Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

продольный Published: December 6, 2016 doi: 10.3791/54796
Automatic Translation
1,2,3, 1,2,3, 1,2,3, 1,2,3, 1,2,3
1Inserm, U1191, Institute of Functional Genomics, 2CNRS, UMR-5203, 3Université de Montpellier

Summary

Эта рукопись описывает процедуру для отслеживания ремоделирование cerebrovasculature во время амилоидного накопления бляшек в естественных условиях с использованием продольной двухфотонного микроскопии. Препарат разреженных черепа позволяет визуализировать флуоресцентные красители для оценки прогрессирования цереброваскулярной повреждения в мышиной модели болезни Альцгеймера.

Abstract

Ремоделирование сосудов головного мозга является общей чертой патологий головного мозга. В естественных условиях методы визуализации имеют основополагающее значение для выявления сосудов головного мозга или повреждение пластичности происходит сверхурочно и по отношению к активности нейронов или кровотока. В естественных условиях двухфотонного микроскопии позволяет исследовать структурно-функциональной пластичности крупных клеточных единиц в живом мозге. В частности, препарат в разреженных черепа окно позволяет визуализировать корковых областей интереса (ROI), не вызывая значительное воспаление мозга. Повторные сеансы визуализации коркового ROI осуществимы, обеспечивая характеристику признаков заболевания в течение долгого времени при прогрессировании многочисленных заболеваний ЦНС. Этот метод доступа к пиальные структур в пределах 250 мкм мозга опирается на обнаружение флуоресцентных зондов, закодированных с помощью генетических клеточных маркеров и / или жизненно важных красителей. Последние (например, флуоресцентные декстраны) используются для отображения Luminаль отделение цереброваскулярных структур. Germane с протоколом , описанным в данном документе является использование маркера в естественных условиях амилоидных отложений, метоксигруппы-O4, для оценки болезни Альцгеймера (AD) прогрессии. Мы также опишем процесс обработки изображений после приобретения используется для отслеживания изменений сосудистой и амилоидных отложений. Сосредоточив в настоящее время на модели AD, описанный протокол имеет отношение к другим расстройств ЦНС, где происходят патологические изменения сосудов головного мозга.

Introduction

Сосудистая мозг является многоклеточным структура, которая анатомически и функционально связан с нейронами. Динамический ремоделирование сосудов происходит на протяжении развития мозга и во время прогрессирования патологии центральной нервной системы (ЦНС) , в 1,2 раза . Широко распространено мнение , что цереброваскулярные повреждение является признаком ряда заболеваний ЦНС, включая эпилепсию, болезнь Альцгеймера (AD), черепно - мозговой травмой и энцефалит 3,4. Таким образом, отслеживание изменений цереброваскулярных в естественных условиях становится существенным при моделировании заболеваний ЦНС, от начала и в хронической фазе. Как цереброваскулярные изменения часто происходят одновременно с нейронного повреждения или пластичность, визуализация нейро-сосудистую систему представляет ключевую точку входа расшифровывать ЦНС патофизиологии заболевания.

Этот протокол описывает продольную процедуру на основе двухфотонную для отслеживания ремоделирование cerebrovasculature в модели мышиAD, прогрессирующая патология характеризуется цереброваскулярных дефектов на больших и малых калибров сосудов из - за отложения зубного налета амилоидогенного 5-7. Эта процедура позволяет для визуализации амилоидных отложений и отслеживание их положения и роста по отношению к нейрососудистых ремоделирования на протяжении всего течения заболевания. Vital флуоресцентные красители вводят перед каждой сессией визуализации для визуализации cerebrovasculature и амилоидных бляшек у трансгенных мышей AD 8. Повторные сеансы формирования изображения ROI через утонченной окна черепа транскраниальной является неинвазивным и метод выбора для оценки нервно - сосудистого ремоделирования в мозге живой мыши 2,5,9,10.

Ниже описана процедура описывает хирургический протокол, сбора и обработки изображений. Раннее прогрессирование церебральной амилоидной ангиопатии (CAA) в основном при больших лептоменингиальной и проникающих артериол характеризуется.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Мышей разрешен доступ к вволю пищи, воды, и поддерживается на свет-темнота цикла 12 ч. Все процедуры, связанные с лабораторных животных соответствовали национальным и европейским законодательством и были одобрены Министерством образования Франции и научных исследований (КДЭОС-LR-00651-01). В общей сложности 6 трансгенных 5xFAD и контрольных мышей 4 однопометница дикого типа (WT) были использованы для этой процедуры.

