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Immunology and Infection

SILAC Based proteômica Caracterização de exossomas de HIV-1 células infectadas

doi: 10.3791/54799 Published: March 3, 2017

Summary

Aqui, nós descrevemos um método proteómica quantitativa utilizando a técnica de marcação por isótopos estáveis ​​aminoácidos em cultura de células (SILAC) para analisar os efeitos da infecção por HIV-1 em proteomas exosomal hospedeiro. Este protocolo pode ser facilmente adaptado a diferentes células sob condições de stress ou infecções.

Introduction

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Muitas doenças humanas, incluindo infecções virais, estão muitas vezes associados com os processos celulares distintos que ocorrem e em torno das células afectadas. Proteínas, muitas vezes agindo como os efetores celulares finais, mediar estes processos. Análise das proteínas muitas vezes pode fornecer informações valiosas quanto ao ambiente local das células afetadas e ajudar-nos a compreender o mecanismo subjacente da patogênese da doença. Entre as várias técnicas de análise de proteínas, proteômica detém particularmente grande promessa. Como uma ferramenta poderosa, em larga escala, proteómica pode fornecer uma compreensão sistémica de processos celulares, particularmente na área da função e da interacção de proteínas. A análise de proteínas específicas é simplificada através do desenvolvimento de técnicas de marcação, que permitem que os investigadores para monitorar a expressão de componentes celulares, particularmente proteínas, no local da investigação. Embora muitas análises proteomic foram realizados em celularescala proteoma, caracterizações proteômicas em compartimentos subcelulares provaram ser particularmente informativa 1. Isto é exemplificado bem nos estudos de infecção por HIV-1.

Exossomos, 30-100 vesículas de membrana nm secretadas por uma ampla gama de tipos de células 2, 3, são componentes essenciais da comunicação intercelular e de transporte molecular. Eles foram previamente descoberto para desempenhar papéis importantes no processo de VIH-1 de brotamento 4, 5. Ao combinar a análise proteômica com dissecção funcional, descobrimos que exossomos libertados de HIV-1 células infectadas são compostos de uma única e quantitativamente diferentes assinatura proteína e porto moléculas regulatórias que afetam propriedades celulares em células receptoras, incluindo apoptose e proliferação celular 6 vizinho. Os métodos são descritos neste protocolo,nomeadamente SILAC (rotulagem isótopo estável por aminoácidos de cultura de células) 7 com base caracterização proteomic de exossomas a partir do HIV-1 de células infectadas. Abordagens semelhantes podem ser aplicados para entender melhor outros compartimentos subcelulares durante patogênese ajustando o esforço experimental para o compartimento ou fracção de interesse específico e fazer as mudanças necessárias para os procedimentos descritos.

Dado o recente desenvolvimento de métodos de proteômica quantitativos, há muitos a escolher de ao selecionar o método mais eficiente para uma experiência particular. Entre eles estão os iTRAQ com base química (marcas isobáricos para a quantificação relativa e absoluta) 8 eo MRM livre-label (monitoramento de reações múltiplas) 9 técnicas. Ambos os métodos são ferramentas poderosas e são boas opções para configurações específicas. Para um laboratório típico trabalhando principalmente com linhas celulares, no entanto, estes dois métodos têm relativelY custos mais elevados e são mais demorado quando comparado com o método baseado SILAC. SILAC é uma técnica de marcação metabólica com base que incorpora formas isotópicas de aminoácidos não radioactivos de meios de cultura para as proteínas celulares. Tipicamente, as experiências SILAC começar com duas populações de células, por exemplo, infectados e não infectados. Cada um está marcado diferencialmente em seu ambiente isotópica específica até rotulagem completa seja alcançada. Os exossomas marcados destas células são então submetidas a extracção de proteínas. Uma vez extraído, as proteínas marcadas são exosomal analisadas utilizando espectrometria de massa em tandem com cromatograf ia líquida 10. Finalmente, os resultados de espectrometria de massa e as proteínas marcadas são significativamente submetido a análise estatística e bioinformática, bem como para a verificação bioquímica rigorosa. Nossos relatórios de investigação anteriores sugerem que os procedimentos SILAC / exossomo são mais apropriadas para linhas de células do que as células primárias, como linhas celulares são geralmente em umestado de proliferação ativa de marcação isotópica eficiente,

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Protocol

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1. Cultura celular e infecção HIV-1

NOTA: Antes de iniciar experimentos, recomenda-se verificar a viabilidade das células através de coloração com Trypan Blue 11 e sua proliferação através de um ensaio de MTT 12. Também é fundamental para usar o meio SILAC recém-preparado. Várias linhas de células podem ser utilizados, desde que eles se encontram numa fase activamente prolif erativa, e são susceptíveis a infecção por HIV-1, ou a condição de teste de escolha. Neste protocolo, utilize linha de células H9 como o exemplo.

