Abstract
Erweiterte electroencephalographic Analysetechniken, die hohe räumliche Auflösung, einschließlich der elektrischen Quelle Bildgebung und Maßnahmen der Netzwerkkonnektivität, sind für eine wachsende Vielfalt von Fragen in den Neurowissenschaften. Die Durchführung dieser Arten von Analysen in einem Nagetiermodell erfordert eine höhere Elektrodendichte als herkömmliche Schrauben Elektroden erreichen können. Während höhere Dichte electroencephalographic montages für Nagetiere existieren, sind sie nur begrenzt verfügbar , um die meisten Forscher sind für wiederholte Versuche nicht robust genug , um über einen längeren Zeitraum oder in narkotisierten Nagetiere. 1-3 A vorgeschlagen Low-Cost zu verwenden begrenzt Verfahren zur Herstellung eines dauerhaften, High-count, transkranielle Elektrodenanordnung der Konstruktion von bilateral implantierbaren Kopfbedeckungen aus als Mittel untersucht fortgeschrittene Elektroenzephalogramm bei Mäusen oder Ratten-Analysen durchführen.
Verfahren zur Herstellung Kopfbedeckung und der chirurgischen Implantation necessary hohes Signal-Rausch, niederohmigen electroencephalographic und elektromyographische Signale dargestellt werden zu produzieren. Während die Methodik in beiden Ratten und Mäusen nützlich ist, konzentriert sich dieses Manuskript auf die anspruchsvollere Implementierung für die kleineren Maus Schädel. Frei bewegliche Mäuse werden nur über einen gemeinsamen Adapter während der Aufnahme zu Kabel gebunden. Eine Version dieses Elektrodensystem, das 26 elektroenzephalographischen Kanäle und 4 elektromyographischen Kanäle enthält, ist unten beschrieben.
Introduction
Neuronale Aktivität kann mit verschiedenen Ebenen der Granularität von mikroskopischen (individuelle Aktionspotentiale) aufgezeichnet extrazellulär werden, um mesoskopischen (lokale Feldpotentiale) bis hin zu makroskopischen (Elektroenzephalogramm). Diese Gehirnwellen-Spuren sind klassisch im Frequenzbereich analysiert, um Verhaltens-, neurophysiologischen oder elektro Zustände charakterisieren. Dies kann mit einem einzigen Biopotential, 4 aber sparse Dichte EEG - Aufzeichnungen durchgeführt werden kann die räumliche Komponente neuronaler Aktivität lösen. Moderne Elektroenzephalogramm Analyse stützt sich auf mehrere Elektroden detaillierte Karten von räumlich - zeitlichen Verteilung der kortikalen Aktivität zu produzieren , um diese Tätigkeit mit bestimmten psychologischen Bedingungen und physiologischen Prozesse zu korrelieren. 5-7 Zwei der häufigsten verwendeten Analysekategorien , die hohe Dichte EEG - Montagen sind elektrische Quelle Bildgebung und neuronale Netzwerk - Konnektivität Maßnahmen. 8-11
12-15 Da EEG hohe zeitliche Auflösung hat, EEG - Studien Echtzeitauswertung von ERPs erlauben und EPs sowie zeitlich präzise Post - hoc - Analyse. 3,11 12
Verknüpfen von kognitiven Zuständen und Funktionen mit dem Zusammenspiel von Schwingungen auf das Elektroenzephalogramm gesehen ist das ultimative Ziel der verschiedenen Maßnahmen der neuronalen Netzwerk-Konnektivität. Zahlreiche Studien haben die Synchronisierung und Phasenverriegelung von Schwingungen zwischen verschiedenen Gehirnregionen mit bestimmten Zuständen der Erregung, Aufmerksamkeit und Aktion zugeordnet werden angezeigt. 6,13,14,16-19
Quelle Lokalisierung und Netzwerkanalysen von EEG-Signalen mit Studien am Menschen stammen, aber Untersuchungen über die neuronalen Grundlagen für diese Signale notwendigerweise Tiermodelle einzubinden, da sie invasive Techniken erfordern, die sonst unmöglich sind beim Menschen. Um diese Analysen in Nagetiermodellen wird ein Verfahren zur Erfassung hoher Dichte EEG-Signale in ein Nagetier Gehirn zu replizieren benötigt. Während andere Gruppen hochdichte Mikroelektroden-Arrays für die in Mäusen Gebrauch konstruiert haben, sind solche Ansätze der begrenzten Verfügbarkeit der Forscher ohne Zugang zu nanofabrication Einrichtungen sind nicht robust genug für wiederholte Versuche über einen längeren Zeitraum oder in anästhesierten verwenden begrenzt Mäuse. 1-3,7 Eine kostengünstige Alternative Protokoll für chronische hoher Dichte Konstruktion, transkranielle Elektrode array ist hier gezeigt.
Die Signalerfassung hier beschriebene Ansatz ist nicht auf EEG beschränkt, sondern umfasst elektromyographische (EMG) Signale. Erwerb von EMG-Signale kann ein komplementärer Ansatz für die Definition Verhaltenszustand und ist besonders nützlich für Schlafstudien. Dieser Ansatz bietet eine Zwischen zwischen teuren, ultra-hoher Dichte intrakraniellen Gitter und die begrenzten Bleizahlen möglich mit herkömmlichen Schraubenelektroden, die für erweiterte Analyseansätze unzureichend sind. Das Kopfstück-Design ist einfach aufgebaut und erschwinglich für Hochdurchsatz-Studien. Die Nutzung dieser Erfassungssystem in Verbindung mit verschiedenen genetischen oder pharmakologischen Manipulationstechniken in Nagetiermodellen helfen, die Mechanismen der kortikalen Schwingungserzeugung, Verhaltens Abweichungen von der wahren genotypische Unterschiede erkannt werden kann, Quellenlokalisierung von ERPs und EPs, und groß angelegte Netzwerk-Kommunikation.
Protocol
Die Studien in dieser Untersuchung durchgeführt wurden, in Übereinstimmung mit den National Institutes of Health Guide für die Pflege und Verwendung von Labortieren und von der Institutional Animal Care und Use Committee an der University of Pennsylvania genehmigt.
1. Überträger Design und Konstruktion
- Entfernen Sie jede achte Reihe von Stiften von der 2 x 50-Pin-Ziegel von einer 100 Position Aufnahmeverbinder mit einer Pinzette durch den Aufnahmebereich des Stiftes durch den Kunststoff Ziegel drücken.
Hinweis: Pins nach unten weis wird die Ausrichtung, die für den Rest des Protokolls verwiesen wird. (Beachten Sie dies speziell in 2.6). - Decken Sie die Stifte mit einer sehr dünnen Schicht Nagellack zu isolieren und der Nagellack vollständig trocknen lassen.