1. Предоперационная подготовка

  1. Внутрибрюшинно (IP) , вводят Метокси-x04 (10 мг / кг) 48 ч до операции маркировать A & beta ; депозиты 11.
  2. Приготовьте стерильную искусственную спинномозговую жидкость (ACSF) (120 мМ NaCl, 26,2 мМ NaHCO 3, 2,5 мМ КСl, 1 мМ NaH 2 PO 4, 1,3 мМ MgCl 2, 10 мМ глюкозы, пузырь с 95% O 2/5% CO 2 до добавляя 2,5 мМ CaCl 2).
  3. Стерилизовать хирургических инструментов (ножницы, пинцет, бритвенных лезвий и бурового долота), с использованием автоклава или горячий шарик стерилизатор перед асептическиххирургия.
  4. Очистите хирургическую скамью и микроскопа пластину с 70% -ным этанолом и крышкой с чистой впитывающей тканью.
  5. Вводят кетамин / ксилазин (75 мг / кг и 10 мг / кг, соответственно) и анальгезирующее кетопрофен (2,5 мг / кг) IP.
  6. Проверьте соответствующий уровень анестезии с лапой или хвостом щепотки.
  7. Применить стерильный глазной мази для глаз и сбрить мех (нос до ушей), избегая при этом бакенбарды. Депиляции крем может быть использован до тех пор, как она следует тщательно ополаскивают водой, чтобы предотвратить раздражение кожи. Бритье оставшийся мех с лезвием бритвы. Стерилизовать кожу с повидон-йода раствором антисептика.
  8. Поместите мышь под бинокулярным микроскопом и сделать разрез кожи от ушей к носу. Потяните кожу в сторону, чтобы выставить череп. Надрезать надкостницу и неоднократно полоскать череп с стерильной ACSF, чтобы остановить возможное кровотечение.

2. васкулатура Этикетировочное и изреженные ЧерепПодготовка окна (40 мин)

  1. Удалите глазная мазь с наконечником хлопка. Нанесите каплю местного офтальмологического анестетика (тетракаина 1%) и осторожно надавить на кожу вокруг глазницы для достижения выпячивание.
  2. Вводят флуоресцеинизотиоцианатом (FITC) , конъюгированный с декстрана (70 кДа) (100 мг / кг или 50 мкл 50 мг раствора / мл; иглы для подкожных инъекций инсулина) в ретро-орбитального синуса , следуя процедуре , описанной Yardeni и коллегами 12. Применить стерильный глазной мази для глаз.
  3. Убедитесь в том, что кожа втягивается и череп чистой и сухой вокруг выбранной области изображения. Нанесите небольшое количество клея цианакриловой вокруг окна головки смонтировать устройство (состоящее из сложенных бритвенных лезвий, см Рисунок 1), а клей вокруг целевой области применения мягкое давление в течение нескольких секунд 10.
  4. Потяните концы кожи к краю окна оголовье устройства, убедившись, что областьсухой. Зафиксируйте кожу и край окна с небольшим количеством ветеринарного сорта цианакриловой клея и ждать , пока сухой (рисунок 1).
  5. Зафиксируйте животное на стадии с использованием устройства головной монтирования. Промыть стерильной ACSF и убедитесь, что хорошо между кожей и головной горе устройства полностью герметичным. Оберните мышь в одеяло выживания для поддержания нормотермию.
  6. Выполните утончение черепа в ACSF растворе , как описано выше 10. Обратите внимание, что кожа головы не удаляется полностью. Регулярно менять ACSF, чтобы очистить кости мусора и во избежание перегрева тканей. Любые оставшиеся кости твердые частицы могут быть удалены с помощью коротких воздушных затяжек. Решение ACSF также затухает вибрации, созданных путем сверления.
    Примечание: Толщина мыши черепа варьирует от 80 до 150 мкм в зависимости от возраста животного и области, представляющей интерес.
  7. С помощью бормашины (при средней скорости и 0,7 мм заусенцев а) начать истончение поверхности черепа в районе 1.0 мм в диаметре с помощью обычного вертикального движения параллельно черепа и удалить большую часть губчатой ​​кости (первой 40 - 70 мкм). не забудьте заменить ACSF каждые 20-30 сек и ограничить непрерывное бурение до 3-4 сек. Обратите внимание, что кости рядом с швами весьма васкуляризованная. Применить ACSF замачивается Gelfoam, чтобы остановить возможное кровотечение.
  8. Используйте острый одноразовый офтальмологические микрохирургические лезвия продолжать истончение черепа, соблюдая осторожность, чтобы не применять чрезмерное давление. Конечный участок составляет около 0,5 мм в диаметре и с толщиной 20 - 35 мкм.
    Примечание: В связи с костной отрастания и рубцевания, необходимо дополнительно тонкое окно на каждой сессии визуализации.

