Summary
Dette manuskriptet beskriver en prosedyre for å spore ombygging av cerebrovasculature under amyloid plakk opphopning in vivo ved hjelp av langsgående to-foton mikroskopi. En tynnet-skalle preparat muliggjør visualisering av fluorescerende fargestoffer for å vurdere utviklingen av cerebrovaskulær skade i en musemodell av Alzheimers sykdom.
Abstract
Ombygging av hjernen blodkar er et felles trekk av hjernesykdommer. In vivo imaging teknikker er grunnleggende for å oppdage cerebrovaskulær plastisitet eller skade som oppstår overtid og i forhold til neuronal aktivitet eller blodstrøm. In vivo to-foton mikroskopi tillater studiet av det strukturelle og funksjonelle plastisitet av store cellulære enheter i levende hjerne. Spesielt lar tynnet-skalle vindu forberedelse visualisering av kortikale områder av interesse (ROI) uten å indusere betydelig hjernebetennelse. Gjentatte bildebehandling økter av kortikale ROI er gjennomførbart, og gir karakterisering av sykdoms kjennetegnene over tid under utviklingen av en rekke CNS-sykdommer. Denne teknikken å få tilgang til pial strukturer innenfor 250 pm av hjernen er avhengig av deteksjon av fluorescerende prober som kodes for av genetiske cellulære markører og / eller vitale fargestoffer. Sistnevnte (f.eks fluorescerende dekstraner) brukes til å kartlegge Luminal rommet for cerebrovaskulære strukturer. Viktig til protokollen som er beskrevet her, er bruken av en in vivo markør av amyloidavsetninger, metoksy-O4, for å vurdere Alzheimers sykdom (AD) progresjon. Vi beskriver også etter oppkjøpet bildebehandling brukes til å spore vaskulære endringer og amyloid avleiringer. Mens fokus i dag på en modell av AD, er den beskrevne protokollen relevant for andre forstyrrelser i sentralnervesystemet hvor patologiske cerebrovaskulære endringer oppstår.
Introduction
Hjernen blodkar er en multi-cellulær struktur, som er anatomisk og funksjonelt koblet til neuroner. En dynamisk remodellering av fartøyer skjer gjennom utvikling av hjernen og under progresjon av sykdomstilstander i sentralnervesystemet (CNS) 1,2. Det er allment akseptert at cerebrovaskulær skade er et kjennetegn på flere CNS sykdommer, inkludert epilepsi, Alzheimers sykdom (AD), traumatisk hjerneskade og encefalitt 3,4. Derfor sporing cerebrovaskulære endringer in vivo blir betydelig når modellering CNS sykdommer, fra starten og til kroniske faser. Som cerebrovaskulære modifikasjoner forekommer ofte samtidig med nerveskader eller plastisitet, avbildning av neuro-blodkar representerer en viktig inngangspunkt å dechiffrere CNS sykdom patofysiologi.
Denne protokollen beskriver en langsgående to-foton basert fremgangsmåte for å spore ombygging av cerebrovasculature i en musemodell avAD, en progressiv patologi preget av cerebrovaskulære feil på store og små kaliber fartøy på grunn amyloidogene avleiring 5-7. Denne fremgangsmåten gjør det mulig for visualisering av amyloide avleiringer og for sporing av deres posisjon og vekst i forhold til neurovaskulær remodellering gjennom hele sykdomsforløpet. Vital fluorescerende fargestoffer injiseres før hver avbildning sesjon for visualisering av cerebrovasculature og amyloid plakk i transgene AD mus 8. Gjentatte bildebehandling økter med en avkastning gjennom en tynnet skallen transkranial vindu er ikke-invasiv og metoden for valg for å vurdere neurovascular ombygging i levende mus hjernen 2,5,9,10.
Prosedyren nedenfor beskriver den kirurgiske protokollen, image oppkjøpet og behandling. Den tidlige utviklingen av cerebral amyloid angiopati (CAA) for det meste på frifot leptomeningeal og gjennomtrengende arterioler er preget.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Mus er tillatt ad libitum tilgang til mat, vann, og vedlikeholdes på en 12-timers lys-mørke-syklusen. Alle prosedyrer som involverer forsøksdyr dannet Nasjonale og europeiske lover og ble godkjent av det franske departementet for utdanning og forskning (CEEA-LR-00651-01). Totalt 6 transgen 5xFAD og 4 kullvilltype (WT) kontrollmus ble anvendt for denne prosedyre.
1. Preoperativ forberedelse
- Intraperitonealt (IP) injisere metoksy-X04 (10 mg / kg) 48 timer før operasjonen for å merke Ap-innskudd 11.
- Fremstille sterile kunstig cerebrospinalvæske (aCSF) (120 mM NaCl, 26,2 mM NaHCO3, 2,5 mM KCl, 1 mM NaH 2PO 4, 1,3 mM MgCl2, 10 mM glukose; boble med 95% O2 / 5% CO2 før tilsetning av 2,5 mM CaCl 2).
- Steril kirurgiske verktøy (saks, pinsett, barberblad og drill bit), ved hjelp av en autoklav eller en varm perle sterilisator før aseptiskkirurgi.
- Rengjør kirurgisk benk og mikroskop plate med 70% etanol og dekke med en ren absorberende klut.
- Injiser ketamin / xylazin (75 mg / kg og 10 mg / kg, henholdsvis) og den analgetiske ketoprofen (2,5 mg / kg) IP.
- Sjekk riktig nivå av anestesi med labb eller hale klyper.
- Påfør sterile oftalmisk salve til øynene og barbere pelsen (nesen til ørene) og samtidig unngå værhår. En riktige krem kan brukes så lenge det er fulgt av omhyggelig skylling med vann for å forhindre irritasjon av huden. Barbere den gjenværende pelsen med et barberblad. Steril huden med povidonjodid antiseptisk løsning.
- Plasser musen under kikkert mikroskop og lage et snitt i huden fra ørene til nesen. Trekk huden sidelengs for å eksponere skallen. Incise periosteum og gjentatte ganger skylle skallen med sterilt aCSF å stoppe mulig blødning.
2. blodkar Merking og tynnet SkullVindu Forberedelse (40 min)
- Fjern øyesalve med en bomullspinne. Påfør en dråpe øyedråpeprodukt bedøvelse (tetrakain 1%) og forsiktig presse huden rundt øyehulen for å oppnå utvekst.
- Injisere Fluorescein-isotiocyanat (FITC) konjugert med Dextran (70 kDa) (100 mg / kg eller 50 ul av en 50 mg / ml oppløsning; hypodermisk nål insulin) i den retro-orbitale sinus ved å følge prosedyren beskrevet av Yardeni og kolleger 12. Påfør sterile oftalmisk salve til øynene.
- Sørg for at huden er tilbaketrukket og skallen er rent og tørt rundt den valgte bildeområdet. Påfør en liten mengde cyanoakrylsyre lim rundt vinduet av hodet montere enheten (som består av stablet barberbladene, se figur 1), og lim rundt målområdet å trykke lett i flere sekunder 10.
- Trekk endene av huden til kanten av vinduet av hodet montere enheten, noe som gjør at området ertørke. Fest huden og kanten av vinduet med en liten mengde av veterinær klasse cyanoakrylsyre lim og vent til den er tørr (figur 1).
- Fest dyr på scenen med head-mount enhet. Skyll med sterilt aCSF og sikre at brønnen mellom huden og head-mount enheten er helt forseglet. Pakk musen i en overlevelse teppe å opprettholde normothermia.
- Utfør tynning av hodeskallen i aCSF løsning som tidligere beskrevet 10. Legg merke til at hodebunnen ikke er helt fjernet. Regelmessig endre aCSF å fjerne bein rusk og for å unngå vev overoppheting. Eventuelle gjenværende bein rester kan fjernes med korte luft puffs. Den aCSF løsning demper også vibrasjoner skapt av boring.
MERK: mus skallen tykkelse varierer mellom 80 og 150 pm, avhengig av alderen på dyret og den regionen av interesse. - Ved hjelp av en dental drill (ved middels hastighet og en 0,7 mm Burr) starte tynning skallen overflaten i et område 1.0 mm i diameter ved hjelp av en vanlig vertikal bevegelse parallelt med hodeskallen og fjerne det meste av det svampaktige ben (første 40 - 70 um). Husk å erstatte aCSF hvert 20-30 sek og begrense uavbrutt boring til 3-4 sek. Merk at bein nærheten sting er svært vascularized. Påfør aCSF presoaked gelfoam å stoppe eventuell blødning.
- Bruk en skarp engangs oftalmisk microsurgical blad å fortsette med tynning av skallen, være forsiktig med å bruke for mye press. Den endelige regionen er på ca. 0,5 mm i diameter og med en tykkelse på 20 - 35 um.
MERK: På grunn av bein gjenvekst og arrdannelse, er det nødvendig å videre tynn vinduet på hver avbildning sesjon.
3. To-foton Mikroskopi (45 min)
- Hvis det er nødvendig, injiserer med 19 mg / kg ketamin for å opprettholde adekvat anestesi.
- Overfør mus (som er festet til headmount trinnet) under to-foton lasermikroskop. Ved hjelp av en 20X nedsenking i vann objektiv med en numerisk apertur på 1,0, finner det fortynnede cranial vinduet i sentrum av det optiske felt ved hjelp av epi-fluoriserende lampe. Pass på at målet er alltid nedsenket i aCSF.
- Begynn laserskanning med en modus låst pulset laser (Ti-Sapphire 680-1040nm). Satt eksitasjonsbølgelengde på 750 nm for å detektere den utsendte fluorescensen av metoksy-XO4 og FITC-dekstran i det blå og grønne kanaler hhv.
MERK: Mikroskopet har to stråledelere på 506 nm og 555 nm. Blått lys fanges opp av en NDD detektor utstyrt med en nm filter 470 ± 12. Grønt lys fanges opp av en høy følsomhet Gaasp detektoren utstyrt med en nm filter 525 ± 25. Den maksimale lasereffekten som utsendes fra målet skal ikke overstige 10 mW for å unngå laser-indusert vevsskade. - Erverve en lav forstørrelse stack (500 mikrometer x 500 mikrometer, 512 x 512 piksler, 2 mikrometer trinn) til en 0,7X numerisk zoom å skape en 3D-kart for nøyaktig relocalization av ROIved senere tidspunkter.
- Erverve en mosaikk av 4 høy forstørrelse bilder med en 2X numerisk zoom (200 mikrometer x 200 mikrometer, 512 x 512 piksler, en mikrometer trinn). Bruk av bildebehandlingsprogrammer flytte vinduet i 200 mikrometer tiltak for å fange opp alle regioner. Dybde av stabler er typisk 250 pm, med start fra den pial flate i hvert bilde av mosaikk.
- Før du tar musen fra mikroskopet, ta et bilde eller lage en håndtegnet 2D kart over pial blodkar for fremtiden relocalization på bildefeltet.
4. Recovery og Re-imaging
- Ta av hodemontert enhet ved å bruke trekkraft mens du holder skallen under. Hvis noen lim forblir festet til skallen eller hud, skrap av forsiktig med fine tang. Suturer hodebunnen og legg mus i et oppvarmet bur for å overvåke utvinning fra anestesi før det sendes til hjemmeburet. Påfør aktuelle antibiotika krem til sutur og injisere ketoprofen (2,5 mg / kg) JegP følgende 2 dager.
- Gjenta trinn 01.01 til 02.05 for gjentatte bilde økter. Om nødvendig, barbere bein med et mikrokirurgisk kniv for å sikre optimal kvalitet på bildet.
MERK: Ytterligere tynning med dental drill kan være nødvendig når intervallet mellom bilde øktene er lengre enn en måned. - Før musen under mikroskopet med epifluorescent lys i henhold til kart over pial blodkar tatt fra forrige møte (trinn 3.6) 2D.
- Begynn to-foton laserskanning og juster mikroskop scenen for å oppnå innretting på mikrometerskalaen med 3D-kartet oppnådd i trinn 3.4. Fortsett til detaljert avbildning som beskrevet i trinn 3.5.
5. Post-oppkjøpet tredimensjonal rekonstruksjon og bildeanalyse
- Skaff tredimensjonale rekonstruksjoner av blodkar og amyloid avleiringer ved hjelp av 3D-bildeanalyse programvare som IMARIS (versjon brukt 8.0 og 7.7.2). Bruk Normal Layer plugin på bildebehandling menyen og kontrast endring undermenyen for å oppnå perfekt kontrast til de to kanaler i hele dybden i bildet stabelen.
- Åpne bildene fra samme region ved alle tidspunkter samtidig og alltid behandle dem parallelt for å sammenligne de forskjellige tidspunkter.
- Trace fartøy som bruker filament tracer modulen.
- Klikk på ikonet filament å opprette en ny filament, hopper automatisk tracer og velger auto-banen metoden.
- Pass på at den valgte kanalen tilsvarer vaskulær bilde og bruk av valgfunksjon på pekeren, klikk på et fartøy bifurkasjon som er konservert over imaging økter mens du holder tastene shift + kontroll for å fastslå et utgangspunkt. Bruk velg funksjon av pekeren og klikke mens du holder shift-tasten for å velge endepunktene av filamenter.
MERK: Sammenligning av obtaiNed skjeletter viser strukturelle endringer i blodkar.
- Utfør fly med fly analyse for å spore nye plakk. Påfør overflaten modul til den blå kanalen for å spore vekst av Ap-plakk. Klikk på overflaten ikonet for å opprette en ny overflate og fortsette med den automatiserte overflaten skapelsen. Bruk thresholding metode for å sette og trekke bakgrunnssignalet. Statistikkmenyen gir data i forhold til overflaten av individuelle amyloid avleiringer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Denne protokollen beskriver en fremgangsmåte for å visualisere cerebrovasculature og amyloide avleiringer overtid. Fluorescerende fargestoffer ble injisert å merke amyloid avleiringer (metoksy-XO4) 11 og for å fylle cerebrovaskulære lumen (FITC-Dextran) 1. 3D-bildeanalyse programvaremoduler ble brukt til å lage 3D-bilder av en konstant synsfelt fanget ved påfølgende tidspunkter. Representative bilder oppnådd i somatosensoriske cortex av 5XFAD mus 5 (genetisk modell av AD) viser at de fleste Ap-innskudd vises mellom 3 og 4 måneders alder, vokser i parenchyma (figur 2) og rundt trengende fartøy (figur 3). Avleiring skjer samtidig med betydelig ombygging og sporadisk okklusjon av nabo cerebrovasculature (figur 2). Bare sjeldne tilfeller av plaque størrelsesreduksjon ble observert, noe som indikerer at dette er en prosess av plakk en ccumulation. Figurene 2 og 3 illustrerer at den amyloidogene lasten i parenkym og rundt fartøy er forbundet med angiogenese og vaskulær okklusjon i den somatosensory cortex. Forholdet mellom vaskulære amyloid plakk og fartøyet okklusjon er fortsatt uklart, gitt at de fleste vaskulære plakk akkumulert på store gjennomtrengende arterier, mens okklusjon skjedde det meste på små kaliber fartøy.
Figur 1. Forsøksoppsett. Oppsett (A) Leder; Stage er skreddersydde. Leder montere enheten består av stablet barberblad bygget som tidligere beskrevet 10. (B) Utsikt over muse låst i hodet montere enheten. (C) Utsikt over enheten og huden limt til skallen. Kantene er sentrert på den målrettede regionen.s / ftp_upload / 54796 / 54796fig1large.jpg "target =" _ blank "> Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2. Sammenligning av to rekonstruerte bilder av microvasculature og Amyloid Depositions på en 5xFAD mus på 4 og 5 måneders alder. Amyloid plakk er indikert med en stjerne hvit, er nye plaquer opptrer ved 5 måneder angitt med gule stjerner. En sjelden forekomst av plakk reduksjon er indikert med en oransje stjerne nydannede microvessels er merket med en gul pil mens vaskulær okklusjon merkes med en rød pil. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3. Store og små Caliber Fartøy i Somatosensoriske Cortex på 3, 4 og 5 måneders alder. (A) Vekst av amyloid vaskulære innskudd på store kaliber fartøyer (hvite stjerne). (B) amyloid plakk kan også observeres på små kaliber fartøy (gule asterisker). Røde piler indikerer okkluderte fartøy. Hvit stjerne indikert økende amyloid plakk. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Den åpne skallen teknikk for in vivo to-foton mikroskopi har fordelen av ubegrenset bilde økter med store bildefelt 13,14. Men denne teknikken gir også betennelse i regionen av interesse 14, ofte inkompatible eller påvirke nevro-vaskulære lese-outs 15. Tvert imot, blir det fortynnede skallen brukes trans teknikk ikke resultere i neuro-inflammasjon, slik at pålitelig avbildning av strukturene og cerebrovaskulære plakk akkumulering 10,14. En annen fordel presenteres av denne teknikken er at tynnet-skalle vindu suksessraten kan nå opp til 80% til 90% for en erfaren manipulator. Et stort tilbakeslag for suksess er mangel på forståelse av bein tykkelse som fører til overdreven tynning og ultimate brudd; erfaring og gode optikk kikkert mikroskop vil begrense dette problemet. En rekke begrensninger gjør påvirker denne teknikken imidlertid. Først er avbildningsdybden begrenset compared til de åpne skallen prosedyrer. Sekund, over tid, kan arrvev som ligger over benet redusere kvaliteten på den transkranial avbildning. For det tredje er det vanskelig å fortsette til mer enn 4 avbildnings sesjoner gitt at hodeskallen må tynnes litt mer ved hver sesjon. Derfor er det viktig å bestemme antallet bilde sesjoner ved begynnelsen av et eksperiment, for å optimalisere den tynning trinnene mellom sesjoner. Alternativt har en kronisk brukes trans vindu som består av en tynnet-skalle preparat limt med et dekkglass er tidligere beskrevet for å begrense gjenvekst av benvevet i løpet av tiden 16. Selv om effektiv, fant vi ut at denne teknikken bare forsinket bein gjenvekst i flere uker til slutt forstyrrer kvalitet, dybde og subcellulære oppløsningen på bilder når re-imaging etter lengre perioder av gangen (Margarita, Arango-Lievano og Freddy Jeanneteau, upubliserte data). Til tross for sine begrensninger, to-foton transkranial mikroskopiering gjennom gjentatte fortynnede skull forberedelser er en metode for valg for å spore fluorescerende markører i kroniske sykdomsmodeller hvor nevro-vaskulære endringer og betennelse oppstår.
En optimal fortynning av skallen representerer et vesentlig teknisk trinn, ettersom trykk påføres benet bør minimaliseres for å unngå blødning og for å sikre en flat skalle vindu. Blødning og en ujevn hodeskalle vindu kan lette arrdannelse og ujevn gjenvekst av benet. Omfattende tynning i løpet av den første bildedannende sesjon, overoppheting etter overdreven boring, eller laser skade kan også svekke den klarheten av signalet gjennom skallen vinduet. De sistnevnte problemer kan bli kontrollert ved regelmessig å endre aCSF medium under boring, avkjøling av fremstillingen, boring intermitterende, og ved hjelp av rene skarpe verktøy når polering benet. Andre kritiske trinn omfatter (i) fiksering av hodeskallen til hodet festeplate for å redusere bevegelsen i forbindelse med respirasjon, (ii) retro-orbital injeksjon og pålitelig oversikt over alle fartøy, (iii) å kartlegge regionen av interesse for fremtidig flytting, og (iv) pre-, per- og postoperativ behandling i mellom bilde økter.
Metodikken oppsummert her åpner for studier for å vurdere effekt og sikkerhet av CNS legemidler rettet mot nevro vascular strukturer, f.eks molekyler redusere eller hindre amyloid avleiringer i hjernen parenchyma og på fartøy. I tillegg lengde to-foton mikroskopi av den levende hjernen tillater sporing av amyloidogenesis og dens innvirkning på neurovasculature på de tidlige stadiene av AD, før utbruddet av kognitiv svekkelse. Mangel på klarering av store amyloid plakk kan ha skadelige effekter på hjernen blodkar, forverre sykdom patofysiologi 17. Ankomsten av nye fluorescerende vitale fargestoffer for å merke Lewylegemer, synucleopathy, prion aggregater, huntingtin aggregater, støtte fremtidig attainability av neurovasculature remodEling studier under utviklingen av andre nevrodegenerative lidelser 18. Denne teknikken er tilpasset flere musestammer som kombinerer fargestoffer (SR101, metoksy-X04, dekstraner, lektiner) og genetiske markører (thy1YFP, CX3CR1-GFP, NG2-DsRed) for å undersøke cellulære interaksjoner in vivo og i eksperimentelle modeller der struktur og funksjon av neurovasculature avviker fra normal fysiologi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen konkurrerende økonomiske interesser.
Acknowledgments
Forfatterne ønsker å erkjenne Ligue Francaise contre l'épilepsie (til MA-L), Institut National de la Santé et de la Recherche MEDICALE Grant AVENIR R12087FS (til FJ), gi fra universitetet i Montpellier (til FJ) og stipend fra Federation pour la Recherche sur le Cerveau (til NM). Vi erkjenner teknisk assistanse av Chrystel Lafont på IPAM in vivo avbildning kjerne plattform innretningen av Montpellier. Vi takker også Mary Vernov (Weill Cornell Medical College) for korrekturlesing av manuskriptet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| methoxy-X04 | tocris | 4920 | use 10 mg/kg |
| FITC-Dextran 70 Kda | sigma | 46945 | use 100 mg/kg |
| gelfoam/Bloxang | Bausch and Lomb | ||
| micorsurgical blade | surgistar | 6900 | must be sharp and not dented |
| povidone-iodine | betadine | antisceptic solution | |
| binocular stereomicroscope | olympus | SX10 | optimal image contrast is crucial for this procedure |
| 2-photon microscope | zeiss | Zeiss LSM 710mp | |
| fine scissors-toughcut | Fine science tools | 14058-09 | this scissors are optimized for cutting skin and soft tissue |
References
- Harb, R., Whiteus, C., Freitas, C., Grutzendler, J. In vivo imaging of cerebral microvascular plasticity from birth to death. J Cereb Blood Flow Metab. 33 (1), 146-156 (2013).
- Whiteus, C., Freitas, C., Grutzendler, J. Perturbed neural activity disrupts cerebral angiogenesis during a postnatal critical period. Nature. 505 (7483), 407-411 (2014).
- Masamoto, K., et al. Microvascular sprouting, extension, and creation of new capillary connections with adaptation of the neighboring astrocytes in adult mouse cortex under chronic hypoxia. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (2), 325-331 (2014).
- Marchi, N., Lerner-Natoli, M. Cerebrovascular remodeling and epilepsy. Neuroscientist. 19 (3), 304-312 (2013).
- Giannoni, P., et al. Cerebrovascular pathology during the progression of experimental Alzheimer's disease. Neurobiol Dis. 88, 107-117 (2016).
- Kimbrough, I. F., Robel, S., Roberson, E. D., Sontheimer, H. Vascular amyloidosis impairs the gliovascular unit in a mouse model of Alzheimer's disease. Brain. 138 (Pt 12), 3716-3733 (2015).
- Herzig, M. C., et al. Abeta is targeted to the vasculature in a mouse model of hereditary cerebral hemorrhage with amyloidosis. Nat Neurosci. 7 (9), 954-960 (2004).
- Oakley, H., et al. Intraneuronal beta-amyloid aggregates, neurodegeneration, and neuron loss in transgenic mice with five familial Alzheimer's disease mutations: potential factors in amyloid plaque formation. J Neurosci. 26 (40), 10129-10140 (2006).
- Liston, C., et al. Circadian glucocorticoid oscillations promote learning-dependent synapse formation and maintenance. Nat Neurosci. 16 (6), 698-705 (2013).
- Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice. Nat Protoc. 5 (2), 201-208 (2010).
- Klunk, W. E., et al. Imaging Abeta plaques in living transgenic mice with multiphoton microscopy and methoxy-X04, a systemically administered Congo red derivative. J Neuropathol Exp Neurol. 61 (9), 797-805 (2002).
- Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. Retro-orbital injections in mice. Lab Anim (NY). 40 (5), 155-160 (2011).
- Cao, V. Y., et al. In vivo two-photon imaging of experience-dependent molecular changes in cortical neurons. J Vis Exp. (71), (2013).
- Holtmaat, A., et al. Long term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nat Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).
- Heppner, F. L., Ransohoff, R. M., Becher, B. Immune attack: the role of inflammation in Alzheimer disease. Nat Rev Neurosci. 16 (6), 358-372 (2015).
- Marker, D. F., Tremblay, M. E., Lu, S. M., Majewska, A. K., Gelbard, H. A. A thin-skull window technique for chronic two-photon in vivo imaging of murine microglia in models of neuroinflammation. J Vis Exp. (43), (2010).
- Joseph-Mathurin, N., et al. Amyloid beta immunization worsens iron deposits in the choroid plexus and cerebral microbleeds. Neurobiol Aging. 34 (11), 2613-2622 (2013).
- Sadowski, M., et al. Targeting prion amyloid deposits in vivo. J Neuropathol Exp Neurol. 63 (7), 775-784 (2004).