  1. Semente de 2 x 10 células H9 6 em cada balão de cultura de células. Cresça um grupo em 10 ml rotulados meio RPMI 1640 contendo 10% de soro bovino fetal dialisado (FBS), 100 mg / L 13 C 6 L-lisina e 100 mg / L 13 C 6 15 N 4 L-arginina. Cresça o outro grupo não marcado em 10 ml de meio RPMI 1640, com 10% de FBS dialisado, 100 mg / l de L-lisina e 100 mg / l de L-arginina.
  2. Crescer as células por seis duplicações da altura em que as proteínas das células no meio marcado são praticamente completamente marcadas (> 99%) com aminoácidos pesados. Adicionar meio fresco ou alterar meios regularmente (a cada 1-3 dias, dependendo do tipo de célula. Para células H9, mudança de meio cada 3 dias). No final de rotulagem, aumentar o volume de cultura (por exemplo, ~ 30 mL) para acomodar o crescimento de mais células.
    NOTA: Determinar célula exacto tempo de duplicação no início da experiência por meio da coloração com azul de tripano e contagem das células.
  3. Infectar as células marcadas com o HIV-1 NL4-3 utilizando padrão de HIV-1 do protocolo de infecção de 13 durante 48 horas. Incubar as células com quantidades apropriadas de vírus com uma multiplicidade de infecção (MOI) em torno de 0,3. Verifique a infecção por HIV-1 por quantificação de p24 dos sobrenadantes de cultura utilizando um kit de antigénio p24 do VIH-1 ELISA. Executar um teste de imunofluorescência 14 para confirmar a infecção bem sucedida de células. Keep crescendo as células não marcadas não marcado em meio sem infecção VIH-1.
  4. Colheita dos sobrenadantes de ambos os grupos no final da infecção (passo 2.1).

2. exossomo Isolamento

NOTA: Através de uma série de passos de ultracentrifugação, exosomal fracções de sobrenadantes de cultura são enriquecidas 15. Executar todos os passos que se seguem a 4 ° C, com um rotor de ultracentrífuga que pode atingir uma velocidade de, pelo menos, 100.000 x g.

  1. Recolhe-se os sobrenadantes das culturas em tubos cónicos de 50 ml, evitando células. Centrifugar as durante 10 minutos a 300 xg para remover as células restantes.
  2. Recolhe-se os sobrenadantes em novos tubos de 50 ml e centrifugar cónicas-los durante 10 min a 2000 xg para remover as células mortas. Transferência resultante sobrenadantes para tubos comerciais de rotor-compatíveis que são capazes de resistir a ultracentrifugação.
  3. Certifique-se de equilibrar os tubos de ultracentrífuga. Centrifugar os tubos durante 30 min a 10000 xg para removerDetritos celulares.
  4. Recolher os sobrenadantes em tubos de ultracentrífuga e centrifugar por 70 minutos a 100.000 x g. Descartar o sobrenadante.
  5. Ressuspender as ração rica em exossoma em 5 ml de PBS fresco. Transferir as soluções para tubos de ultracentrífuga frescos e centrifugar de novo durante 70 minutos a 100000 x g.
  6. sobrenadantes de descarte. Para armazenar os exossomas a longo prazo, voltar a suspender as pelotas em 50 ul de PBS e armazenar a -80 ° C. Alternativamente, vá diretamente para a extração de proteínas, como mostrado abaixo.

3. Extração de Proteínas e Preparação

  1. Dissolver pelotas exosomal isoladas em 100-200 ul RIPA lise e extração tampão com coquetéis inibidores da protease adicionados. O tampão é composto de Tris-cloridrato 25, cloreto de sódio 150 mM, 1% de NP-40, 1% desoxicolato de sódio, e 0,1% de SDS (dodecilsulfato de sódio), a pH 7,6. Os cocktails de inibidores da protease deverá conter uma variedade de inibidores de protease, tais como aprotinina, bestatina, leupeptin, pepstatina A e EDTA (ácido etilenodiaminotetraacético), que pode inibir uma ampla gama de proteases.
  2. Centrifugar as soluções dissolvidos durante 10 minutos a 13000 xg (4 ° C), e transferir os sobrenadantes para novos tubos compensados ​​microcentrífuga de 1,5 ml.
  3. Quantificar a concentração de proteína de cada amostra de exossomos usando ácido bicincon�ico (BCA) ou um ensaio Bradford 16.
  4. Misturar uma quantidade igual de proteínas (2 ug) a partir de amostras marcadas e não marcadas e executar a mistura em partes iguais num gel de SDS-PAGE a 4-20%, a 120 mA / 200 V durante 30 min.
  5. Gel mancha com Coomassie Blue seguido de descoloração 17.
  6. Usando uma lâmina de barbear, cortar a faixa amostra a partir do gel. Em seguida, corte a pista gel em 10-15 partes iguais. Colocar cada peça em um tubo de microcentrífuga de 1.5 ml fresco para um total de 10-15 tubos.
  7. Imergir cubos em mM NH 4 HCO 3 25 em 50% de acetonitrilo, vórtice, e descartar os sobrenadantes. Repita duas vezes. Secocubos em um concentrador de vácuo 18, 19.
  8. Reidratar cubos com ditiotreitol 10 mM (DTT), vortex e centrifugar brevemente. Incubar a 56 ° C durante 1 h. sobrenadante de descarte.
  9. Mergulhe os cubos de gel em 55 mM de iodoacetamida, vortex e centrifugação. Incubar à temperatura ambiente no escuro durante 45 min. sobrenadante de descarte.
  10. Mergulhe os cubos em 25 mM NH 4 HCO 3, vortex, rotação, e descartar o sobrenadante.
  11. Mergulhe os cubos em mM NH 25 4 HCO 3 em 50% de acetonitrilo, vortex e centrifugação. Repetir 3,9 e 3,10.
  12. Secam-se os cubos de um concentrador de vácuo. Adicionar tripsina modificada de grau de sequenciação de 25 uL em 25 mM NH 4 HCO 3, incubar a 4 ° C durante 30 min, e descartar o excesso de solução. Imergir cubos em mM NH 4 HCO 3 25 sem tripsina, e incubar durante a noite a 37 ° C.
  13. Resumidamente girar cubos para baixo e transferir o péptido resultante adicionalCT para um novo tubo. Adicionar 30 ul de ácido fórmico a 5% em acetonitrilo a 50% para os cubos, vortex durante 30 min, e centrifugação. Combinar o sobrenadante com o extracto. Secam-se os extractos de péptido com um concentrador de vácuo a menos de 5 ul.
  14. Enviar amostras para instalação de núcleo de espectrometria de massa para análise LC-MS / MS. A análise de dados MS, que pode ser gerada a partir de software de código aberto, geralmente inclui um número de registo para cada proteína identificada, rotulados rácios / não marcados eo número de péptidos únicos identificados.