- Entfernen Sie den Nagellack von den Spitzen der Stifte mit Aceton und einem kleinen Tuch.
- Schneiden Sie die überschüssige Kunststoff des 2 x 7 ist mit einer Rasierklinge oder Drahterodieren pLiers. Dies wird in 2 x 7 Ziegel führen, die entlang der Länge der Stifte und exponiert an der Stiftspitze isoliert sind. Diese wird schließlich die transkranielle EEG-Elektroden. Zwei 2 x 7 Ziegel sind notwendig für eine vollständige chronischen Elektrodenanordnung (1A).
- Schneiden Sie zwei 1 x 2-Pin-Ziegel für EMG Signalaufzeichnung. Verwenden Sie den gleichen Prozess der Entfernung von unerwünschten Stifte mit einer Pinzette und das überschüssige Kunststoff Wegschneiden der 1 x 2 Ziegelsteine zu erstellen. Stellen Sie sicher , dass diese 1 x 2 ist eine glatte Seite , um sie aus der ursprünglichen 100 Position Buchse haben , wie dieser Abstand die Standard - Stiftabstand für jedes Kopfstück werden wird so ein einzelner Adapter für alle Kopfbedeckungen (Abbildung 1A) arbeiten.
- Verwenden Sie 2-Komponenten - Epoxy die 1 x 2 - Pin - Stück mit dem 2 x 7 - Pin Stück (1D) zu befestigen.
- Da beide Sätze von Stiften in der gleichen Ausrichtung sein müssen, epoxy die 1 x 2 auf der lateralen Seite der beiden Hälften des Kopfstücks mit den glatten Seiten der 1 x 2 und 2 x7 miteinander in Kontakt. Richten Sie die 1 x 2 Pinholes und Stifte mit den posterior-most 2 Reihen von Stiften auf der 2 x 7.
Anmerkung: Die beiden Hälften des Kopfstücks nicht miteinander epoxiert. Dies ermöglicht eine Flexibilität in den beiden Hälften des Kopfstücks Adapter zur leichteren Verbindung während Gewöhnung und während Versuchstage (Figur 1E). - Lassen Sie die Kopfbedeckung Hälften über Nacht heilen. Nach der Fertigstellung wird das Kopfstück bilateral symmetrisch. Jede Hälfte besteht aus einem 2 x 7-Pin Backstein mit einem seitlich angebrachten 2 x 1 Stift Ziegel, die mit dem hinteren höchstens 2 Zeilen der 2 x 7-Pin Ziegel entspricht.
- Da beide Sätze von Stiften in der gleichen Ausrichtung sein müssen, epoxy die 1 x 2 auf der lateralen Seite der beiden Hälften des Kopfstücks mit den glatten Seiten der 1 x 2 und 2 x7 miteinander in Kontakt. Richten Sie die 1 x 2 Pinholes und Stifte mit den posterior-most 2 Reihen von Stiften auf der 2 x 7.
- Bereiten Sie Drähte für EMG Signalaufzeichnung. Einzelstrang, 31 G Perfluoralkoxy-isolierte Silberdraht wird für EMG - Signal - Aufzeichnung (1D) verwendet. Jedoch kann vielsträngigen oder andere Metallverdrahtung substituiert sein, falls gewünscht.
- So erstellen Brust-EMG Drähte nehmen ein 3,0 cm langes Stück Perfluoralkoxy isolierten Silberdraht und remove 1 cm von der Kunststoffisolierung von einem Ende mit einer Rasierklinge. Wickeln Sie das nicht isolierte Draht um eine Pinzette zweimal. Entfernen Sie den Draht aus der Pinzette und entfernen 25 mm Isolierung auf dem nicht geschleift Ende mit einer Rasierklinge.
- zervikalen EMG Drähte, wiederholen Sie den Vorgang mit einem 1,5 cm-Segment Draht zu konstruieren. Zwei zervikalen EMG Drähte und zwei Brust-EMG Drähte werden für einen kompletten Kopfstück benötigt.
- Entfernen Sie den seitlichen Stift in der am weitesten vorderen Reihe der beiden Kopfbedeckungen, die zu einer stereotaktischen Koordinaten von 3,3 mm vor der Bregma und 2,3 mm lateral von Bregma entspricht, da kein Gehirn unterhalb dieser Stelle ist als 20 durch eine Maus Gehirnatlas bestimmt (Abbildung 2A).
- Auf beiden Kopfstück Hälften, schneiden Sie die Stifte der 1 x 2 Ziegelstein auf den Kunststoffboden des Kopfstücks mit einem Paar Drahtschneider (3,0 mm von der Spitze des Stiftes) und der Hals EMG Draht an den vorderen Stift löten und der Brust EMG posterioren pim.
- Überprüfen Sie, dass jeder Stift elektrisch isoliert ist. Führen Sie eine Durchgangsprüfung mit einem Digitalmultimeter durch die beiden Leitungen des Voltmeters an verschiedenen Pins, während in der Kontinuität Modus verbindet. Galvanisch getrennte Stifte nicht ein akustisches Signal mit diesem Multimeter-Test erzeugen; jedoch elektrisch gekoppelt Stifte werden. Decken Sie die Lötstellen mit Nagellack und einmal trocken, biegen Sie die EMG Drähte, so dass sie parallel zu den vorderen / hinteren Achse mit minimaler seitlicher Verschiebung sind.
- Trim Stifte zu einer relativen Länge, so dass sie zusammenpassen, das Oberflächenprofil des Gehirns.
- Mit dem aide einer Maus Gehirnatlas, Oberfläche Rekord ventralen Abstand zu Gehirn von Bregma für jeden Stift zu koordinieren. 20 Der Stift , dessen ventralen Abstand von Bregma ist die größte wird als Indikator für Pin Trimmen dienen. Dieser Stift wird nicht beschnitten werden , während alle anderen Stifte werden in Bezug auf diese maximale ventralen Distanzstift (Tabelle 1 geschnitten werden).
Hinweis: Die Pins werden kann geschliffen auf die richtige Größe, aber es muss die Stifte des Kopfstücks zu biegen kann vorsichtig als die Reibung zwischen dem Stift und der Schleifscheibe erfolgen verursachen. Wenn ein Stift verbogen ist, verwenden Pinzette es zu begradigen. Eine Alternative zu den Stiften Abschleifen auf Länge ist sie mit einem Paar Drahtschneider zu trimmen.
- Mit dem aide einer Maus Gehirnatlas, Oberfläche Rekord ventralen Abstand zu Gehirn von Bregma für jeden Stift zu koordinieren. 20 Der Stift , dessen ventralen Abstand von Bregma ist die größte wird als Indikator für Pin Trimmen dienen. Dieser Stift wird nicht beschnitten werden , während alle anderen Stifte werden in Bezug auf diese maximale ventralen Distanzstift (Tabelle 1 geschnitten werden).