3. Двухфотонное Микроскопия (45 мин)

  1. При необходимости вводят с 19 мг / кг кетамина для поддержания адекватной анестезии.
  2. Перенесите мышь (крепится к стадии headmount) под двухфотонного лазерного микроскопа. Использование погружения OBJ 20X водыective с числовой апертурой 1,0, найти утонченную черепной окно в центре оптического поля с использованием эпи-флуоресцентной лампой. Убедитесь в том, что цель всегда погружен в ACSF.
  3. Запустите лазерное сканирование с режимом заперта импульсного лазера (Ti-Sapphire 680-1040nm). Установка длины волны возбуждения при 750 нм для обнаружения излучаемого флуоресценции метокси-xO4 и FITC-декстрана в синих и зеленых каналов соответственно.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Микроскоп имеет два разветвители пучка при 506 нм и 555 нм. Синий свет улавливается детектором NDD оборудованного нм фильтром 470 ± 12. Зеленый свет захвачен GaAsP детектором высокой чувствительности, снабженный нм фильтром 525 ± 25. Максимальная мощность лазера, излучаемый из объектива не должна превышать 10 мВт, чтобы избежать лазерного повреждения тканей.
  4. Приобретать низкий стек увеличение (500 мкм × 500 мкм, 512 х 512 пикселей; 2 мкм шаг) при численном увеличении 0,7х для создания 3D-карты для точного перелокализации КОРОЛЯв более поздние моменты времени.
  5. Приобретать мозаику из 4-х изображений с высоким цифровым увеличением с цифровым зумом 2X (200 мкм × 200 мкм, 512 х 512 пикселей; 1 мкм шаг). Использование программного обеспечения визуализации перемещения окна с шагом 200 мкм, чтобы охватить все регионы. Глубина стеки обычно составляет 250 мкм, начиная с пиальных поверхности в каждом изображении мозаики.
  6. Перед удалением мышь с микроскопом, чтобы сделать снимок или сделать рукописную 2D карту пиальных сосудистую для будущего перелокализации области визуализации.

4. Восстановление и повторная визуализация

  1. Удалите устройство головки монтажа путем применения тяги, держа череп под ним. Если какой-либо клей остается прикрепленной к черепу или кожей, царапать его тщательно с тонким пинцетом. Шовный кожу головы и поместите мышь в отапливаемом клетке, чтобы контролировать восстановление после анестезии перед возвращением его в дом клетке. Применить актуальные крем антибиотик к шву и вводят кетопрофен (2,5 мг / кг) ЯP следующие 2 дня.
  2. Повторите шаги 1.1 до 2.5 для повторных сеансов визуализации. При необходимости брить кости с микрохирургической лезвием, чтобы обеспечить оптимальное качество изображения.
    Примечание: Дополнительное разбавление бормашины может быть необходимо, когда интервал между сеансами формирования изображения больше, чем один месяц.
  3. Поместите мышь под микроскопом с использованием эпифлуоресцентной света в соответствии с 2D-карте пиальных сосудистую систему, взятой из предыдущей сессии (шаг 3.6).
  4. Запустите двухфотонную лазерное сканирование и отрегулировать столик микроскопа для достижения выравнивания в масштабе микрометра с использованием 3D-карты, полученной на стадии 3.4. Перейдем к подробному визуализации, как описано в шаге 3.5.

