-uur licht-donker cyclus. Alle procedures waarbij proefdieren gelijkvormig aan nationale en Europese wetten en werden goedgekeurd door het Franse Ministerie van Onderwijs en Wetenschappelijk Onderzoek (CEEA-LR-00651-01). Een totaal van 6 transgene 5xFAD en 4 nestzus wildtype (WT) controlemuizen werden voor deze procedure.
1. Pre-operatieve Voorbereiding
- Intraperitoneaal (IP) geïnjecteerd Methoxy-X04 (10 mg / kg) 48 uur voor de operatie Ap-afzettingen 11 label.
- Bereid steriele kunstmatige cerebrospinale vloeistof (aCSF) (120 mM NaCl, 26,2 mM NaHCO 3, 2,5 mM KCl, 1 mM NaH 2PO 4, 1,3 mM MgCl2, 10 mM glucose, bel met 95% O2 / 5% CO 2 vóór toevoegen van 2,5 mM CaCl2).
- Steriliseren chirurgische instrumenten (scharen, forceps, scheermesje en boor), onder toepassing van een autoclaaf of hete kraal sterilisator voor aseptischechirurgie.
- Reinig de chirurgische bankje en microscoop plaat met 70% ethanol en dek af met een schone absorberende doek.
- Injecteer ketamine / xylazine (75 mg / kg en 10 mg / kg) en de analgetische ketoprofen (2,5 mg / kg) IP.
- Controleer het juiste niveau van de anesthesie met poot of staart knijpt.
- Breng een steriel oogzalf voor de ogen en scheren de vacht (neus naar de oren), terwijl het vermijden van de snorharen. Een ontharingscrème kan worden gebruikt zolang deze wordt gevolgd door voorzichtig spoelen met water om huidirritatie te voorkomen. Scheer de resterende vacht met een scheermesje. Steriliseer de huid met povidonjood antiseptische oplossing.
- Plaats de muis onder de binoculair microscoop en maak een incisie in de huid van de oren aan de neus. Trek de huid zijwaarts aan de schedel bloot te leggen. Incise het periost en herhaaldelijk spoel de schedel met steriele aCSF mogelijke bloeden te stoppen.
2. vaatstelsel Labeling en Verdunde SkullBereiding venster (40 min)
- Verwijder de oogzalf met een wattenstaafje. Breng een druppel topische oftalmische verdoving (tetracaïne 1%) en voorzichtig druk de huid rond de oogkas tot uitsteeksel bereiken.
- Injecteer fluoresceïne isothiocyanaat (FITC) geconjugeerd met dextraan (70 kDa) (100 mg / kg of 50 ui van een 50 mg / ml oplossing; hypodermische insuline naald) in de retro-orbitale sinus na de door Yardeni en collega 12 procedure. Breng een steriel oogzalf voor de ogen.
- Zorg ervoor dat de huid is teruggetrokken en de schedel is schoon en droog rond het geselecteerde beeldgebied. Breng een kleine hoeveelheid cyanoacrylische lijm rond het raam van de kop te monteren inrichting (bestaande uit gestapelde scheermesjes, zie figuur 1), en lijm rond het doelgebied toepassing van zachte druk gedurende enkele seconden 10.
- Trek aan de uiteinden van de huid aan de rand van het venster van het hoofd te monteren apparaat, zorg ervoor dat het gebied isdroog. Bevestig de huid en de rand van het venster met een kleine hoeveelheid veterinaire rang cyanoacryl lijm en wacht tot het droog is (figuur 1).
- Zet het dier in het stadium met behulp van de head-mount apparaat. Spoelen met steriele aCSF en ervoor te zorgen dat het goed tussen de huid en het hoofd-mount apparaat perfect verzegeld. Wikkel de muis in een survival deken om normothermia handhaven.
- Voer verdunning van de schedel in aCSF oplossing zoals eerder beschreven 10. Merk op dat de hoofdhuid niet volledig verwijderd. Veranderen regelmatig de aCSF aan het bot puin te wissen en om weefsel oververhitting te voorkomen. Eventuele resterende bot vuil kan worden verwijderd met een korte lucht trekjes. De aCSF oplossing dempt ook trillingen die door het boren.
OPMERKING: De muis schedel dikte varieert van 80 tot 150 urn, afhankelijk van de leeftijd van het dier en het gebied van belang. - Met behulp van een tandheelkundige boor (bij gemiddelde snelheid en een 0,7 mm braam) start verdunnen van de schedel oppervlak in een gebied 1.0 mm in diameter met een gewone verticale beweging parallel aan de schedel en verwijder het grootste deel van het sponsachtige bot (eerste 40-70 pm). Vergeet niet om vervanging van aCSF elke 20-30 sec en beperken ononderbroken boren tot 3-4 sec. Merk op dat het bot in de buurt van hechtingen is sterk doorbloed. Solliciteer aCSF voorgeweekt gelfoam tot uiteindelijke bloeden te stoppen.