- Decken Sie alle der Stiftspitzen mit einer Silberlösung eine Silberlösung Stift und trocknen lassen. Dieser Schritt verringert Elektrodenimpedanzen ≤30 kOhm, die das Signal-Rausch-Verhältnis erhöht, und eliminiert gleichzeitig die Ecken und Kanten von dem Stift verursacht Trimmen daher die Chancen von Gewebeschäden verringert und Erholung von der Operation beschleunigt wird. Ein ausgefülltes Kopfbedeckung Hälfte wiegt etwa 0,5 g.
2. Adapter Aufbau und Kanalzuordnung
- Schneiden Sie die Verbindungsdrähte eines 36 Position doppelreihig Male Nano-Miniatur-Steckverbinder auf eine einheitliche Länge von 2 oder 3 cm mit einer Rasierklinge. Für jeden Draht, stAbzocke 2,5 mm Isolierung vom Ende und Zinn die freiliegenden Metall für jeden Draht. Stellen Sie sicher, wenn eine einzige, dünne Strähne aus verzinnten Draht für jeden Nano Adapter Draht zu haben, Verzinnen, da dies von entscheidender Bedeutung ist Pins zu isolieren. Snip die abisoliert mit Drahtschneider (1C) aus.
- Erstellen Sie einen passenden Stecker / Stecker auf dem Kopfstück mit der Conn-Streifen Header 2 x 50 Cut zwei 2 x 7 ist und zwei 2 x 1 der aus einem 2 x 50 Ziegel. Entfernen Sie unerwünschte Stifte von der 2 x 50 Ziegel von einem der Steckerstifte abbrechen, und drücken Sie dann die ungebrochene zweiten Hälfte des gleichen Stückes aus dem Stecker mit einer Pinzette (Abbildung 1B).
Hinweis: Die eine Seite dieser Stifte dienen als Adapterstifte in jedem Kopfstück zu stecken, während die andere Hälfte wird auf die verzinnten Nanoverbindungsdrähte angelötet werden. Achten Sie darauf, die flachen Kunststoff-Kanten der 2 x 1 und 2 x 7 berührend zu haben richtige Paarung der Stecker / Stecker-Stecker mit dem Kopfstück in Schritt erstellt zu garantieren1. - Lötzinn auf einem der Boden / Referenzdrähte aus dem Nano-Anschluss auf den gewünschten Masse / Referenzstift. Boden und Referenzdrähte sind auf dem RHD2132 Verstärkerchip miteinander verbunden. Verwenden Sie ausschließlich den Stift, der 0,60 mm vor Bregma und 1,00 mm seitlich von Bregma sowohl als Referenz und Boden. (Linke Kopfstück, medialen Stift der dritten vordersten Reihe, jedoch könnte jede andere Stift zugeordnet werden , wenn bevorzugt, Figure 2.) Man beachte , dass es möglich ist , Boden zu trennen und Referenz auf dem Verstärkerchip durch den 0Ω Widerstand zu entfernen , die Masse bindet und Referenz zusammen, wenn die beiden Trenn gewünscht wird.
- Löten Sie die verzinnten Nanoverbindungsdrähte auf der gleichen Seite der Stecker / Stecker-Anschlüsse als Grund / Referenzstift-Verbindung. Jeder Draht Karten auf einen bestimmten Kanal, so kann Kanal-Setup zu diesem Zeitpunkt abgeschlossen sein. Kanalkartendiagramme für die Verstärker headstages sind am Open Ephys Wiki-Website gefunden (https://open-ephys.atlassian.net/wiki/display/OEW/Home). Löten Sie den entsprechenden Draht, dessen Kanal mit dem entsprechenden Stift bekannt, dass die gewünschte Abbildung zu erzielen.
- Schneiden Sie nicht benutzten Adern an der Basis des Nano Stecker mit den Drahtschneider.
- Mit einem Voltmeter, um sicherzustellen, dass jeder Stift von allen anderen Pins elektrisch isoliert ist. Nach Isolierung bestätigt wird, gelten um jede Lötstelle eine dünne Schicht Nagellack weiter jeden Stift isolieren.
- Unter Verwendung von 2-Komponenten-Epoxy, verstärken die passende Nano-Adapter an den bilateralen 2 x 7 und 2 x 1 Stifte an den Stecker-Stecker Ziegeln.
Hinweis: Es wird auf diese einzelnen Adapter zwei Hälften, die den Stift Anordnung der Kopfbedeckung Hälften passen zuvor erstellt haben. Es ist entscheidend, um sicherzustellen, dass der mittlere Abschnitt jeder Hälfte des Adapters nicht überschüssiges Epoxidharz hat die Kunststoffkante der Stecker / Stecker-Stecker überfüllt, da diese beiden Hälften des Aufsatzes in gleichzeitig angeschlossen verhindert werden. Es darf kein Epoxid auf der Unterseite des Pin-Adapter por fließention des Adapters, da dies würde auch verhindern, dass richtigen Verbindungen. Verwenden Sie die 2 Kopfstück Hälften als Form für die richtige Steckerstift Ausrichtung. - Epoxy beide Hälften des Adapters und Epoxy die Basis des Nano-Anschluss seiner Haltbarkeit zu erhöhen. Achten Sie darauf, alle Lötstellen mit Epoxy abzudecken. Lassen Sie den Adapter Heilung über Nacht.
- Bestätigung der richtigen Kanalzuordnung kann unter Verwendung von Impedanzmessungen durchgeführt in der Open-Ephys grafische Benutzeroberfläche (GUI). Ein ausgefülltes Adapter wiegt ca. 1,3 g (1F).
3. Chirurgie
- Bereiten Sie einen sterilen OP - Bereich.
- Tragen Sie sterile Handschuhe und andere persönliche Schutzausrüstung erforderlich. Sterilisieren Werkzeuge in einem Autoklaven. Sterilisieren Sie den stereotaktischen Rahmen mit einer 1,0 mM Chlordioxid-Lösung. Sprühen Sie die Lösung auf den Rahmen und warten Sie 5 Minuten, bevor sie mit sterilem Wasser gespült.
- Um sterilisieren implantierbare headpIECE Teile, sprühen die Komponenten mit einem 1,0 mM Chlordioxid-Lösung und 5 min warten, bevor sie mit sterilem Wasser gespült. Legen Sie das jetzt sterile implantierbare Hardware in eine sterile Petrischale.
- Besorgen Sie sich eine präoperative Gewicht für die Maus, dann betäuben die Maus in einem 200 ml Induktionskammer unter Verwendung von 1,5-2,0% Isofluran in 100% Sauerstoff. Verwenden Sie eine Durchflussrate in die Kammer von etwa 500 ml / min.