4. Verificação Western Blotting

NOTA: Western blotting é recomendado para verificar os resultados de espectrometria de massa.

  1. Siga os protocolos de mancha ocidental padrão e garantir que as quantidades iguais de proteína de cada grupo são carregados. Use anticorpos contra as proteínas de interesse (por exemplo, anexina A5, cadeia B da lactato desidrogenase) identificados por MS. detecção de transferência de Western, juntamente com Analysi densitometrias, pode reafirmar que a identificação de proteínas MS e quantificação estão corretas.

5. Análise de Dados proteômica

NOTA: A avaliação de qualidade de dados, pré-tratamento de dados, cálculo e determinação de candidatos significativas de proteínas são feitas separadamente para cada MS replicar. Uma vez que análises anteriores são concluídas, os dados analisados de repetições são comparados e combinados 6, 20, 21.

  1. Avaliar a qualidade dos dados de MS.
    1. Em primeiro lugar, LOG2 transformar o SILAC-MS rotulados / rácios não marcados de proteínas quantificados em um programa de planilha.
    2. Na elaboração de gráficos científicos e software estatístico, o grupo dos rácios em 40-100 lixeiras razão e traçar o número de rácios por bin para gerar um histograma. A distribuição normal dos histograma indica boa qualidade de dados MS 6. Faça este passo para todos os MS replica.
  2. Para aumentar a confiança e precisão dos rácios de peptídeos MS, considere remover proteínas que têm menos de dois peptídeos quantificados.
  3. Para determinar os candidatos de proteína significativamente cima e para baixo-regulado, utilize os seguintes passos para calcular limiares de importância 22.
    1. Na elaboração de gráficos científica e de software estatístico, gerar uma regressão não-linear ou de ajuste de curva para os dados da distribuição de frequência. Esta etapa produz valores que podem ser usados ​​para calcular os valores de corte. Calcular os valores de corte em mediana ± 1,96 σ para os limites de confiança de 95% ou 2,56 σ para os limites de confiança de 99%.
      NOTA: Os detalhes específicos do cálculo dos cortes pode ser encontrada em Emmott et al. 22.
    2. Selecionar os candidatos de proteínas cujas proporções são ou maior que 1,96 (ou 2,56) desvios padrão acima da mediana (sobre-expressos de forma significativa) ou menor que 1,96 (ou 2,56) desvios padrão abaixo da mediana (significativamente sub-expresso).
  4. Compare as repetições dos candidatos significativas acima identificado para atingir a consistência. Garantir que cumpram os seguintes critérios para passar esta etapa de seleção final: os candidatos devem ser consistentemente identificados em todas as repetições; e repetições de um candidato deve ser coerente com a sua direcção de regulação (de preferência, pelo menos, 2 de 3 repetições de um candidato deve ser ou regulado para cima ou para baixo-regulado).
  5. Finalize dados para os candidatos que preencham os critérios acima mencionados pela fusão dos dados dos seus repetições.

6. Bioinformatics Verificação e Caracterização

NOTA: As informações existentes genômica e bioinformática oferece uma riqueza de informações para quase todas as proteínas. A mineração de dados e análise bioinformática em que a informação pode ajudar na obtenção de uma grande quantidade de insights sobre a propriedade e as funções dos candidatos significativos. este process é normalmente necessário para projetar adequados a jusante experimentos wet-lab.