- Gebruik een scherp wegwerp oogheelkundige microchirurgische mes door te gaan met het dunner worden van de schedel, zorg dat overmatige druk niet toe te passen. Het laatste gebied is van ongeveer 0,5 mm in diameter en met een dikte van 20-35 urn.
LET OP: Door het bot hergroei en littekens, is het noodzakelijk om verder te verdunnen het venster bij elke opnamesessie.
3. Twee-foton microscopie (45 min)
- Zonodig injecteren met 19 mg / kg ketamine adequate anesthesie te handhaven.
- Breng de muis (de headmount stadium vast) onder de twee-foton laser microscoop. Met behulp van een 20X water immersie objecterend met een numerieke apertuur van 1,0, vind verdunde craniale venster in het midden van het optische behulp van het epi-fluorescentielamp. Zorg ervoor dat de doelstelling altijd aCSF wordt ondergedompeld.
- Begin laser scanning met een modus vergrendelde gepulste laser (Ti-Sapphire 680-1040nm). Stel excitatie golflengte bij 750 nm en de geëmitteerde fluorescentie van de methoxy-XO4 en FITC-dextran in het blauwe en groene kanalen respectievelijk detecteren.
LET OP: De microscoop heeft twee beam splitters bij 506 nm en 555 nm. Blauw licht wordt opgevangen door een NDD detector uitgerust met een 470 ± 12 nm filter. Groen licht wordt opgevangen door een hoge gevoeligheid GaAsP detector uitgerust met een 525 ± 25 nm filter. Het maximale laservermogen uitgezonden door het doel niet meer dan 10 mW tot laser geïnduceerde weefselbeschadiging te voorkomen. - Het verwerven van een lage vergroting stapel (500 urn x 500 urn, 512 x 512 pixels; 2 pm stap) op een 0,7X numerieke zoom om een 3D-kaart voor de precieze herlokalisatie van de ROI te creërenop latere tijdstippen.
- Het verwerven van een mozaïek van 4 hoge digitale vergroting beelden met een 2X numerieke zoom (200 urn x 200 urn, 512 x 512 pixels; 1 micrometer stap). Met behulp van de imaging software te bewegen het raam in 200 micrometer stappen om alle regio's vast te leggen. Diepte van stapels is typisch 250 pm, vanaf de pial oppervlak in elk beeld van het mozaïek.
- Voordat u de muis van de microscoop, een foto of een handgetekende 2D-kaart van de pial vaatstelsel voor toekomstige herlokalisatie van het veld imaging.
4. Herstel en Re-imaging
- Verwijder de head-mount apparaat door het toepassen van tractie terwijl de schedel eronder. Als er lijm op de schedel of de huid blijft vastzitten, schraap het voorzichtig af met fijne tang. Suture de hoofdhuid en plaatst u de muis in een verwarmde kooi om het herstel van de anesthesie te controleren alvorens terug te keren naar de kooi. Toepassen topische antibiotische crème op de hechtdraad en injecteer ketoprofen (2,5 mg / kg) IP de volgende 2 dagen.
- Herhaal stap 1,1-2,5 voor repeterend afbeelden sessies. Scheer zo nodig het bot met een microchirurgische mes optimale beeldkwaliteit te garanderen.
LET OP: Extra verdunnen met de tandheelkundige boor kan nodig zijn wanneer het interval tussen de beeldvorming sessies langer is dan één maand. - Plaats de muis onder de microscoop met epifluorescerende licht volgens de kaart van de pial vaatstelsel genomen van de vorige sessie (stap 3.6) 2D.
- Start twee-foton laser scanning en pas microscoop podium om afstemming te bereiken op de micrometer schaal met behulp van de 3D-kaart verkregen in stap 3.4. Ga verder met gedetailleerde beeldvorming zoals beschreven in stap 3.5.
5. Post-acquisitie Driedimensionale Wederopbouw en beeldanalyse
- Het verkrijgen van driedimensionale reconstructies van het vaatstelsel en de amyloïde afzettingen met behulp van de 3D-beeld analyse software zoals Imaris (gebruikte versie 8.0 en 7.7.2). Gebruik het normaliseren Layer plugin op het menu, beeldverwerking en contrast submenu wijziging ideaal contrast van de twee kanalen in de gehele diepte van het beeld stack te krijgen.
- Open de beelden van hetzelfde gebied op alle tijdstippen tegelijkertijd altijd verwerken in parallel om de verschillende tijdstippen te vergelijken.
- Trace vaartuigen die de gloeidraad tracer module.
- Klik op het icoon filament om een nieuwe draad te maken, slaat u de automatische tracer en kies de methode auto-pad.
- Zorg ervoor dat het geselecteerde kanaal komt overeen met de vasculaire afbeelding en met behulp van de select functie van de wijzer, klikt u op een schip vertakking dat is geconserveerd over de beeldvorming sessies terwijl u de shift + bedieningstoetsen om een beginpunt te bepalen. Gebruik de select functie van de aanwijzer en klik terwijl u de Shift-toets om de eindpunten van de filamenten te selecteren.
LET OP: Vergelijking van de obtained skeletten zullen structurele veranderingen van het vaatstelsel te tonen.
- Voer het vliegtuig met het vliegtuig analyse om nieuwe plaques volgen. Toepassen oppervlaktemodule voor het blauwe kanaal voor het volgen van de groei van Ap plaques. Klik op het icoon oppervlak om een nieuw oppervlak te creëren en verder te gaan met de geautomatiseerde oppervlak schepping. Gebruik de drempelwaarde methode in te stellen en af te trekken op de achtergrond signaal. De statistiekenmenu geeft gegevens met betrekking tot het oppervlak van individuele amyloïde afzettingen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Dit protocol beschrijft een methode voor het visualiseren van de cerebrovasculature en amyloïde afzettingen overuren. Fluorescerende kleurstoffen werden geïnjecteerd met amyloïde afzettingen (methoxy-XO4) 11 labelen en de cerebrovasculaire lumen (FITC-Dextran) 1 vullen. 3D-beeld analyse software modules werden gebruikt om 3D-beelden van een constant gezichtsveld vastgelegd op opeenvolgende tijdstippen te creëren. Afbeeldingen slechts verkregen in de somatosensorische cortex van muizen 5XFAD 5 (genesemodel AD) bleek dat de meeste Aß afzettingen verschijnen tussen 3 en 4 maanden oud, groeien in het parenchym (figuur 2) en rond penetrerende vaten (Figuur 3). Plaque afzetting plaatsvindt gelijktijdig met significante hermodellering en incidentele occlusie van de naburige cerebrovasculature (figuur 2). Slechts zeldzame gevallen van plaque verkleinen waargenomen, wat aangeeft dat dit een proces van een plaque ccumulation. Figuren 2 en 3 illustreren dat de amyloidogene lading in het parenchym en rond schepen is geassocieerd met angiogenese en vasculaire occlusie in de somatosensorische cortex. De relatie tussen vasculaire amyloïde plaques en vat occlusie blijft onduidelijk, aangezien de meeste vasculaire plaques dat zich op grote doordringende slagaders, terwijl occlusie meestal vond plaats in klein kaliber schepen.
Figuur 1. Experimentele Setup. (A) Head setup; Stage wordt op maat gemaakt. Kop gemonteerde inrichting bestaat uit gestapelde scheermesjes gebouwd zoals eerder beschreven 10. (B) Uitzicht op de muis opgesloten in het hoofd te monteren apparaat. (C) van het apparaat en de huid vastgelijmd aan de schedel. Randen zijn gecentreerd op de beoogde regio.s / ftp_upload / 54796 / 54796fig1large.jpg "target =" _ blank "> Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2. Vergelijking van twee Opnieuw opgebouwd Beelden van de microvasculatuur en Amyloid deposities op een 5xFAD Mouse op 4 en 5 maanden oud. Amyloïde plaques worden aangegeven met een wit sterretje, zijn nieuwe plaques verschijnen bij 5 maanden aangegeven met gele sterretjes. Een zeldzaam exemplaar van plaque reductie wordt aangeduid met een oranje sterretje Nieuw gevormde microvaatjes worden met een gele pijl aangegeven terwijl vasculaire occlusie wordt aangegeven met een rode pijl. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3. Grote en kleine Caliber Schepen in de somatosensorische cortex van 3, 4 en 5 maanden oud. (A) De groei van amyloïde vasculaire afzettingen op groot kaliber schepen (witte sterretjes). (B) amyloïde plaques kunnen ook worden waargenomen op klein kaliber schepen (gele sterretjes). Rode pijlen geven verstopte vaten. Witte sterretjes aangegeven groeiende amyloïde plaques. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
De open schedel techniek voor in vivo twee-foton microscopie biedt het voordeel van onbeperkte beeldvorming sessies grote beeldvormende gebieden 13,14. Deze techniek produceert ontsteking in het interessegebied 14, vaak niet te beïnvloeden of neurovasculaire uitlezingen 15. Integendeel gaat de verdunde schedel transcraniële techniek niet tot neuro-inflammatie, teneinde een betrouwbare weergave van de structuren en cerebrovasculaire plakophoping 10,14. Een tweede voordeel door deze techniek is dat verdunde-schedel venster slagingspercentage kan oplopen tot 80% tot 90% voor een ervaren manipulator. Een grote tegenvaller voor succes is het gebrek aan waardering van botdichtheid leidt tot overmatige verdunning en de uiteindelijke breuk; ervaring en uitstekende optiek van de binoculair microscoop zal dit probleem te beperken. Een aantal beperkingen doen echter geen invloed op deze techniek. Ten eerste, de beeldvorming diepte beperkt compared naar de open-schedel procedures. Tweede mettertijd littekenweefsel dat over het bot kan de kwaliteit van de transcraniële beeldvormende verminderen. Ten derde is het moeilijk om naar meer dan 4 beeldvorming sessies omdat de schedel heeft wat meer wordt verdund bij elke sessie. Bijgevolg is het belangrijk om het aantal beeldvormende sessies bepalen bij het begin van een experiment, om het dunner stapgrootte tussen de sessies optimaliseren. Als alternatief kan een chronische transcraniële raam uit een uitgedunde schedel preparaat verlijmd met een dekglaasje is eerder beschreven om de hergroei van het botweefsel tijd 16 te beperken. Hoewel efficiënt, vonden we dat deze techniek alleen vertraagd bot hergroei gedurende enkele weken uiteindelijk bemoeien met de kwaliteit, diepgang en subcellulaire resolutie van beelden bij het opnieuw imaging na langere tijd (Margarita, Arango-Liévano en Freddy Jeanneteau, ongepubliceerde gegevens). Ondanks de beperkingen, twee-foton transcraniële Microscopy door herhaalde schedel verdunde preparaten is een voorkeurswerkwijze fluorescerende merkers bij chronische ziekte wanneer wel neuro-vasculaire veranderingen en ontsteking treden volgen.
Een optimale verdunning van de schedel een belangrijke technische stap, als de druk waarbij de botten worden geminimaliseerd om bloeden te voorkomen en een vlakke schedel venster te verzekeren. Bloeden en een ongelijke schedel venster kan littekens en de ongelijke hergroei van het bot te vergemakkelijken. Overmatige verdunning in de eerste opnamesessie oververhitting na overmatige boren of laser schade kan ook de helderheid van het signaal kan beschadigen door de schedel raam. De laatste problemen kunnen worden geregeld door het regelmatig wisselende aCSF medium gedurende het boren, het koelen van de bereiding, boren tussenpozen en met een schone scherpe gereedschappen bij het polijsten het bot. Extra kritische stappen omvat (i) het fixeren van de schedel op de kop bevestigingsplaat aan de verplaatsingen die ademhaling verminderen, (ii) ro-orbitale injectie en betrouwbare zichtbaarheid van schepen, (iii) het afbeelden van de van belang zijnde gebied voor toekomstige verplaatsing, en (iv) de pre-, per- en postoperatieve zorg tussen beeldvorming sessies.
De methodologie hier samengevat maakt onderzoek naar de werkzaamheid en veiligheid van CNS geneesmiddelen gericht neurovasculaire structuren, bijvoorbeeld moleculen verminderen of voorkomen van amyloïde afzettingen in de hersenen parenchym en schepen beoordelen. Daarnaast longitudinale twee-foton microscopie van het levende brein maakt het volgen van amyloïdogenese en de impact ervan op de neurovasculatuur in de vroege stadia van AD, voorafgaand aan het begin van de cognitieve achteruitgang. Het ontbreken van goedkeuring van de grote amyloïde plaques kunnen schadelijke effecten op de hersenen vaatstelsel, verergering van de ziekte pathofysiologie 17 hebben. De komst van nieuwe fluorescerende vitale kleurstoffen om Lewy bodies, synucleopathy, prion aggregaten, huntingtine aggregaten te labelen, te ondersteunen toekomstige bereikbaarheid van neurovasculatuur REMODeling studies tijdens de progressie van andere neurodegeneratieve aandoeningen 18. Deze techniek is aangepast om verschillende muizenstammen combineren kleurstoffen (SR101, Methoxy-X04, dextranen, lectinen) en genetische merkers (thy1YFP, CX3CR1-GFP, NG2-DsRed) om cellulaire interacties in vivo en in experimentele modellen waarin de structuur en functie onderzoeken van de neurovasculatuur afwijkt van normale fysiologie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Auteurs hebben geen concurrerende financiële belangen.