- Bestätigen Verlust Reflex der aufrichtenden die Induktionskammer durch Drehen. Entfernen Sie die Maus aus der Induktionskammer und Ort in die Nase Kegel auf dem stereotaktischen Rahmen, ohne vollständig die Maus den Kopf mit den Ohrstangen sichern. Weiter für die richtige Tiefe der Anästhesie durch toe Prise Beurteilung zu überwachen, während auch Vitalfunktionen zu beurteilen.
- Aufrechterhaltung Körperkerntemperatur bei 37 ° C mit einem Closed-Loop Temperaturregler, wie beispielsweise einer rektalen Sonde und Heizkissen System. Decken Sie die Augen der Maus mit Augenaugensalbe, bevor das Fell Abschneidenauf der Oberseite des Schädels einer gebogenen Schere oder Clippers verwenden. Desinfizieren Sie den Kopf mit Betadin und lassen Sie den betadine vollständig trocknen, bevor Sie fortfahren.
- Verabreichen Analgetika und Antibiotika zusammen mit Flüssigkeiten intraperitoneal. Für eine 25 g-Maus, 0,5 mg Cefazolin, 0,125 mg Meloxicam, 0,5 ml Kochsalzlösung und 2,5 ug Buprenorphin q 4-6 h prn.
- Inject 250 ul 0,25% Bupivacain subkutan entlang der Mittellinie auf dem Kopf, und spritzen 100 ul 0,25% Bupivacain subkutan auf beiden Jochbeine der Maus.
- Sichern Sie die Maus in die Stereotaxierahmen und den Schädel aus.
- Sichern Sie den Kopf der Maus mit den Stereotaxierahmen Ohr Stangen an der Stereotaxierahmen. Stellen Sie sicher, dass die Maus an einer Operationsebene der Anästhesie wird durch das Fehlen des Zehen pinch reflex bestätigt. Erstellen Sie ein 1,5-2,0 cm Einschnitt zusammen mit einem No. 11 Einweg-Skalpell entlang der Mittellinie des Schädels. Der Schnitt wird zwischen den Augen beginnen und nach hinten mit dem Okziput weiter. </ Li>
- Expose den Schädel durch die Haut seitlich mit Mikroklammern zu verbreiten. Reduzieren Isofluran Konzentration von 2,0% bis zu einer Konzentration, die eine chirurgische Anästhesie Ebene beibehält, aber nicht verringern, um weniger als 1,0% Isofluran in 100% Sauerstoff. Die präoperative Analgesie reduziert die Menge des inhalierten Narkose benötigt, um eine chirurgische Narkosetiefe zu halten und kann zu einer schnelleren Erholung und einem verbesserten Überleben Ergebnissen führen.
- Stufe der Schädel und bohren Bohrlöcher.
- Identifizieren Bregma und Null, um die stereotaktischen Koordinaten bei Bregma, die den Ursprung des Koordinatensystems wird. Um den Schädel in der medialen / lateralen Achse, also eine Nivellierung Sonde bewegen an einem stereotaktischen Manipulatorarm 1,50 mm seitlich in beiden Richtungen von Bregma und bestätigen, dass die dorsale / ventralen Tiefe weniger als 0,05 mm, wenn die Sonde in Kontakt mit der linken und der rechten Seiten des Schädels.
Hinweis: Die 10 & mgr; m Auflösung des dorsalen / ventralen Manipulator arin Verbindung mit einem digitalen benutzten M Koordinatenanzeige Nivellierung vereinfacht. Nivellierung der anterioren / posterioren Achse, um Bregma folgt die gleiche Technik. Der Unterschied in der ventralen Abstand zum Kontaktieren Bregma und Lamda sollte auch weniger als 0,05 mm.- Stellen Sie den Schädel bis Nivellierung in beiden Richtungen komplett ist, so daß die Querebene zu dem Boden parallel ist. Dies ermöglicht eine echte stereotaktischen Koordinaten , wie in den Maus - Gehirnatlas gesehen. 20
- Mit einem Durchmesser von 0,5 mm Mikrobohrer in einem stereotaktischen bohren, bohren Bohrlöcher von 3,30 mm vor bis 4,50 mm hinter Bregma in 1,30-mm-Schritten auf 1,00 mm seitlich der Mittellinie auf beiden Hälften des Schädels. Für die 2,30 mm seitlichen Spalten von Elektroden, bohren Bohrlöcher von 2,00 mm vor Bregmas bis 4,50 mm hinter Bregma in 1,30 - mm - Schritten auf beiden Seiten der Mittellinie (Abbildung 2). Die hohe Genauigkeit und Präzision, die für diesen dr erforderlich istIlling Operation wird durch die 10 & mgr; m Auflösung einer digitalen stereotaxische Manipulatorarm vereinfacht.
Hinweis: Um für die Stifte des Aufsatzes richtig implantiert zu werden, muss der Schädel der Maus sicher innerhalb des Stereotaxierahmen vorhanden sein. Wenn der Schädel während des Bohrens bewegt, Fehlausrichtung der Kopfbedeckung und Bohrlöcher erfolgen kann.
- Identifizieren Bregma und Null, um die stereotaktischen Koordinaten bei Bregma, die den Ursprung des Koordinatensystems wird. Um den Schädel in der medialen / lateralen Achse, also eine Nivellierung Sonde bewegen an einem stereotaktischen Manipulatorarm 1,50 mm seitlich in beiden Richtungen von Bregma und bestätigen, dass die dorsale / ventralen Tiefe weniger als 0,05 mm, wenn die Sonde in Kontakt mit der linken und der rechten Seiten des Schädels.
- Implantieren Sie die Kopfbedeckungen.
- Mit geraden Zange, bereiten EMG Kabelschächte für die Brust-EMG Drähte. Eingraben 2,5 cm zwischen der Haut und Muskeln in der Rückseite sowohl für den linken und rechten EMG Drähte. Legen Sie die Brust- und Gebärmutterhalskrebs EMGs in die mit den geraden Zange gebildeten Hohlraum zuerst, und dann manövrieren die EEG-Ziegel mit einer gebogenen Pinzette, so dass die Stifte mit den zuvor gebohrten Bohrlöchern auszurichten.
- Mit leichtem Druck auf das Kopfstück und wackeln die Stifte in den Schädel. Bolzendurchmesser beträgt 0,46 mm. Mit isolierenden Nagellack, passen die Stifte fest in das gebohrte Grat holes. Das Kopfstück wird stabil sein, wenn es in geeigneter Weise eingesetzt wird. Stellen Sie EMG Drähte bis zur endgültigen Positionen. Wiederholen des gleichen Verfahrens für das Kopfstück auf der anderen Seite.
- Sichern Sie das Kopfstück an Ort und Stelle unter Verwendung von Zahnzement.