  1. Usando seus números de acesso do GenBank ou IDs UniProt, pesquisa nos candidatos em bancos de dados exossomo correntes (Exocarta 23, Evpedia 24) para verificar se as proteínas candidatas tenham sido previamente encontrado em exosome. Esta etapa adiciona uma camada de confiança de que os candidatos são, de facto, em exossomos.
    1. http://www.exocarta.org/ Access, clique em "Consulta" e de entrada ou o nome / número de adesão gene ou proteína. A página de resumo aparecerá e as provas em exosome será mostrado, desde se houver qualquer.
  2. Pesquisa os candidatos contra o HIV-1 e a proteína humana interação com o banco 25. Em alternativa, procure os bancos de dados específicos que podem fornecer informações sobre a interação das proteínas candidatos e a condição de teste.
    1. Acessar o banco de dados no www.ncbi.nlm.nih.gov/RefSeq/HIVInterações. Na data de entrada 'nome de domínio de proteína ", digite os nomes dos candidatos ou números de acesso e clique em pesquisar. Os resultados da pesquisa podem fornecer informações sobre as interações entre o HIV-1 e os candidatos de proteína, e sugerir qual dos candidatos pode ser verdadeiramente HIV-1 associado.
  3. Import GenBank números de adesão, ou UniProt IDs dos candidatos em software de análise de GO (como FunRich, enriquecimento funcional ferramenta de análise 26) e execute o software.
    1. Faça o download do software no http://www.funrich.org/. Após a instalação, abra o software, em análise enriquecimento, clique em "Adicionar conjunto de dados", e fazer o upload da lista de proteína / genes. Em seguida, selecione o tipo de gráfico para visualizar a análise GO.
      Observação: Vá resultados da análise serão visualizados na forma de gráficos de pizza. Este passo nos ajuda a ter uma visão global de associados com os candidatos nas áreas de Processo Biológico (BP), Cellular Componente (CC), e função molecular (MF).
  4. Acesso DAVID em http://david.ncifcrf.gov/ 27, clique no botão "ferramenta de anotação funcional" em seu site. Digite a lista de candidatos, selecionar o "Identificador" do gene, tais como o "UniProt ID", selecione "Lista de Gene" e pesquisa. Os termos enriquecidos GO, p-valores e outros parâmetros podem ser encontrados clicando na página "Resumo de anotação Resultados" na categoria "Gene_Ontology".
  5. Para investigar possíveis interações dos candidatos com outras proteínas, usar banco de dados STRING abertamente acessíveis 28 para elucidar interações proteína-proteína potenciais e possíveis vias bioquímicas.
    NOTA: GO Análise e anotação funcional (Seção 6,3-6,4) também pode ser realizada utilizando o software mais recente STRING.
    1. Acessar o banco de dados no http://string-db.org/. Introduza o ID proteína ou sequência para as s designadoscaixa de earch e selecionar as espécies corretas para análise. Clique em "Procurar". Os resultados lhe dará informações sobre ambas as associações diretas (físicas) e indiretos (funcionais). Os dez melhores jogos conhecidos para o candidato exosomal será exibido e deve ser considerado para seleção de candidatos significativo.
      NOTA: uma grande quantidade de informação associada com os candidatos podem ser analisados ​​usando as etapas acima. Os candidatos mais significativos podem ser escolhidos para posterior análise molecular e bioquímica a jusante.

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Representative Results

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Figura 1A é um fluxograma descrevendo o procedimento de marcação SILAC 21. A fim de purificar os exossomos, as amostras devem ser girado para baixo através de centrifugação. A Figura 1B mostra os passos de purificação exossomo por ultracentrifugação de série 21. Uma vez purificado, os exossomas estão sujeitas a análise proteomic experimental tal como descrito no procedimento.

Figura 2A é um fluxograma para determinar os candidatos significativas de proteínas a partir de dados de proteômica 21. Os candidatos seleccionados são então utilizados para a análise proteómica jusante. A Figura 2B é um exemplo de SILAC histograma mostrando rácios típicos representativos dos resultados de quantificação de proteína (Esta figura foi modificado a partir de Li et al. 6), e na Tabela 1 é umn exemplo de determinar valores de corte para os candidatos significativas 6 destes histogramas relação SILAC. Ao seguir os passos descritos na Seção 6.3, foram calculados os valores de corte para determinar proteínas significativamente para cima ou para baixo-regulados. Neste conjunto de dados representativo, proteínas com uma relação pesado / leve (H / L) acima do valor de corte superior foram considerados como significativamente sobre-regulada, enquanto que proteínas com uma relação / L H abaixo do valor de corte inferior foram considerados como significativamente regulada para baixo . Significativamente proteínas regulamentado candidato seria submetido a uma investigação mais aprofundada.