Acknowledgments
De auteurs willen graag naar de Ligue Francaise contre l'Epilepsie (tot MA-L), Institut National de la Santé et de la Recherche Médicale Grant AVENIR R12087FS (tot FJ), toe te kennen aan de universiteit van Montpellier (tot FJ) en subsidie erkennen van Federatie pour la Recherche sur le Cerveau (NM). Wij erkennen de technische bijstand van Chrystel Lafont aan het IPAM in vivo imaging kern platform faciliteit van Montpellier. We danken ook Mary Vernov (Weill Cornell Medical College) voor het corrigeren van het manuscript.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| methoxy-X04 | tocris | 4920 | use 10 mg/kg |
| FITC-Dextran 70 Kda | sigma | 46945 | use 100 mg/kg |
| gelfoam/Bloxang | Bausch and Lomb | ||
| micorsurgical blade | surgistar | 6900 | must be sharp and not dented |
| povidone-iodine | betadine | antisceptic solution | |
| binocular stereomicroscope | olympus | SX10 | optimal image contrast is crucial for this procedure |
| 2-photon microscope | zeiss | Zeiss LSM 710mp | |
| fine scissors-toughcut | Fine science tools | 14058-09 | this scissors are optimized for cutting skin and soft tissue |
References
- Harb, R., Whiteus, C., Freitas, C., Grutzendler, J. In vivo imaging of cerebral microvascular plasticity from birth to death. J Cereb Blood Flow Metab. 33 (1), 146-156 (2013).
- Whiteus, C., Freitas, C., Grutzendler, J. Perturbed neural activity disrupts cerebral angiogenesis during a postnatal critical period. Nature. 505 (7483), 407-411 (2014).
- Masamoto, K., et al. Microvascular sprouting, extension, and creation of new capillary connections with adaptation of the neighboring astrocytes in adult mouse cortex under chronic hypoxia. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (2), 325-331 (2014).
- Marchi, N., Lerner-Natoli, M.
- Giannoni, P., et al. Cerebrovascular pathology during the progression of experimental Alzheimer's disease. Neurobiol Dis. 88, 107-117 (2016).
- Kimbrough, I. F., Robel, S., Roberson, E. D., Sontheimer, H. Vascular amyloidosis impairs the gliovascular unit in a mouse model of Alzheimer's disease. Brain. 138 (Pt 12), 3716-3733 (2015).
- Herzig, M. C., et al. Abeta is targeted to the vasculature in a mouse model of hereditary cerebral hemorrhage with amyloidosis. Nat Neurosci. 7 (9), 954-960 (2004).
- Oakley, H., et al. Intraneuronal beta-amyloid aggregates, neurodegeneration, and neuron loss in transgenic mice with five familial Alzheimer's disease mutations: potential factors in amyloid plaque formation. J Neurosci. 26 (40), 10129-10140 (2006).
- Liston, C., et al. Circadian glucocorticoid oscillations promote learning-dependent synapse formation and maintenance. Nat Neurosci. 16 (6), 698-705 (2013).
- Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice. Nat Protoc. 5 (2), 201-208 (2010).
- Klunk, W. E., et al. Imaging Abeta plaques in living transgenic mice with multiphoton microscopy and methoxy-X04, a systemically administered Congo red derivative. J Neuropathol Exp Neurol. 61 (9), 797-805 (2002).
- Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S.
- Cao, V. Y., et al. In vivo two-photon imaging of experience-dependent molecular changes in cortical neurons. J Vis Exp. (71), (2013).
- Holtmaat, A., et al. Long term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nat Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).
- Heppner, F. L., Ransohoff, R. M., Becher, B. Immune attack: the role of inflammation in Alzheimer disease. Nat Rev Neurosci. 16 (6), 358-372 (2015).
- Marker, D. F., Tremblay, M. E., Lu, S. M., Majewska, A. K., Gelbard, H. A. A thin-skull window technique for chronic two-photon in vivo imaging of murine microglia in models of neuroinflammation. J Vis Exp. (43), (2010).
- Joseph-Mathurin, N., et al. Amyloid beta immunization worsens iron deposits in the choroid plexus and cerebral microbleeds. Neurobiol Aging. 34 (11), 2613-2622 (2013).
- Sadowski, M., et al. Targeting prion amyloid deposits in vivo. J Neuropathol Exp Neurol. 63 (7), 775-784 (2004).