5. после приобретения трехмерной реконструкции и анализа изображений

  1. Получение трехмерных реконструкций и сосудистую амилоидные отложений с использованием программного обеспечения для анализа изображений, таких как 3D Imaris (используется версия 8.0 и 7.7.2). Используйте Layer плагин Нормализовать в меню обработки изображений и подменю изменения контраста , чтобы получить идеальный контраст двух каналов на всю глубину стека изображения.
  2. Открыть изображения из той же области во всех временных точках одновременно и всегда обрабатывать их параллельно , с тем чтобы сравнить различные моменты времени.
  3. Микроэлементы сосуды с помощью модуля копира нити.
    1. Нажмите на иконку нити, чтобы создать новую нить, пропустите автоматический трассировщик и выбрать метод автоматического пути.
    2. Убедитесь, что выбранный канал соответствует сосудистому образу и с помощью выберите функцию указателя, нажмите на развилке сосуда, который сохраняется через сеансов визуализации, удерживая клавиши Shift + Control, чтобы определить начальную точку. Используйте функцию выбора из указателя и нажмите, удерживая клавишу переключения, чтобы выбрать конечные точки нитей.
      Примечание: Сравнение obtaiNED скелеты покажет структурные изменения сосудистой системы.
  4. Выполните плоскость по плоскости анализа для отслеживания новых бляшек. Нанести поверхность модуля для синего канала для отслеживания роста A & beta; бляшек. Нажмите на иконку поверхности, чтобы создать новую поверхность и приступить к созданию автоматизированной поверхности. Используйте способ сегментации, чтобы установить и вычесть фоновый сигнал. Меню статистики предоставляет данные относительно поверхности отдельных амилоидных отложений.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Этот протокол описывает метод для визуализации cerebrovasculature и амилоидных отложений сверхурочно. Флуоресцентные красители были введены для обозначения амилоидных отложений (метокси-xO4) 11 и заполнить цереброваскулярных просвет (FITC-декстран) 1. 3D-программные модули анализа изображений были использованы для создания 3D-изображений постоянного поля зрения, захваченного в последовательных временных точках. Типичные изображения , полученные в соматосенсорной коре мышей 5XFAD 5 (генетической модели AD) показывают , что большинство A & beta ; отложения появляются между 3 и 4 - месячного возраста, растущих в паренхимы (рис 2) и вокруг него проникающие сосудов (рисунок 3). Налет осаждение происходит одновременно со значительным ремоделирования и иногда окклюзии соседнего cerebrovasculature (рисунок 2). Отмечены только редкие случаи уменьшения образования зубного налета размера, что указывает, что это процесс зубного налета ccumulation. На рисунках 2 и 3 иллюстрируют , что амилоидогенный нагрузка в паренхиме и вокруг сосудов связана с ангиогенезом и окклюзии сосудов в соматосенсорной коре. Взаимосвязь между сосудистыми амилоидных бляшек и закупорки сосудов, остается неясным, учитывая, что большинство сосудистых бляшек накапливается на больших проникающих артерий, тогда как окклюзия имели место в основном в малых калибров сосудов.

Рисунок 1
Рисунок 1. Схема экспериментальной установки. Настройка (A) Руководитель; Этап выполнен на заказ. Оголовье Устройство состоит из сложенных лезвий , построенных , как описано выше 10. (B) Вид мыши запертой в головке крепления устройства. (С) Вид аппарата и кожи , приклеенной к черепу. Ребра сосредоточены на целевом регионе.s / ftp_upload / 54796 / 54796fig1large.jpg "целевых =" _blank "> Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

фигура 2
Рисунок 2. Сравнение двух реконструированных Образы микрососудов и амилоидных отложений на 5xFAD мыши на 4 -х и 5 - месячном возрасте. Амилоидные бляшки указаны с белой звездочкой, новые бляшки, появляющиеся на 5 месяцев, обозначены желтыми звездочками. Редкий случай уменьшения образования зубного налета обозначается оранжевым звездочкой Новообразованные микрососуды указаны с желтой стрелкой в ​​то время закупорки сосуда обозначен красной стрелкой. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Рисунок 3 Рисунок 3. Большой и Малый Калибр сосудов в соматосенсорной коре на 3, 4 и 5 месяцев. (А) Рост амилоидных отложений на сосудистых большого калибра сосудов (белые звездочки). (B) амилоидные бляшки могут также наблюдаться на малых калибров сосудов (желтые звездочки). Красные стрелки указывают на закупоренных сосудов. Белые звездочки свидетельствуют об усугублении амилоидные бляшки. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Методика открытого черепа для в естественных условиях двухфотонного микроскопии предлагает преимущество неограниченного количества сеансов визуализации больших полей изображений 13,14. Тем не менее, этот метод также производит воспаление в интересующей области 14, часто несовместимыми или воздействуя нейро-сосудистых чтения аутов 15. Наоборот, Прореженный техника череп транскраниальной не приводит к нейро-воспаления, что позволяет надежную визуализацию цереброваскулярных структур и накопление зубного налета 10,14. Второе преимущество, представленный этой методики является то, что процент успеха окна утонченная череп может доходить до 80% до 90% для опытного манипулятора. Основным препятствием для успеха является недостаточное понимание толщины костей приводит к чрезмерному истончению и окончательного перелома; опыт и отличная оптика бинокуляром ограничит эту проблему. Ряд ограничений, влияют эту технику, однако. Во-первых, глубина изображения ограничена совместноmpared с процедурами открытого черепа. Во-вторых, в течение долгого времени, рубцовой ткани покрывающей кость может уменьшить качество транскраниальной визуализации. В-третьих, трудно перейти к более 4-х сеансов визуализации данных, что череп должен быть разбавлен немного больше на каждой сессии. Следовательно, важно, чтобы определить количество сеансов обработки изображений в начале эксперимента, в целях оптимизации прореживания приращение между сеансами. В качестве альтернативы, хроническое транскраниальной окно , состоящее из препарата в разреженных черепа склеенной покровного стекла было описано ранее , чтобы ограничить повторный рост костной ткани с течением времени 16. Хотя эффективность, мы обнаружили, что этот метод только с задержкой кости отрастания в течение нескольких недель в конце концов, мешая качество, глубина и субклеточном разрешение изображений при повторном изображений после длительного периода времени (Маргарита, Аранго-Льевано и Freddy Jeanneteau, неопубликованные данные). Несмотря на свою ограниченность, двухфотонная транскраниальной microscOpY путем многократных утоненными препаратов черепа является методом выбора для отслеживания флуоресцентные маркеры хронических моделей заболеваний, где имеют место нейро-сосудистых изменений и воспаление.