A Figura 3 mostra os procedimentos gerais de análise bioinformática e de mineração de dados para os candidatos significativas selecionadas. Tabela 2 é um exemplo de mineração de dados que utiliza exossomo e HIV-1 / hospedeiras bancos de dados de interação 6 para reunir informações sobre os candidatos (Este guiaLe foi modificado a partir de Li et al. 6). Pela mineração exosome atual e bancos de dados de interação HIV-1 / hospedeiro, treze dos catorze candidatos foram encontrados para associar exossomos. Cinco fora a catorze candidatos também foram conhecidas por interagir com o HIV-1. Entre eles, quatro candidatos (HSPA4, choque térmico de 70 kDa 4; NUTF2, fator de transporte nuclear 2; PTGES3, prostaglandina E sintase 3; LDHB, cadeia L-lactato desidrogenase B) foram encontrados para associar tanto exosome e HIV-1. Entre HSPA4, NUTF2, PTGES3 e LDHB, única LDHB foi consistentemente sub-expressos na fracção infectada (pesado marcado). Através de uma série de análises, que seleccionado LDHB ser o candidato mais importante, o que poderia ser submetido a um estudo mais aprofundado. As análises proteómica jusante são apresentados na Figura 4. A Figura 4A mostra breves passos de ontologia gene (GO) Análise; A figura 4B apresenta os passos de realização de DAVIanálise D; Figura 4C mostra como realizar análise de rede usando STRING. Figuras 5A, 5B, 5C e são a análise DAVID de um conjunto de catorze proteínas na BP, CC e MF; Figura 5D mostra os dez melhores interagindo parceiros de LDHB; A Figura 5E mostra que a maioria dos parceiros interactuantes de LDHB também estão associados com exossomo e HIV-1. Iniciais resultados da análise DAVID sugeriu que muitos candidatos estão relacionados com a apoptose e, provavelmente, participar de ligação às proteínas. Uma análise mais aprofundada STRING confirmou que a ligação LDHB parceiros também são funcionalmente e Locationally relacionadas com exossomo e HIV-1. Todos estes resultados dão informações valiosas para possíveis investigações a jusante.

figura 1
Figura 1: rotulagem SILAC e purificação exosome utilizando ultracentrifugação diferencial.(A) Dois grupos de células são cultivadas em separado. Um grupo é cultivada em meio marcado por seis duplicações de rotulagem completa. O outro grupo é cultivada no meio não marcado normal para o mesmo período. Em seguida, as células marcadas são infectadas com HIV-1, enquanto que as células não marcadas não são. Finalmente, os exossomas a partir de ambos os grupos são isoladas em paralelo. (B) Os sobrenadantes das amostras (ou pastilhas) utilizados na centrifugação a cada passo são indicados nos tubos de ensaio. As fracções a serem descartados são anotados no lado direito dos tubos de ensaio. A velocidade eo comprimento de cada centrifugação também são mostrados. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2
Figura 2: Passos para validar conjunto de dados de proteômica (s) e determinar pro significativacandidatos tein. (A) Fluxograma de determinar os candidatos significativas de proteínas a partir de conjunto de dados de proteômica (s). Estes quatro passos assegurar selecção fiável dos candidatos significativas. Em primeiro lugar, uma proporção histograma SILAC é traçada para avaliar a qualidade dos dados. Próxima, candidatos menos ideais que podem reduzir a precisão são removidos. Na terceira etapa, os métodos estatísticos são usados ​​para definir limites de significância para os candidatos de proteínas potenciais. Finalmente, os dados replicados dos candidatos significativas são analisadas para a consistência e são mesclados eventualmente. (B) histograma representativas de rácios SILAC. O histograma revelou distribuição simétrica ao longo ratio = 1 (log2 = 0) linha de tendência. Os rácios de log2 transformadas são agrupados em caixas de relação, e o eixo y mostra o número relativo de rácios detectados por escaninho. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 3
Figura 3: procedimentos de mineração bioinformática global de análise e de dados para os candidatos significativos. Os procedimentos contêm mineração exosomal e HIV-1 / acolhimento de dados, caracterização Gene Ontology, análise e previsão DAVID rede. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 4
Figura 4: Passos para executar gene caracterização ontologia, enriquecimento e via analisa. (A) Passos para a realização de ontologia gênica caracterização (GO). Para obter uma visão das funções e localizações subcelulares dos candidatos significativas, os passos para realização de análise GO usando appsoftware ropriate 26 são ilustrados. (B) Passos para executar a análise de enriquecimento GO Term. Para obter informações enriquecimento dos candidatos significativas, breves passos para a realização de análise DAVID são mostrados. (C) Passos para a realização de interação e análise de caminho. Para elucidar possíveis vias e encontrar parceiros funcionais, passos para a realização de interação ou análise de rede de cadeia de caracteres são mostrados. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 5
Figura 5: Representante DAVID e os resultados da análise STRING. Resultados de enriquecimento (A) BP dos catorze candidatos por análise de Davi. processos relacionados com a morte celular são significativamente enriquecida. (B) enrichmen CC resultados t dos catorze candidatos por análise de Davi. Muitas proteínas têm uma origem intracelular. Resultados de enriquecimento (C) BP dos catorze candidatos por análise de Davi. A maioria dos candidatos participar na proteína de ligação. (D) Top ten interagindo parceiros de LDHB identificado por STRING. (E) A maioria dos parceiros LDHB também estão associados com exossomo e HIV-1, o que apoia ainda mais o papel de LDHB em exossomo / HIV-1. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

tabela 1
Tabela 1: cálculo Representante dos valores de corte para perturbação de proteína significativa.

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Tabela 2: Associações entre candidatos SILAC e suas localizações exosomal e interações com HIV-1.

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Discussion

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Nos procedimentos descritos no presente documento, demonstramos a aplicação da técnica SILAC para investigar o efeito de infecção por HIV-1 no proteoma exosomal hospedeiro. Inicialmente, as células infectadas e não infectadas com HIV-1 são diferencialmente marcado com isótopo. Os exossomas marcados diferencialmente são então purificados antes de realizar a extracção de proteínas. Em seguida, a espectrometria de massa em tandem com cromatograf ia líquida é utilizada para analisar o proteoma exosomal. Finalmente, os dados de espectrometria de massa resultante e proteínas potencialmente candidatos são submetidos a estatística e bioinformática analisa antes dissecções bioquímicos jusante.

As etapas críticas em todo o protocolo precisa ser seguido para alcançar resultados otimizados. Nas fases iniciais do protocolo, rotulagem SILAC pode ser afectada pelo tipo de células e o meio de marcação. As células saudáveis ​​e altamente proliferativas deve ser utilizado para obter uma elevada eficiência de rotulagem. Criticamente, a rotulagem medium deve ser preparada utilizando soro dialisado fetal bovino (FBS) em vez de FBS regular. FBS dialisado está esgotado de aminoácidos e péptidos e é, por isso, menos susceptível de interferir com a rotulagem SILAC. Deve, contudo, notar-se que o soro dialisado pode não ser adequado para algumas linhas de células, especialmente células primárias. crescimento normal no meio com FBS dialisados ​​deve ser confirmado antes de empregar a estratégia SILAC. Além disso, utilizando marcação isotópica "pesada" duplo (13 C 6 L-lisina e 13 C 6 15 N 4 L-arginina) em vez de utilizar 13 C 6 L-lisina isoladamente, pode aumentar o número de péptidos quantificados na espectrometria de massa análise. O número mínimo de células necessárias para a análise do proteoma subsequente sucesso depende de muitos factores, tais a sensibilidade do espectrómetro de massa, a massa de cada célula, e proteoma alvo (proteínas modificadas proteoma todo ou pós-traducionais). Com base nas nossas conclusões, nós recomendamos dez milhões de células como um valor inicial na avaliação do número apropriado de células necessário para a espectrometria de massa.

exossomo isolamento a partir de sobrenadantes de cultura de células pode ser melhorada pela adição de um passo de filtração como se segue. Para a suspensão de células, um passo inicial de centrifugação a 200 xg durante 10 min é feito para remover as células em suspensão no sobrenadante, seguido por filtração através de um filtro de 0,22? M 29, 30. Para as células aderentes, o sobrenadante pode ser obtida directamente a partir da cultura e filtrou-se da mesma maneira. A filtração é um passo crítico para a separação de exossomas a partir de materiais contaminantes, tais como pequenas moléculas e péptidos. Os exossomas podem então ser isolado a partir do sobrenadante utilizando o método de ultracentrifugação clássica, ou utilizando reagentes comercialmente disponíveis kits de isolamento de exossoma. A pureza do exossomo pode ser verificada por meio de nanopartianálise de rastreamento cle ou microscopia eletrônica 31.

Uma vez que o HIV-1 virions são tipicamente semelhante em tamanho ao exossomas, eles podem contaminar exossomas purificados a partir de amostras de HIV-1 infectadas. Em telas proteomic, potenciais contaminantes virais podem ser filtradas para fora através da limitação da busca de banco de dados apenas para proteínas humanas. Outras técnicas de isolamento utilizando metodologias estabelecidas tais como o iodixanol gradientes de densidade e de isolamento por imunoafinidade pode também ser usado para separar os viriões de HIV-1 a partir de exossomas 32, 33.

Em seguida, discutimos algumas sugestões para garantir a análise de dados confiável para identificar candidatos potencialmente significativas, uma vez resultados MS são obtidos a partir de exossomos isoladas. No passo inicial da análise, a razão de histograma SILAC deve seguem uma distribuição normal. Se a distribuição dos dados é inclinado numa direcção em particular, o leitor será necessário para determinar the causar antes de prosseguir com a análise. Por exemplo, as amostras marcadas e não marcadas não pode ter misturado em proporções iguais. Além disso, alguns péptidos podem não ter pesada / leve valores da relação SILAC, e deve ser eliminado a partir dos potenciais candidatos de proteína. Após candidatos são seleccionados, de software e bases de dados pode ser utilizada para verificar o enriquecimento exossomo, interacções com as condições de ensaio, e as vias possíveis. As interacções entre as proteínas candidatos e condição de teste deve ser extraído através de bancos de dados específicos antes da análise bioinformática. Para bioinformática caracterizações, anotações ontologia gene podem ser identificados utilizando diversos softwares e bancos de dados,

A técnica empregada aqui SILAC oferece uma abordagem sistemática e simples de analisar exosomal acolhimento proteoma. A maioria dos laboratórios biomédicos seria capaz de adotar os procedimentos com equipamento adicional mínimo e custo extra. A técnica SILAC, no entanto, é principalmente desassinado para estudos utilizando linhas de células. Como tal, outros métodos podem ter de ser utilizados para estudar amostras biológicas diferentes. Por exemplo, o método isento de etiqueta MRM (múltiplos de monitorização de reacção) pode ser utilizado para quantificação direccionada de proteínas e peptídeos em amostras clínicas 9, 34. Enquanto no caso da determinação do teor de proteína a partir de vários estudos, a técnica SILAC também pode ser utilizado para investigar duas ou mais amostras. O método de marcação química iTRAQ (marcas isobáricos para a quantificação relativa e absoluta) ou baseado em TMT (tag de massa em tandem) métodos permitem muito maior multiplexação e seria melhor adequado para várias amostras.

O procedimento aqui descrito não se limita a caracterização proteomic de exossomas a partir do HIV-1 de células infectadas. Com modificações, ele pode ser adaptado para analisar exossomas sob uma ampla gama de condições de teste e de stress tais como infecção bacteriana, infecção virai, e radiation. É igualmente apropriado para o estudo de outros compartimentos subcelulares.

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Acknowledgments

Este trabalho foi apoiado por um suplemento de ARRA ao tempo de vida / Tufts / Brown CFAR, P30AI042853-13S1, NIH P20GM103421, P01AA019072, R01HD072693 e K24HD080539 a BR. Este trabalho também foi apoiado por expectativa de vida Fundo Pilot Research (# 701- 5857), Rhode Island Medical Foundation Grant Research (# 20.133.969) e NIH COBRE URI / RIH Pilot Research Grant (P20GM104317) para ML. Agradecemos James Myall e Vy Dang para obter ajuda com a preparação do manuscrito e figura.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
H9 cell line ATCC HTB-176
Trypan Blue Thermo Fisher 15250061
MTT assay kit Thermo Fisher V13154
Dialyzed fetal bovine serum (FBS) Thermo Fisher 26400044
SILAC Protein Quantitation Kit – RPMI 1640 Thermo Fisher 89982 DMEM version (89983)
L-Arginine-HCl, 13C6, 15N4 for SILAC Thermo Fisher 88434
L-Lysine-2HCl, 13C6 for SILAC Thermo Fisher 88431
HIV-1 NL4-3 NIH AIDS Reagent Program 2480
Alliance HIV-1 p24 Antigen ELISA kit PerkinElmer NEK050001KT
Refrigerated super-speed centrifuge Eppendorf 22628045
Refrigerated ultracentrifuge Beckman Coulter 363118 Should be able to reach 100,000 x g
50 mL Conical Centrifuge Tubes Thermo Fisher 14-432-22
Ultracentrifuge Tubes Beckman Coulter 326823
SW 32 Ti Rotor Beckman Coulter 369694
RIPA buffer Thermo Fisher 89900
Protease Inhibitor Cocktails Thermo Fisher  78430
ThermoMixer  Eppendorf 5384000020
BCA Protein Assay Kit  Thermo Fisher 23250
Spectrophotometer Biorad 1702525
SDS PAGE Gel apparatus Thermo Fisher EI0001
Novex 4-20% Tris-Glycine Mini Gels Novex XV04200PK20
Gel staining reagent Sigma Aldrich G1041
Sequencing Grade Modified Trypsin Promega V5111
SpeedVac Concentrator Thermo Fisher SPD131DDA
Antibody to human annexin A5 Abcam ab14196
Antibody to human lactate dehydrogenase B chain Abcam ab53292
Graphing and Statistical Software Systat  SigmaPlot  Or GraphPad Prism
Quantitative proteomics software suite Max Planck Institue of Biochemistry Maxquant 
Software and databases Various vendors Refer to main text for details

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References

  1. Kowal, J., et al. Proteomic comparison defines novel markers to characterize heterogeneous populations of extracellular vesicle subtypes. Proc Natl Acad Sci U S A. 113, (8), 968-977 (2016).
  2. Schorey, J. S., Bhatnagar, S. Exosome function: from tumor immunology to pathogen biology. Traffic. 9, (6), 871-881 (2008).
  3. Thery, C., Ostrowski, M., Segura, E. Membrane vesicles as conveyors of immune responses. Nat Rev Immunol. 9, (8), 581-593 (2009).
  4. Booth, A. M., et al. Exosomes and HIV Gag bud from endosome-like domains of the T cell plasma membrane. J Cell Biol. 172, (6), 923-935 (2006).
  5. Van Engelenburg, S. B., et al. Distribution of ESCRT machinery at HIV assembly sites reveals virus scaffolding of ESCRT subunits. Science. 343, (6171), 653-656 (2014).
  6. Li, M., et al. Quantitative proteomic analysis of exosomes from HIV-1-infected lymphocytic cells. Proteomics. 12, (13), 2203-2211 (2012).
  7. Ong, S. E., et al. Stable isotope labeling by amino acids in cell culture, SILAC, as a simple and accurate approach to expression proteomics. Mol Cell Proteomics. 1, (5), 376-386 (2002).
  8. Ross, P. L., et al. Multiplexed protein quantitation in Saccharomyces cerevisiae using amine-reactive isobaric tagging reagents. Mol Cell Proteomics. 3, (12), 1154-1169 (2004).
  9. Anderson, L., Hunter, C. L. Quantitative mass spectrometric multiple reaction monitoring assays for major plasma proteins. Mol Cell Proteomics. 5, (4), 573-588 (2006).
  10. Ong, S. E., Mann, M. Stable isotope labeling by amino acids in cell culture for quantitative proteomics. Methods Mol Biol. 359, 37-52 (2007).
  11. Strober, W. Current Protocols in Immunology. John Wiley & Sons, Inc. (2001).
  12. Verma, A., et al. Evaluation of the MTT lymphocyte proliferation assay for the diagnosis of neurocysticercosis. J Microbiol Meth. 81, (2), 175-178 (2010).
  13. Cepko, C., Pear, W. Retrovirus infection of cells in vitro and in vivo. Curr Protoc Mol Biol. Chapter 9 Unit9.14 (2001).
  14. Lennette, E. T., Karpatkin, S., Levy, J. A. Indirect immunofluorescence assay for antibodies to human immunodeficiency virus. J Clin Microbiol. 25, (2), 199-202 (1987).
  15. Thery, C., Amigorena, S., Raposo, G., Clayton, A. Isolation and characterization of exosomes from cell culture supernatants and biological fluids. Curr Protoc Cell Biol. Chapter 3 Unit 3 22 (2006).
  16. Olson, B. J. S. C., Markwell, J. Current Protocols in Protein Science. John Wiley & Sons, Inc. (2001).
  17. Gauci, V. J., Padula, M. P., Coorssen, J. R. Coomassie blue staining for high sensitivity gel-based proteomics. J Proteom. 90, 96-106 (2013).
  18. Soldi, M., Bonaldi, T. The ChroP approach combines ChIP and mass spectrometry to dissect locus-specific proteomic landscapes of chromatin. J Vis Exp. (86), (2014).
  19. Trompelt, K., Steinbeck, J., Terashima, M., Hippler, M. A new approach for the comparative analysis of multiprotein complexes based on 15N metabolic labeling and quantitative mass spectrometry. J Vis Exp. (85), (2014).
  20. Li, M., et al. Stem-loop binding protein is a multifaceted cellular regulator of HIV-1 replication. J Clin Invest. 126, (8), 3117-3129 (2016).
  21. Li, M., Ramratnam, B. Proteomic Characterization of Exosomes from HIV-1-Infected Cells. Methods Mol Biol. 1354, 311-326 (2016).
  22. Emmott, E., Goodfellow, I. Identification of protein interaction partners in mammalian cells using SILAC-immunoprecipitation quantitative proteomics. J Vis Exp. (89), (2014).
  23. Keerthikumar, S., et al. ExoCarta: A Web-Based Compendium of Exosomal Cargo. J Mol Biol. 428, (4), 688-692 (2016).
  24. Kim, D. K., et al. EVpedia: a community web portal for extracellular vesicles research. Bioinformatics. 31, (6), 933-939 (2015).
  25. Fu, W., et al. Human immunodeficiency virus type 1, human protein interaction database at NCBI. Nucleic Acids Res. 37, Database issue 417-422 (2009).
  26. Pathan, M., et al. FunRich: An open access standalone functional enrichment and interaction network analysis tool. Proteomics. 15, (15), 2597-2601 (2015).
  27. Huang da, W., Sherman, B. T., Lempicki, R. A. Systematic and integrative analysis of large gene lists using DAVID bioinformatics resources. Nat Protoc. 4, (1), 44-57 (2009).
  28. Szklarczyk, D., et al. The STRING database in 2011: functional interaction networks of proteins, globally integrated and scored. Nucleic Acids Res. 39, Database issue 561-568 (2011).
  29. Thery, C., Amigorena, S., Raposo, G., Clayton, A. Isolation and characterization of exosomes from cell culture supernatants and biological fluids. Curr Protoc Cell Biol. Chapter 3 Unit 3.22 (2006).
  30. Lobb, R. J., et al. Optimized exosome isolation protocol for cell culture supernatant and human plasma. J Extracell Vesicles. 4, 27031 (2015).
  31. Webber, J., Clayton, A. How pure are your vesicles. J Extracell Vesicles. 2, (2013).
  32. Cantin, R., Diou, J., Belanger, D., Tremblay, A. M., Gilbert, C. Discrimination between exosomes and HIV-1: purification of both vesicles from cell-free supernatants. J Immunol Methods. 338, (1-2), 21-30 (2008).
  33. Chertova, E., et al. Proteomic and biochemical analysis of purified human immunodeficiency virus type 1 produced from infected monocyte-derived macrophages. J Virol. 80, (18), 9039-9052 (2006).
  34. Nikolov, M., Schmidt, C., Urlaub, H. Quantitative mass spectrometry-based proteomics: an overview. Methods Mol Biol. 893, 85-100 (2012).
SILAC Based proteômica Caracterização de exossomas de HIV-1 células infectadas
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Cheruiyot, C., Pataki, Z., Williams, R., Ramratnam, B., Li, M. SILAC Based Proteomic Characterization of Exosomes from HIV-1 Infected Cells. J. Vis. Exp. (121), e54799, doi:10.3791/54799 (2017).More

Cheruiyot, C., Pataki, Z., Williams, R., Ramratnam, B., Li, M. SILAC Based Proteomic Characterization of Exosomes from HIV-1 Infected Cells. J. Vis. Exp. (121), e54799, doi:10.3791/54799 (2017).

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