- Wenn beide Kopfbedeckungen an Ort und Stelle festgelegt sind, mischen Sie 1: 1-Verhältnis von Methylmethacrylat mit seiner Vernetzungsverbindung. Die Mischung, so daß sie den freiliegenden Schädel, Nagelpolierten Teile der Stiftelektroden und proximalen Abschnitt des EMG Drähte bedeckt, aber die Buchsenleisten des Kopfstückes nicht abdeckt.
- Achten Sie darauf, nicht Zement zu bekommen auf Pelz. Lassen Sie nicht für Rippen von Zement zu bilden, dass die Maus Lage sein wird, auf zu greifen. Achten Sie darauf, genügend Zeit für den Zement zu trocknen, und entfernen Sie die Maus aus der stereotaktischen Rahmen. Das Gesamtgewicht, das die Maus aus den zwei Hälften des Aufsatzes und der Sicherungs Zement beträgt ca. 1,2 g zu tragen haben wird.
- Legen Sie das Tier in einem sauberenWiederherstellungsbereich.
- Pflegen Sie die Körperkerntemperatur mit einem Heizkissen. Überwachen Sie die Maus, bis es alle Haltungsreflexe wiedererlangt, was bedeutet, Austritt aus der Narkose. Individuelle Gehäuse ist für den langfristigen Erholung zu empfehlen.
- Tägliche Überwachung für mindestens 3 Tage nach der Operation wird mit der interventionellen Analgesie empfohlen. Lassen Sie 10-14 Tage der Erholung nach der Operation, bevor sie eine tethered Eingewöhnungszeit zu starten.
4. habituate Tiere zu Tethering
- Schließen Sie den Adapter mit der Maus eine Maus Kopfstütze (Abbildung 1 G-H). Halten Sie auf den gegenüberliegenden Ecken der Kopfbedeckungen, die an Ort und Stelle mit gebogenen hemostats zementiert werden, sobald die Maus zurückgehalten wird und langsam die Adapterstifte in die implantierten Kopfstück auf beiden Seiten einsetzen.
- Verbinden Sie den 32 - Kanal - Verstärker mit dem Adapter (Abbildung 1H). Seien Sie sicher, dass die Logos auf den Adapter und Verstärker in einem Co auszurichtennsistent Orientierung sowohl für den Adapter und dem Verstärkerkanal-Abbildungsfehler zu vermeiden. Schließen Sie den Verstärker an einen RHD2000 Standard Serial Peripheral Interface (SPI) Kabel. Dieses Kabel wird an das Erfassungssystem für die Signalaufzeichnung verbinden.
- Platzieren Sie die Maus in einer Kammer, die einen Ausleger installiert an der Kammerwand hat. Bringen Sie die SPI-Schnittstellenkabel an den Auslegerarm und stellen Sie die Spannung in dem Auslegerarm das Gewicht des angebundenen Kabel entgegenzuwirken. Die Maus ist in der Lage, frei zu bewegen und wird für eine Stunde pro Tag in der Woche gewöhnte vor der Aufnahme.
- Um die Maus zu trennen, ziehen Sie einfach das Kabel und Adapter aus der Maus, während eine flache Edelstahl Mikro Spachtel zum Adjutanten mit in den Adapter aus der Maus zu trennen.
5. Signal Extraction System-Setup / Signalaufzeichnung
- Stecken Sie den konstruierten Adapter in das Kopfstück einer implantierten Maus. Verbinden eines heads Verstärker an dem Adapter undeine Standard-SPI-Interface-Kabel an den Verstärker und an den Erfassungsplatine befestigen. Lassen Sie die SPI-Kabel an einen richtig gespannt Ausleger befestigen, so dass das zusätzliche Gewicht auf dem Kopf des Maus minimiert wird.
- Legen Sie einen lokalen Faraday-Käfig, erstellt leitende Gitter oder Aluminiumfolie, um die heads und erden Sie die lokale Faradayschen Käfig.
- Erhalten Elektrodenimpedanz vor Beginn jeder Aufzeichnung durch einen 30 Auswahl kS / s Abtastrate und messen Impedanzen über das Modul in der GUI. Ein Impedanzwert von weniger als oder gleich 10 k & OHgr; für einen einzelnen Stift ist für die Bestätigung der richtigen Elektrodenkontakt erforderlich. Höhere Impedanzwerte führen zu abgelehnten Daten von dieser Elektrode.
- Für die Aufnahme einer Signalkette von Rhythm FPGA, Bandpass-Filter, und LFP-Viewer in der GUI erstellen. Es wird empfohlen, eine Abtastrate von 1,00 kS / s, die Bandbreite von 0.1-7,500 Hz und deaktivieren DSP auszuwählen. Stellen Sie den Bandpassfilter auf 0,1 bis 250 Hz und zeigt die Kanäle von opEning den LFP-Viewer. 250 und 400 & mgr; V-Kanal-Amplituden mit Methode lost am besten visualisiert die Daten.
- Beginnen Sie mit der GUI-Aufnahme mit. Erstellen Sie einen neuen Ordner für jede Aufnahme und stellen Sie den Pfad für Dateien in diesem Ordner zu speichern. Um eine Aufnahme zu beginnen drücken Sie einfach aufzeichnen. Alle 32 Kanäle aus dem der Anschluss sind standardmäßig aufgezeichnet, aber unerwünschte Kanäle können durch einen Klick auf die rechte Seite des Rhythm-FPGA-Modul vor dem Beginn der Aufzeichnung nicht ausgewählt werden.
- Importieren von Daten in Matlab für die Analyse. Es gibt eine Vielzahl von Open-Source Werkzeugkästen die verwendet werden können in der Analyse zu helfen.
Representative Results
Beispieldaten in einer frei beweglichen Maus mit hoher Dichte EEG Kopfstück ist in Abbildung 3 gezeigt , implantiert aufgezeichnet. Individual EEG - Wellenformen an den Kanal-Zuordnungsschema in Abbildung 2 entsprechen. Beispiele für Hals- und Brust EMG sind ebenfalls in Abbildung 3 dargestellt. Beachten Sie, dass die Brust-EMG-Aufzeichnung auch eingebettete elektrische Aktivität enthält in die Maus des Herzens stammen, die, wenn ein Differenzsignal zwischen den beiden Brust-EMG Drähte (T) berechnet wird ohne weiteres ersichtlich wird. Mit dieser Aufnahme der Maus um die Herzfrequenz zu berechnen , indem die Zeit zwischen Elektrokardiographie QRS Spikes Messung 23-24 Ebenso ist es auch möglich ist., Es ist möglich , die Maus des Atmungsrate durch die Berechnung phasic Variabilität des QRS - Spitze zu messen , wie die Brusthöhle erweitert und Verträge mit jedem Atemzug. 25 Daher ist diese Einrichtung Genehmigungen für Erwerb of murine Polysomnographie. Darüber hinaus ermöglicht die Einrichtung kortikalen Abbildung visuell evozierten Potentiale (Abbildung 4). Wenn ein 10 msec Puls von Licht geliefert wird, nur das linke Auge des Maus, sind klassische Reaktionen in der kontralateralen aufgezeichnet (jedoch nicht ipsilateral) primären visuellen Kortex, die durch eine verzögerte Reaktion in kontralateralen sekundären visuellen Kortex folgt. Der Film eingebettet in Figur 4 zeigt die Zeit , über die gesamte kortikalen Oberfläche variierende elektrische Potentiale zusammen mit graphischen Darstellungen der Aktivität in kontralateralen V1 und V2.
| AP | ||||||
| 3.3 | 0 | 0 | ||||
| 2 | 0,4 | 0,6 | 0,6 | 0,4 | ||
| 0,7 | 0,6 | 0,9 | 0,9 | 0,6 | ||
| -0,6 | 0,9 | 1 | 1 | 0,9 | ||
| -1,9 | 1 | 1.1 | 1.1 | 1 | ||
| -3,2 | 3 | 1 | 1 | 1 | 1 | 3 |
| -4,5 | 3 | 0,7 | 0,7 | 0,7 | 0,7 | 3 |
| ML | -2,3 | -1 | 1 | 2.3 |
Tabelle 1:. Pin Schnittlängen Diese Abbildung zeigt die erforderlichen Schnittlängen in mm pro Pin für den Kopfschmuck. Längen für Stift Trimmen wurden aus einer Maus Gehirnatlas erworben. After Trimmen Stifte, passt das Kopfstück , das Oberflächenprofil des Gehirns. 20 EMG Pins sind als die Drähte zur Aufzeichnung vollständig abgeschnitten EMG - Signal auf den Stiftstummel verlötet sind.
Abb . 1: Überträger - Komponenten, Intermediate Konstruktionsschritte und richtige Verbindung für die Aufnahme Diese Abbildung zeigt den Rohstoff Kopfbedeckungen zu erstellen. Beginnend mit einer 100-Aufnahmeverbindungsstück, kleiner 2 x 7 und 2 x 1-Komponenten erstellt werden. Beachten Sie, dass in der 2 x 1 - Komponente, die ursprüngliche Kante der 2 x 50 intakt ist, die konsistent Kopfstück Konstruktion erlaubt und ermöglicht einen Adapter zu vielen implantierten Mäusen. 1B zu verbinden und die Rohstoffe 1C stellen notwendig , den Adapter zu schaffen , aus dem Kopfstück an den Verstärker. 1B zeigt das Kopfstück Endeder Adapter, der mit dem Kopfstück verbinden, wird abgehauen, in ähnlicher Weise. Beachten Sie, dass , dass 2 x 1 erneut eine ursprüngliche Kante aus dem Roh - Komponente hat, die richtige Verbindung zwischen dem Adapter zu gewährleisten und dem Kopfstück. 1C das Ende des Adapters zeigt, der mit dem Verstärker verbindet. 1D stellt die epoxiert 2 x 7 und 2 x 1 - Komponenten zusammen mit vorbereiteten EMG Drähte für die Signalaufzeichnung. 1E zeigt einen fertigen Kopfbedeckung. 1F zeigt einen fertigen Adapter. 1G zeigt eine richtige Verbindung zwischen den Kopfbedeckungen und den Adapter. Schließlich zeigt Figur 1H einen implantierten Maus mit angeschlossenem Adapter und Verstärker. Der Verstärkerchip an ein Schnittstellenkabel angeschlossen ist, der an die Erfassungskarte läuft (nicht dargestellt). Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 2:. Die Elektrode Montage und Voll Konstruiert Kopfstück Diese Abbildung zeigt die Elektrodenplatzierung in Bezug auf Maushirn. Elektrodenstellen basieren auf stereotaxische Koordinaten Bregma. Koordinaten für jede Elektrode kann in Schritt 4.8 des Protokolls zu finden. Elektroden Farbe entspricht den zugrunde liegenden Hirnregionen für jede Elektrode. Weiß = frontalen Assoziationskortex (FRA), Orange = primären motorischen Kortex (M1), Rosa = Sekundär motorischen Kortex (M2), Dunkelgrün = primären somatosensorischen Kortex, forelimb Region (S1FL), Grün = primären somatosensorischen Kortex, dysgranular Zone (S1DZ ), Hellgrün = primären somatosensorischen Kortex, Lauffeld (S1BF), Gelb = medialen parietalen Assoziationskortex (MPTA), dunkelblau = primären visuellen Kortex (V1), Hellblau = sekundäre Sehrinde, mediomedial Bereich (V2MM), Schwarz = retrosplenialen dysgranular Kortex (RSD). 20 Gemeinsame Referenz / Grundstück wird ebenfalls gezeigt. Dieses Referenzsystem minimiert Atmungs Artefakt innerhalb des Rohsignals. mit jeder einzelnen Elektrode bieten eine Kanalkarte für das gesamte Array zugeordnet sind Zahlen. Bild geändert von Allen - Maus - Gehirn - Atlas. 21,22 2B zeigt eine vollständig aufgebaut Kopfstück in Bezug auf einen Cent zu skalieren. Bitte hier klicken , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 3: Beispiel - EEG und EMG Traces von der Elektrode Montage Elektrodenwellenformen entsprechen dem Kanalzuordnung in 1A gezeigt.. Cervical EMG (C) bietet die Möglichkeit, nuchae Muskeltonus zu bestimmen (+). EMG-Signale enthalten auch Herz-QRS elektrische Impulse(*). Maßstabsbalken von 200 & mgr ; V für die Spuren Amplitude und 1 Sekunde für die Spuren Dauer angezeigt. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Abbildung 4: Räumliche Verteilung von Visual evozierte Potentiale räumliche Verteilung der evozierte Potentiale folgende Anwendung eines einseitigen Lichtblitz nur auf dem linken Auge verabreicht.. Obere Diagramm zeigt die hochdichte Montage EEG wobei jeder Kreis eine Elektrode darstellt. Veränderung der Farbe im Laufe der Zeit entspricht, für jeden jeweiligen Elektroden Veränderungen über die Zeit an Spannung. Zum Zeitpunkt = 0 ms, 10 ms Lichtimpuls abgegeben wird und in der Mitte Abbildung dargestellt. Bottom Grafik zeigt evozierte Potentiale Spuren für kontralateralen V1 und V2 EEG-Elektroden bedeuten (n = 108 EP-Studien). Licht pulse tritt bei 0 ms. Beachten Sie, dass die entsprechende evozierte Potentiale Reaktion wird in kontralateralen V1 (schwarze Kurve) beobachtet, gefolgt von einer längeren Latenzzeit evozierte Potentiale Reaktion in kontralateralen V2 (rote Kurve). (Rechtsklick zum Download).
Discussion
Die Low-Cost-Konstruktion und chirurgische Schritte notwendig, um einen 26-Kanal-High-Density-EEG-Montage in einer Maus richtig erreichen beschrieben. Die richtige epidurale Elektrodenkontakt ist entscheidend Qualität EEG-Signale in diesem System zu erwerben. Zwei Schritte innerhalb der Protokolladresse dieser Ausgabe: Stift Trimmen Gehirn Kontur entsprechen, und Kopfstück Implantation vor Acryl Verstärkung. Es ist wichtig, nicht einen Stift zu kurz während der Bauphase zu schneiden. Wenn die Kopfbedeckungen implantieren, ist es zwingend notwendig, Stift Platzierung vor dem endgültigen Acryl Verstärkung zu überprüfen. Eine Möglichkeit, die richtige Elektrodenkontakt zu bestätigen ist durch Impedanzprüfung. Vordergründig Impedanzen von 5-10 kOhm vorschlagen richtige epidurale Platzierung. 26 Impedanzmessungen zeigen die Haltbarkeit der Kopfbedeckungen, als Elektrodenimpedanzwerte stabil sind innerhalb dieses 5-10 kOhm Bereich für mindestens 4 Monate nach der Implantation. Das anderewesentlicher Schritt beinhaltet mit den beiden hinteren äußersten Reihen der 2 x 7 EEG Ziegel die EMG Stifte ausrichten. Dies ist entscheidend für Adapteranschluss, wie falsch ausgerichtet EMG und EEG-Stifte in einer Unfähigkeit führen, den Adapter oder gebogen Adapterstifte zu verbinden.
Ein wesentlicher Vorteil dieses Erfassungssystem ist die Leichtigkeit der die Form der Elektrodenanordnung, um Modifizierung variiert experimentellen Anforderungen zu optimieren. Customized Elektrodenanordnungen, die optimal geeignet für spezielle Experimente werden kann leicht erstellt. Anpassung für spezielle Experimente könnten möglicherweise EEG kombinieren mit Kanüle zur gezielten Arzneimittelabgabe für die kombinierte pharmakologische, electroencephalographic und Verhaltensstudien. 27 Kopfbedeckungen, Adapter und chirurgische Eingriffe sind leicht auf eine große Anzahl von Studien zugeschnitten , wenn im Anschluss an die im Protokoll oben beschriebenen Verfahren . Ein zweiter großer Vorteil dieses Erfassungssystems ist seine niedrigen Kosten. Derzeit kann dieses ErfassungssystemRekord 128 Eingangskanäle auf bis zu 4 separate Kabel, ermöglicht die gleichzeitige Aufnahmen von 4 Mäusen oder wenn mit höherer Dichte Gittern gewünscht, Ratten. Eine solche Erweiterung würde zusätzliche Kabel und Adapter nur benötigen.
Dieser Ansatz zur High-Density-EEG Erwerb Adressen Nachteile anderer hoher Dichte EEG Erfassungsmethoden bei Mäusen. Das System in dieser Arbeit beschrieben ist handlich mit einfachen Materialien hergestellt und verwendet Open-Source-Hardware und Software, die kostengünstig und stabil ist, kann für wiederholte Messungen im gleichen Tier über Monate, erlaubt eine freie Bewegung während eines Experiments, und nicht Mäuse erfordern zu sein narkotisiert für die Aufnahme. Beschränkungen dieses Systems sind, dass es bisher nur in den Mäusen bestätigt worden, die 20 g oder mehr wiegen, und die älter als 12 Wochen. Kleinere oder jüngere Mäuse haben Schwierigkeiten mit dem Kopfstück der Implantation kann. Eine zweite Einschränkung dieser Methode ist die Unfähigkeit, präzise Elektrodentiefe zu steuern, nachdem headpIECE Fertigung. Allerdings gilt diese gleiche Einschränkung zu herkömmlichen Schrauben EEG-Elektroden, da es keine Möglichkeit gibt gerade die Pre-mortem Einschraubtiefe relativ zu der kortikalen Oberfläche zu kennen. Fehlerbehebung für dieses Verfahren beinhaltet typischerweise richtig Störsignal von der Maus Abschirmung, wenn um gefesselte rauschfreies Signal zu erhalten.
High-Density-EEG-Arrays sind von wesentlicher Bedeutung für die komplexen Raum-Zeit-Analyse von EEG-Daten, die die neue Normalität in der modernen EEG Interpretation sind. Während die räumliche Verteilung eines visuell evozierten Potential dargestellt ist, dieses System erfassten Daten verwenden, können unter Verwendung von elektrischen Quelle Bildgebungstechniken analysiert und neuronale Vernetzungsmaßnahmen. A 60% bis 70% Reduktion der Kontaktfläche zwischen diesen Elektrodenstifte gegenüber herkömmlichen Schrauben Kontakte ermöglicht eine präzisere Signallokalisierung, wie in Figur 4 gezeigt. Hoher Dichte analytische Techniken in genetisch veränderten Mäusen verwendet wird , folgende Pharmacollogische Intervention oder bei Tieren mit intrinsischer Pathologie wie Anfallsleiden helfen, die Mechanismen zu erzeugen spezifischen kortikalen Schwingungen erkennen können, lokalisieren Quellen von ERPs und EPs und zeigen groß angelegte Netzwerk-Eigenschaften. Durch die bessere Parallelisierung menschlichen Systemen wird dieser Ansatz kleine Tiermodelle der menschlichen Neurophysiologie verbessern und Neuropathologie, die Bereitstellung einfacher Übersetzung von Entdeckungen in Nagetiermodellen für die wissenschaftliche und klinische Relevanz beim Menschen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 32 Channel RHD2132 amplifier headstage | Intan Technologies | C3314 | |
| Aquistion Board | Open Ephys | v2.2 | |
| 100 Position Receptable Connector | Digi-Key | ED85100-ND | Headpiece |
| Acetone (1 L) | Sigma Aldrich | 179973-1L | |
| Razor Blade (100 pack) | McMaster Carr | 3962A4 | |
| Wire-Cutting Pliers | MSC Industrial | 321786 | |
| 2-Part Epoxy | McMaster Carr | 7605A18 | |
| PFA Coated Silver Wire (25 ft) | A-M Systems | 787000 | EMG Wire |
| CircuitWriter Pen | MCM Electronics | 200-175 | Silver Applicator for Electrode Tips |
| 36 Position Dual Row Male Nano-Miniature Connector | Omnetics Connector Corporation | A79028-001 | Headpiece to Amplifier Adapter |
| Conn Strip Header 2 x 50 | Digi-Key | ED83100-ND | Headpiece to Amplifier Adapter |
| Clidox Base and Acitvator | Pharmacal | 95120F & 96120F | Sterilant |
| Isoflurane | Priamal Enterprises Ltd | 66794-019-10 | |
| Oxygen | Airgas | OX USP300 | |
| Closed Loop Temperature Controller | CWE Inc. | 08-130000 | |
| Curved Scissors | FST | 14085-09 | |
| 0.25% Bupivicaine Hydrochloride | Hospira | 0409-1159-02 | Local Anesthetic |
| Meloxicam 5mg/ml | Henry Schein | 6451602845 | Pain/Inflammation Relief |
| 0.9% Sodium Chloride | Hospira | 0409-4888-20 | Fluids |
| Cefazolin | Hospira | 0409-0806-01 | Antibacterial |
| No.11 Disposable Scapel (20 pk) | Feather | 2975#11 | |
| Micro Serrefines | FST | 18052-3 | |
| Cotton Swabs (1,000 pk) | MSC Industrial | 8749574 | |
| 0.5 mm Micro Drill Bit | FST | 19007-05 | |
| Stereotaxic Drill | Kopf | Model 1471 | |
| Curved Forceps | Roboz | RS-5136 | |
| Methyl Methacrylate | A-M Systems | 525000 | Cement for headpiece |
| Methyl Methacrylate Crosslinking Compound | A-M Systems | 526000 | |
| Curved Hemostats | FST | 13003-10 | Aide in Adapter Connection |
| RHD2000 standard SPI interface cable (3ft) | Intan Technologies | C3203 | |
| Cantilever Arm | Instech | MCLA | |
| Micro Spatula (12 pk) | Fischer Scientific | S50822 | |
| Digital Soldering Station | MCM Electronics | 21-10115 | |
| Rosin Core Solder 60/40 Tin/Lead | MCM Electronics | 21-1045 | |
| Color Craze Nail Polish with Hardeners (Nitrocellulose based) | L.A. Colors | CNP508 | |
| Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console | Kopf | Model 940 |
References
- Choi, J. H., Koch, K. P., Poppendieck, W., Lee, M., Shin, H. -S. High resolution electroencephalography in freely moving mic. J. Neurophysiol. 104 (3), 1825-1834 (2010).
- Lee, M., Kim, D., Shin, H., Sung, H., Choi, J. H. High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode. J Vis Exp. (47), e2-e5 (2011).
- Megevand, P., Quairiaux, C., Lascano, A. M., Kiss, J. Z., Michel, C. M. A mouse model for studying large-scale neuronal networks using EEG mapping techniques. Neuroimage. 42 (2), 591-602 (2008).
- Sabourin, M. E., Cutcomb, S. D., Crawford, H. J., Pribram, K. EEG correlates of hypnotic susceptibility and hypnotic trance: spectral analysis and coherence. Int J Psychophysiol. 10 (2), 125-142 (1990).
- Miller, E. K., Wilson, M. A. All My Circuits: Using Multiple Electrodes to Understand Functioning Neural Networks. Neuron. 60 (3), 483-488 (2008).
- Buzsáki, G. Large-scale recording of neuronal ensembles. Nat Neurosci. 7 (5), 446-451 (2004).
- Kipke, D. R., et al. Advanced Neurotechnologies for Chronic Neural Interfaces: New Horizons and Clinical Opportunities. J Neurosci. 28 (46), 11830-11838 (2008).
- Logothetis, N. K., Kayser, C., Oeltermann, A. In Vivo Measurement of Cortical Impedance Spectrum in Monkeys: Implications for Signal Propagation. Neuron. 55 (5), 809-823 (2007).
- Michel, C. M., et al. Electric source imaging of human brain functions. Brain Res Rev. 36 (2-3), 108-118 (2001).
- Mitzdorf, U. Current source-density method and application in cat cerebral cortex: investigation of evoked potentials and EEG phenomena. Physiol Rev. 65 (1), 37-100 (1985).
- Cook, I. A., O'Hara, R., Uijtdehaage, S. H. J., Mandelkern, M., Leuchter, A. F. Assessing the accuracy of topographic EEG mapping for determining local brain function. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 107 (6), 408-414 (1998).
- Teplan, M. Fundamentals of EEG measurement. Meas Sci Rev. 2, 1-11 (2002).
- Buzsáki, G., Anastassiou, C. a, Koch, C. The origin of extracellular fields and currents- EEG, ECoG, LFP and spikes. Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).
- Kahana, M. J. The Cognitive Correlates of Human Brain Oscillations. J Neurosci. 26 (6), 1669-1672 (2006).
- Olejniczak, P. Neurophysiologic basis of the EEG. J Clin Neurophysiol. 23 (3), 186-189 (2006).
- Thut, G. Modulating Brain Oscillations to Drive Brain Function. PLoS Biol. 12 (12), 1-4 (2014).
- Buzsáki, G., Draguhn, A. Neuronal Oscillations in Cortical Networks. Science. 304, 1926-1929 (2004).
- Crick, F., Koch, C. Towards a neurobiological theory of consciousness. Semin Neurosci. 2, 263-275 (1990).
- Murakami, S., Okada, Y. Contributions of principal neocortical neurons to magnetoencephalography and electroencephalography signals. J Physiol. 575 (3), 925-936 (2006).
- Franklin, K. B. J., Paxinos, G. The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. 3rd ed. , Elsevier. New York. (2007).
- Lein, E. S., et al. Genome-wide atlas of gene expression in the adult mouse brain. Nature. 445 (7124), 168-176 (2007).
- Allen Mouse Brain Atlas. , Allen Institute for Brain Science. Available from: http://mouse.brain-map.org (2015).
- Berger, R. D., Akselrodv, S., Gordon, D., Cohen, R. J. An Efficient Algorithm for Spectral Analysis of Heart Rate Variability. IEEE Trans Biomed Eng. 33 (9), 900-904 (1986).
- Pan, J., Tompkins, W. J. A Real-Time QRS Detection Algorithm. IEEE Trans Biomed Eng. 32 (3), 230-236 (1985).
- Moody, G. B., Mark, R. G., Zoccola, A., Mantero, S. Derivation of Respiratory Signals from Multi-lead ECGs. Comput Cardiol. 12, 113-116 (1985).
- Thongpang, S., Richner, T. J., Brodnick, S. K., et al. A Micro-Electrocorticography Platform and Deployment Strategies for Chronic BCI Applications. Clin EEG Neurosci. 42 (4), 259-265 (2011).
- Laird, H. E. I., Hermansen, J. E., Huxtable, R. J. An electrode-cannula unit for intracerebral electrical stimulation, EEG recording and drug administration in small animals. Pharmacolgy Biochem Behav. 10 (2), 429-431 (1979).