Оптимальная истончение черепа представляет собой важный технический шаг, поскольку давление, приложенное к кости должно быть сведено к минимуму, чтобы избежать кровотечения и обеспечить плоское окно черепа. Кровотечение и неравномерное окно черепа может способствовать образованию рубцов и неравномерного восстановления роста кости. Чрезмерное истончение во время первой сессии изображений, перегрев после чрезмерного бурения или лазерного повреждения также может поставить под угрозу ясность сигнала через окно черепа. Последние проблемы могут контролироваться регулярно замены среды ACSF в процессе бурения, охлаждение подготовки, сверление с перерывами, и использование чистых острых инструментов при полировке кости. Дополнительные критические шаги включают (I), фиксацию черепа к оголовье части, чтобы уменьшить движение, связанное с дыханием, (II) RETRо-орбитальное впрыска и надежная видимость всех судов, (III), отображающая область интереса для будущего переселения, и (IV) пре-, пер- и послеоперационный уход в период между сессиями визуализации.

Методология суммированы здесь позволяет исследования с целью оценки эффективности и безопасности лекарственных средств , ориентированных на ЦНС нервно-сосудистых структур, например, молекулы уменьшения или предотвращения амилоидных отложений в паренхиме головного мозга и на судах. Кроме того, продольная двухфотонная микроскопия живого мозга позволяет отслеживать амилоидогенеза и его влияние на neurovasculature на ранних стадиях БА, до появления когнитивного ухудшения. Отсутствие зазора больших амилоидных бляшек может оказывать вредное воздействие на сосудистую систему мозга, усугубляя патофизиологии 17 болезней. Появление новых флуоресцентных красителей жизненно важных для маркировки LEWY тела, synucleopathy, прионные агрегаты, хантингтина агрегаты, поддерживают будущую достижимость neurovasculature REMODELING исследования во время прогрессирования других нейродегенеративных расстройств 18. Эта методика адаптирована к нескольких штаммов мышей , сочетающих красители (SR101, Метокси-X04, декстраны, пектины) и генетические маркеры (thy1YFP, CX3CR1-GFP, NG2-DsRed) для исследования клеточных взаимодействий в естественных условиях , так и в экспериментальных моделях , где структура и функции от neurovasculature отклоняется от нормальной физиологии.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы не имеют конкурирующих финансовых интересов.

Acknowledgments

Авторы хотели бы отметить Ligue Francaise Contre l'Epilepsie (для MA-L), Национальный институт де ла Санте и де-ла-Recherche MEDICALE Грант АВЕНИР R12087FS (для FJ), грант от университета Монпелье (для FJ) и грант от Федерации пур ля Recherche сюр-ле-Cerveau (НМ). Мы признаем техническую помощь Chrystel Lafont на IPAM в естественных условиях основной платформы визуализации объекта Монпелье. Мы также благодарим Мэри Вернов (Weill Cornell Medical College) за вычитку рукописи.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
methoxy-X04 tocris 4920 use 10 mg/kg
FITC-Dextran 70 Kda sigma 46945 use 100 mg/kg
gelfoam/Bloxang Bausch and Lomb
micorsurgical blade surgistar 6900 must be sharp and not dented
povidone-iodine betadine antisceptic solution
binocular stereomicroscope olympus SX10 optimal image contrast is crucial for this procedure
2-photon microscope zeiss Zeiss LSM 710mp
fine scissors-toughcut Fine science tools 14058-09 this scissors are optimized for cutting skin and soft tissue

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Harb, R., Whiteus, C., Freitas, C., Grutzendler, J. In vivo imaging of cerebral microvascular plasticity from birth to death. J Cereb Blood Flow Metab. 33 (1), 146-156 (2013).
  2. Whiteus, C., Freitas, C., Grutzendler, J. Perturbed neural activity disrupts cerebral angiogenesis during a postnatal critical period. Nature. 505 (7483), 407-411 (2014).
  3. Masamoto, K., et al. Microvascular sprouting, extension, and creation of new capillary connections with adaptation of the neighboring astrocytes in adult mouse cortex under chronic hypoxia. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (2), 325-331 (2014).
  4. Marchi, N., Lerner-Natoli, M. Cerebrovascular remodeling and epilepsy. Neuroscientist. 19 (3), 304-312 (2013).
  5. Giannoni, P., et al. Cerebrovascular pathology during the progression of experimental Alzheimer's disease. Neurobiol Dis. 88, 107-117 (2016).
  6. Kimbrough, I. F., Robel, S., Roberson, E. D., Sontheimer, H. Vascular amyloidosis impairs the gliovascular unit in a mouse model of Alzheimer's disease. Brain. 138 (Pt 12), 3716-3733 (2015).
  7. Herzig, M. C., et al. Abeta is targeted to the vasculature in a mouse model of hereditary cerebral hemorrhage with amyloidosis. Nat Neurosci. 7 (9), 954-960 (2004).
  8. Oakley, H., et al. Intraneuronal beta-amyloid aggregates, neurodegeneration, and neuron loss in transgenic mice with five familial Alzheimer's disease mutations: potential factors in amyloid plaque formation. J Neurosci. 26 (40), 10129-10140 (2006).
  9. Liston, C., et al. Circadian glucocorticoid oscillations promote learning-dependent synapse formation and maintenance. Nat Neurosci. 16 (6), 698-705 (2013).
  10. Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice. Nat Protoc. 5 (2), 201-208 (2010).
  11. Klunk, W. E., et al. Imaging Abeta plaques in living transgenic mice with multiphoton microscopy and methoxy-X04, a systemically administered Congo red derivative. J Neuropathol Exp Neurol. 61 (9), 797-805 (2002).
  12. Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. Retro-orbital injections in mice. Lab Anim (NY). 40 (5), 155-160 (2011).
  13. Cao, V. Y., et al. In vivo two-photon imaging of experience-dependent molecular changes in cortical neurons. J Vis Exp. (71), (2013).
  14. Holtmaat, A., et al. Long term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window. Nat Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).
  15. Heppner, F. L., Ransohoff, R. M., Becher, B. Immune attack: the role of inflammation in Alzheimer disease. Nat Rev Neurosci. 16 (6), 358-372 (2015).
  16. Marker, D. F., Tremblay, M. E., Lu, S. M., Majewska, A. K., Gelbard, H. A. A thin-skull window technique for chronic two-photon in vivo imaging of murine microglia in models of neuroinflammation. J Vis Exp. (43), (2010).
  17. Joseph-Mathurin, N., et al. Amyloid beta immunization worsens iron deposits in the choroid plexus and cerebral microbleeds. Neurobiol Aging. 34 (11), 2613-2622 (2013).
  18. Sadowski, M., et al. Targeting prion amyloid deposits in vivo. J Neuropathol Exp Neurol. 63 (7), 775-784 (2004).

Tags

Медицина выпуск 118 нейронаук двухфотонная лазерная микроскопия нейрососудистым пластичность амилоидные отложения разреженных черепа болезнь Альцгеймера
продольный<em&gt; В Vivo</em&gt; Визуализация Cerebrovasculature: Актуальность для заболеваний ЦНС
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Arango-Lievano, M., Giannoni, P.,… More

Arango-Lievano, M., Giannoni, P., Claeysen, S., Marchi, N., Jeanneteau, F. Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases. J. Vis. Exp. (118), e54796, doi:10.3791/54796 (2016).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter