Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

Toezicht Astrocyt reactiviteit en proliferatie in Vitro ischemische-achtige omstandigheden

doi: 10.3791/55108 Published: October 21, 2017
* These authors contributed equally

Summary

Ischemische beroerte is een complexe gebeurtenis waarin de specifieke bijdrage van astrocyten naar de hersenen van de getroffen regio blootgesteld aan zuurstof glucose ontbering (OGD) moeilijk te bestuderen. Dit artikel introduceert een methodologie voor het verkrijgen van geïsoleerde astrocyten en studeren hun reactiviteit en de proliferatie onder voorwaarden van OGD.

Abstract

Ischemische beroerte is een complexe hersenletsel veroorzaakt door een trombus of embolus obstructie van de bloedstroom naar delen van de hersenen. Dit leidt tot verval van zuurstof en glucose, waardoor energie falen en neuronale dood. Na een ischemische beroerte belediging, astrocyten worden reactieve en vermenigvuldigen rond de site schade als het zich ontwikkelt. In dit scenario is het moeilijk om te bestuderen van de specifieke bijdrage van astrocyten naar de regio van de hersenen blootgesteld aan ischemie. Dit artikel introduceert daarom een methodologie om te bestuderen van primaire Astrocyt reactiviteit en proliferatie onder een in vitro model van een ischemie-achtige omgeving, zuurstof glucose ontbering (OGD) genoemd. Astrocyten werden geïsoleerd vanaf dag 1-4-oude neonatale ratten en het aantal niet-specifieke astrocytic cellen werd beoordeeld met behulp van Astrocyt selectieve marker gliale Fibrillary zuur eiwit (GFAP) en nucleaire kleuring. De periode waarin astrocyten zijn onderworpen aan de voorwaarde van OGD kan worden aangepast, evenals het percentage zuurstof, die ze worden blootgesteld aan. Deze flexibiliteit kan wetenschappers te karakteriseren van de duur van de conditie van de ischemische-achtige in verschillende groepen van cellen in vitro. Dit artikel bespreekt de termijnen van OGD die induceren Astrocyt reactiviteit, hypertrofische morfologie en proliferatie zoals gemeten door immunofluorescentie prolifererende Cell Nuclear Antigen (PCNA) gebruiken. Naast de proliferatie, astrocyten ondergaan energie en oxidatieve stress en te reageren op OGD door het vrijgeven van oplosbare factoren in het medium van de cel. Dit medium kan worden verzameld en gebruikt voor het analyseren van de gevolgen van moleculen uitgebracht door astrocyten bij primaire neuronale culturen zonder tussenkomst van de cel-naar-cel. Kortom, kan dit primaire cel cultuur model efficiënt worden gebruikt om te begrijpen van de rol van geïsoleerde astrocyten bij schade.

Introduction

Beroerte wordt gedefinieerd als "een acute neurologische dysfunctie van vasculaire oorsprong met plotselinge of snelle ontwikkeling van symptomen en tekenen, overeenkomt met de betrokkenheid van de speerpunten in de hersenen"1,2. Er zijn twee types van een beroerte: hemorragische en ischemische. Wanneer vasculaire dysfunctie wordt veroorzaakt door een aneurysma of een Arterioveneuze storing, vergezeld van verzwakking met posterieure breuk van een slagader, heet dit hemorragische beroerte3 die in de meeste gevallen tot de dood leidt. Wanneer een trombose of een embolus belemmert de bloedstroom, waardoor een tijdelijke vrijheidsberoving van zuurstof en glucose naar een regio van de hersenen, het heet ischemische beroerte4. Falen om te voeden cellen rond het getroffen gebied of ischemische kern leidt tot een homeostatische en metabole onbalans, energieke dysfunctie, neuronale dood en ontsteking5, die een levenslange handicap voor patiënten6kan veroorzaken.

Ischemische beroerte is een multifactoriële verwonding waarbij verschillende soorten cellen die reageren en het uitoefenen van hun effecten op verschillende tijdstippen. Veel interacties maken een moeilijke omgeving om te bestuderen het gedrag van afzonderlijke cellen. Dus, hoe we het bestuderen van de bijdrage van een bepaalde celtype in zo'n complexe omgeving? Een aanvaarde in vitro model van ischemie bestaat voor het blootstellen van cellen aan deprivatie van zuurstof en glucose (OGD), voor een bepaalde periode, gevolgd door het herstel van cellen naar een normoxic omgeving. Dit systeem simuleert een ischemische beroerte gevolgd door bloed reperfusie. Bij deze methode worden de cellen of weefsels blootgesteld aan een glucose-vrije media in een omgeving gezuiverd van zuurstof, met behulp van een gespecialiseerde hypoxische kamer. De incubatietijd van OGD kan variëren van een paar minuten tot 24u, afhankelijk van de hypothese dat wil worden getest. Studies hebben aangetoond dat afhankelijk van de tijden van OGD en normoxic omgeving, specifieke fenotypen van een beroerte (d.w.z., acute of subchronische) kan worden bereikt. Primaire geïsoleerde astrocyten, blootgesteld aan OGD met de achterste restauratie in normoxic voorwaarden, is een goed bestudeerde cellulaire model na te bootsen beroerte in vitro7. Met behulp van OGD is mogelijk te onthullen van de onafhankelijke moleculaire mechanismen van geïsoleerde cellen onder een beroerte-achtige omgeving.

Naarmate onze kennis van de Astrocyt biologie toeneemt, is gebleken dat ze zijn van cruciaal belang voor het behoud van de synapsen en Neurale plasticiteit, reparatie en ontwikkeling8ondersteunen. Onder normale omstandigheden, astrocyten release en inspelen op de cytokines, gliotransmitters, houden van de metabolismebalans en homeostase binnen synapsen5,9, chemokines en groeifactoren. In acute neuroinflammation, zoals ischemische beroerte, kunnen deze cellen worden reactieve, tonen een langdurige overexpressie van gliale Fibrillary zuur eiwit (GFAP) en hypertrofie vertonen hun morfologie5,10, 11 , 12. zoals de ischemische infarct ontwikkelt, de homeostase geboden door astrocyten wordt beïnvloed, met betrekking tot normale glutamaat opname, energiemetabolisme, uitwisseling van actieve moleculen en anti-oxidant activiteit13.

Opnieuw geactiveerde astrocyten vermenigvuldigen rond het infarct weefsel terwijl leukocyten naar de lesioned gebied14 migreren. Astrocytic proliferatie kan worden gemeten met behulp van markeringen zoals delende cel nucleair antigeen (PCNA), Ki67 en bromodeoxyuridine (BrdU)15. Deze proliferatieve reactie wordt gegenereerd in een tijd-afhankelijke manier en het helpt vormen het gliale litteken, een matrix van onherroepelijk reactieve astrocyten langs de parenchym van de aangetaste locatie na een letsel-9. Een van de oorspronkelijke functies van dit litteken is het beperken van de immuun cel extravasation van dit gebied. Studies hebben echter aangetoond dat het litteken een fysieke belemmering voor axonen uit te breiden wordt, als ze vrijkomen moleculen remming van axonale groei, en maken een fysieke barrière axonen uit te breiden rond de gewonde gebied16voorkomen. Er is echter wetenschappelijk bewijs waaruit blijkt dat na een dwarslaesie, volledig voorkomen gliale littekenvorming kan afbreuk doen aan de regeneratie van axonen17. Dus, de context waarin de specifieke astrocytic reactie wordt gemeten, moet rekening worden gehouden bij het kader van het letsel studeerde.

De voorgestelde methodologie kan worden toegepast om te bestuderen van de geïndividualiseerde functie van astrocyten na zuurstof glucose ontbering en het kan worden aangepast afhankelijk van de vragen die de onderzoeker wil beantwoorden. Bijvoorbeeld, naast de morfologische verandering en de markeertekens uitgedrukt op verschillende tijdstippen van OGD, het supernatant van astrocyten blootgesteld aan OGD kunnen worden verder geanalyseerd om te achterhalen oplosbare factoren uitgebracht door deze cellen, of als een geconditioneerde media gebruikt ter beoordeling van de effect in andere hersencellen. Deze aanpak kan studies over Astrocyt reactiviteit die kunnen leiden tot het ontrafelen van de factoren die ten grondslag liggen en moduleren van hun reactie in een scenario met ischemische beroerte.

Protocol

postnatale ratten (Sprague-Dawley) 1-4 dagen oud worden gebruikt voor het isoleren van de cortices. De methode van de euthanasie is onthoofding, zoals goedgekeurd door de NIH richtsnoeren.

1. voorbereiding van de instrumenten en materialen voor chirurgie

  1. Sterilize instrumenten in een autoclaaf (temperatuur: 121 ºC, druk: 15 psi, tijd: 30 mins) met behulp van een stalen doos of een instant afdichten sterilisatie etui. Zie materialen in Tabel of Materials.

2. Voltooien van de voorbereiding van de DMEM

  1. In een bekerglas van één liter met 700 mL gesteriliseerde met autoclaaf water toevoegen Dulbecco ' s gewijzigd Eagle ' s middellange poeder bij kamertemperatuur.
  2. Toevoegen van 3,7 g/L natriumbicarbonaat, terwijl de oplossing wordt geroerd met een magneetroerder.
  3. Aanpassen de pH aan 7.4, met gesteriliseerde met autoclaaf water brengen van volume tot 1 L, filtreer vervolgens. Behoeve van de cultuur, vullen het gewenste volume van media met 10% FBS en 1% penicilline/streptomycine, en warm op 37 ˚C. Zie materialen in Tabel of Materials.
    Opmerking: De pH is aangepast aan 7.4 via het invoegen van de pH-meter-elektrode in de media. De media moeten worden roeren, vervolgens langzaam toevoegen van 1 M NaOH met behulp van een druppelaar.

3. Primaire Astrocyt cultuur

Opmerking: na het zaaien, cel media moet worden gewijzigd om de drie dagen en cellen kunnen worden verbouwd tot confluentie (11-13 dagen). Op de derde dag, tik op de kolf meerdere malen naar lift microglial cellen en Oligodendrocyt voorlopercellen uit de cultuur, verwijdert u alle de ' oude ' media, wassen tweemaal met 10 mL PBS, gecombineerd de PBS, voeg dan verse nieuwe media. Zie materialen in Tabel of Materials.

  1. Dissectie van pasgeboren rat hersenen
    1. uitvoeren de dissectie in een weefselkweek kap. Verkrijgen van 1-4 dagen oude rat pasgeboren pups (2 rat hersenen worden gebruikt per 75 cm 2 kolf).
    2. Bereiden drie 60 mm petrischalen en Pipetteer 5 mL van de volledige DMEM op elk.
      Opmerking: Ze kunnen als volgt worden onderverdeeld: #1 voor elke rat brain, #2 voor alle de cortices van de hersenen, en #3 voor alle de gepelde cortices (zonder hersenvliezen).
    3. Begrijpen de pup en spray met 70% ethanol. Decapitate het en zich te ontdoen van het lichaam in een afvalcontainer kleine biohazard.
    4. Met behulp van de micro-ontrafeling pincet, houd het hoofd en snijd de huid op de top van het hoofd om de schedel bloot.
    5. Met een andere schaar, maken een " T " snede vanaf de achterkant van de schedel naar de neus. Een paar pincet gebruiken om voorzichtig de schedel.
    6. Verwijder de blootgestelde hersenen met een pincet en plaats van de hersenen in een van de eerder gevuld met medium petrischalen.
    7. Gebruiken een andere set van steriele instrumenten voor de latere stappen.
    8. Gebruik micro-ontrafeling pincet om één hersenen zachtjes op het omgekeerde deksel van een petrischaal 60 mm. Wanneer de petrischaal op steriel gaas wordt geplaatst, is het mogelijk om de hersenen duidelijk weer te geven en het is makkelijker om te ontleden.
    9. Stabiele van de hersenen met een micro-ontrafeling Tang en scheiden van de cerebrale hemisfeer door zachtjes plagen langs de middellijn kloof met de scherpe einde van de verlostang micro-ontrafeling.
    10. Deflect en schil van het cortices, weggaand achter de witte stof, en hen overbrengen in een petrischaal, eerder met het label #2. Herhaal de procedure voor alle van de hersenen, het combineren van alle de ontleed cortices in de petrischaal Label #2.
    11. Neem uit de hippocampus uit onder elke cortex en negeren it.
    12. Met de pincet micro-ontleden en een 60 mm petri schil voorzichtig de hersenvliezen van de individuele corticale lobben en plaats hen in de petrischaal label #3.
  2. Weefsel Dissociatie: homogenizer blender methode
    1. giet weefsel/medium schorsing (gepelde cortices van de hersenen) in de zak van de steriele blender en voeg voldoende medium om het totale volume in de zak tot 5 mL.
    2. Plaats de zak in de homogenizer blender, terwijl ongeveer 2 cm van de zak zichtbaar boven de gesloten deur. De cel dissociatie gebeurt tijdens 2,5 min op hoge snelheid.
      Opmerking: Ook kan dit worden gedaan door te sluiten van de zak en stampende het zachtjes met een bekerglas in de kap. Zorg ervoor dat u een doek tussen de zak en bekerglas om wrijving.
    3. Giet de celsuspensie in een nummer 60 maaswijdte van de zeef en giet de gefilterde stroom door naar het nummer 100 zeef, zodat het filteren door de zwaartekracht.
    4. Met behulp van 15 mL buizen, centrifugeer de celsuspensie bij 200 x g in een klinische centrifuge (bij voorkeur schommel emmer rotor) voor 5 min.
    5. Giet af de bovendrijvende substantie in een bekerglas, dan met behulp van een serologische precisiepipet, resuspendeer en distantiëren van de pellet van cellen in een maximum van 5 mL media.
  3. Cel tellen
    1. met een micropipet, verzamelen van 100 µL celsuspensie in een tube van de microcentrifuge 1,5 mL en voeg 100 µL van blauwe trypan.
    2. 10 µL van de verzamelde schorsing invoegen in de hemocytometer en graaf alle cellen die levensvatbaar in alle uithoeken van het plein zijn.
    3. De formules voor de berekening van de dichtheid van de cellen voor het voorbereiden van de kolven worden:
      Equation 1
      Equation 2
    4. toevoegen van ten minste 500.000 cellen per 25 cm 2 kolf. Pipetteer tot 5 mL van de DMEM in elke kolf. Het mengsel moet niet het bereiken van de hals van de kolf. Plaats ze in een incubator 37 ° C bij 5% CO 2, gedurende 3 dagen, dan veranderen de media.
  4. Astrocyt zuivering technieken: media wijzigen, mechanische en chemische strategieën
    Opmerking: de stofwisseling van astrocyten is hoog in vergelijking met andere celtypes, daarom in voedingswaarde beroofd voorwaarden, deze cellen Toon lage overlevingskansen na een paar dagen. In tegenstelling tot de astrocyten, microglia worden niet beïnvloed door voeding ontbering en vermenigvuldigen in dergelijke omgevingen 18. Als u wilt behouden van een beperkt aantal microglial cellen, wijzigen de auteurs de astroglial media voor de cultuur van de cel om de 3 dagen Deze constante verandering in cel media zal ook dalen de microglial bevolking die op de top van de astrocytic cel enkelgelaagde in de kolf 19 kan groeien.
    1. Gebruik een Pasteur pipet om de media met niet-aanhanger microglial cellen uit elk van de kolven gecombineerd. Wassen puin achtergelaten met behulp van steriele gefiltreerd PBS aan elk van de kolven op een dropwise wijze (5 mL/kolf).
    2. Toevoegen de steriele-gefilterd DMEM (met antibiotica en foetale runderserum) ontkleuring aan elke maatkolf (5 mL/kolf). Zachtjes doorroeren in een cirkelvormige beweging ter dekking van het gehele aardoppervlak.
    3. Plaats cellen in een 37 ° C incubator op 5% CO 2 8-10 dagen totdat de kolven confluentie bereiken (> 95% dekking van de plaat).
      Opmerking: Verschillende protocollen hebben aangetoond dat wanneer de astrocyten bereiken confluentie, mechanische methoden, zoals het schudden van de cultuur van 2 tot 24 h, leidt tot het detachement van cellen die op de top van deze astrocyten, voornamelijk microglia en voorloper cellen liggen 19 , 20.
    4. Non-astrocytic cellen zijn cultuur verminderd met het uitvoeren van de orbitale schudden bij 180 omwentelingen per minuut gedurende 30 minuten. Na het verwijderen van cellen in de bovendrijvende substantie, verse media is afgepipetteerde in de maatkolf (~ 15 mL).
    5. Te elimineren de Oligodendrocyt voorlopercellen, schudden snelheid verhogen tot 200 rpm voor 6 h 21 , 22 , 23, aspirate supernatant en Pipetteer verse media.
      Opmerking: Om te verminderen de aanwezigheid van microglia in de culturen, twee chemische methoden kunnen opeenvolgend worden gebruikt (niet tegelijkertijd) in de primaire cel cultuur methodologie: Arabinose cytosine (Ara-C) en L-leucine methyl ester (LME) 24.
    6. Onmiddellijk wanneer cellen bereiken confluentie (100%), 3-4 dagen na de mechanische verwijdering van microglia, deze cellen kunnen worden behandeld met 8 µM van de antimitotische samengestelde Arabinose cytosine (Ara-C) in DMEM voor 5 dagen (wijzigen naar verse Ara-C in DMEM dagelijks).
      Opmerking: Het punt van de tijd toe te voegen van Ara-C is van cruciaal belang omdat deze verbinding een antimitotische drug, die het aantal snel-delende cellen zoals microglia 19 , 25 en fibroblasten vermindert 26 . In tegenstelling tot microglia, wanneer confluente, astrocyten stoppen prolifererende via contact remming 27.
    7. 2 dagen voor de cellen om te herstellen van Ara-C behandeling toestaan.
    8. Een verdere verlaging van de besmetting van de microglial, nadat cellen confluentie bereiken, 50 mM van L-leucine methylester (LME) gebruiken in de DMEM vastgesteld op pH 7.4, gedurende 1 uur bij 37 ˚C.
      Opmerking: LME kruist het membraan van cellen en organellen en na wordt gehydrolyseerd, de L-leucine geproduceerd accumuleert in de lysosomen van deze cellen. De accumulatie van dit aminozuur leidt tot een osmotische zwelling en breuk van lysosomen 28 , 29. LME is zeer effectief bij het elimineren van microglia, ten opzichte van andere cellen 20 , 30.

4. Cultiveren van astrocyten bij 6-Wells-platen

  1. coverslips van de Coating met poly-D-lysine
    1. Put een dekglaasje aan in elk 35 mm petrischaal, dan Voeg 100 µL van de verdunde oplossing van de Poly-D-Lysine voor elke dekglaasje aan en wacht 1 h.
    2. Verwijderen van de Poly-D-Lysine en spoel tweemaal met 2 mL steriel water.
    3. Verwijderen van water en wacht op coverslips te drogen in de kap. Opslaan van de coverslips bij-20 ° C voor maximaal twee weken.
      Opmerking: Bevriezen van de verdunde oplossing van de Poly-D-Lysine; het kan worden opgeslagen voor maximaal twee weken.
  2. Trypsinebehandeling
    1. met behulp van een pipet van Pasteur, gecombineerd met het medium van de kolven. Voeg toe 5 mL/kolf van steriele gefiltreerd PBS te voorzichtig spoelen van de cellen.
    2. Aspirate uit de PBS, en voeg vervolgens toe 5 mL/kolf steriele gefiltreerd 0,25% trypsine en 0,5 mM EDTA-oplossing. Plaats de kolf in de 37 ˚C, 5% CO 2 incubator voor 10 min.
      Opmerking: Terwijl de cellen worden aan het broeden, verwarm 5 mL/destillatiekolf van verse volledige DMEM bij 37 ° C.
    3. Na 10 min van incubatie, doorroeren om ervoor te zorgen dat alle cellen worden getild aan de kolf. Voeg snel de 5 mL warme volledige DMEM aan elke maatkolf, te neutraliseren de trypsine.
    4. Pipetteer zachtjes de cellen op en neer meerdere malen te breken om het even welk " bosjes ". Zwevende cellen van beide kolven overbrengen naar een conische centrifuge tube van 15 mL.
    5. Centrifuge voor 5 min. op 200 x g voor het verzamelen van de cel-pellet. Resuspendeer de pellet in 500 µL van medium en overgaan tot het plaatsen van de cellen in de kolven.
      Opmerking: Voorbeelden van analyses te verrichten met cellen: 1) Reverse transcriptie polymerasekettingreactie (RT-PCR) voor het analyseren van genexpressie; 2) westelijke vlek te evalueren eiwit expressie; 3) stroom cytometry analyse te kwantificeren van het aantal neurale voorlopercellen en proteïnen van belang; 4) immunofluorescentietest voor het analyseren van eiwit expressie en localisatie.
  3. Seeding astrocyten
    1. na de behandeling van de primaire astrocyten met trypsine (Zie 4.2), verzamelen van 100 μl van de celsuspensie in een tube van de microcentrifuge 1,5 mL en voeg 100 μl van 0,5% trypan blauwe.
    2. Toevoegen 10 μL van de verzamelde suspensie in trypan aan de hemocytometer blauw met graaf alle cellen die levensvatbaar zijn.
    3. Gebruik van de formules in stap 3.3 voor het berekenen van de dichtheid van de cellen voor het voorbereiden van de kolven.
    4. Voorbereiden de multi goed gerechten door het toevoegen van een steriele, poly-D-Lysine gecoat dekglaasje aan aan elk putje. Pipetteer van de 50.000 cellen en vul de rest van het volume in elke multi goed schotel met verse medium (ongeveer 2 mL).
    5. Plaatst de multi goed gerechten in de incubator 37 ˚C op 5% CO 2 en, na 5-7 dagen, de astrocyten kunnen groeien en betrekking hebben op het gehele oppervlak van de coverslips.

5. OGD Protocol voor primaire astrocyten

  1. middelgrote voorbereiding van OGD
    1. Supplement Dulbecco ' s bewerkt Eagle ' s middellange-free glucose met 3,7 g/L natriumbicarbonaat, en 1% penicilline/streptomycine. Zie materialen in tabel 4.
    2. Purge 20 mL van de glucose vrij medium door borrelen met 95% N 2 / 5% CO, 2 voor 10 min op een stroom van 15 L/min (aangegeven met de flowmeter) door het invoegen van een serologische pipet op het gassysteem op de middellange.
      Opmerking: Na het verwijderen van het medium van zuurstof, breng de pH op 7.4 (zie opmerking op stap 2.1).
    3. Filteren het gezuiverd glucose-gratis medium gebruik van een systeem van de filter van de buis van 50 mL.
      Opmerking: Maken van verse OGD medium voor elk experiment, borrelen met 95% N 2 / 5% CO, 2 alvorens het te gebruiken, om ervoor te zorgen dat de cellen worden blootgesteld aan een omgeving gezuiverd van zuurstof.
  2. Experimentele procedure
    1. binnen de kap weefselkweek, verwijder Astrocyt medium van eerder bereid coverslips (zie stap 4.3.5) en wassen met cellulaire PBS tweemaal te verwijderen glucose in de cellen.
    2. Voeg toe 2 mL van het OGD-media aan elk goed en plaats de multi goed gerechten binnen de hypoxie kamer met hun deksels af
    3. Sluit het gasmengsel aan de klep van de ingang en laat de exit-klep open. Spoelen van de zaal met het gasmengsel van 95% N 2 / 5% CO 2, op 15 L/min gedurende 5 minuten
    4. Sluit de gasstroom, en eerst sluit de klem op de klep afsluiten, dan sluit de klem op de gas ingang ventiel slang.
      Opmerking: Zorg ervoor er geen lekkage gas door te bedekken het zegel van de kamer met zeepwater. Als het zegel veilig is, geen luchtbellen vormen moeten.
    5. Plaats van de hele zaal in de cel cultuur incubator bij 37 ° C gedurende 1 uur of 6 h in OGD.
    6. Na incubatietijd voorbij is, de media van OGD gecombineerd en zorgvuldig Pipetteer 2 mL van volledige DMEM op elk 4,67 cm 2 goed voor de normoxic verwerken 24 h.

6. Protocol voor primaire Astrocyt immunofluorescentie voorbereiding

Opmerking: om te beoordelen Astrocyt zuiverheid, verschillende hersenen cel typen, zoals oligodendrocyten, microglia en neuronen kunnen worden gedetecteerd door immunofluorescentie met behulp van verschillende cel markeringen. Proliferatie markeringen, PCNA en propidium jodide (PI) kunnen worden gebruikt op primaire astrocyten blootgesteld aan OGD gevolgd door normoxic voorwaarden. Zie materialen in Tabel of Materials.

  1. Immunofluorescentie voorbereiding
    Opmerking: dit is een algemene immunofluorescentie protocol, kleine wijzigingen kunnen worden uitgevoerd om te bereiken van een optimale signaal (bijvoorbeeld, langere perioden van de incubatie, incubatietemperatuur). Iedere markeerdraad uit tabel 1 kan worden gebruikt volgens de fabrikant ' s-protocol.
    1. Om te beoordelen van de levensvatbaarheid van de cellen, cellen kunnen worden geïncubeerd gedurende 5 minuten bij 37 ° C met PI (5 µM in volledige DMEM) en was tweemaal met 2 mL PBS voor 5 min. cellen die Toon PI kleuring minder levensvatbare zijn.
      Opmerking: Gebruik de cellen behandeld in stap 5.2.6.
    2. Om op te lossen cellen na PI kleuring, voeg 2 mL 4% formaline per 4,67 cm 2 Nou, gedurende 20 minuten op 4 ˚C. Voor monsters met PCNA het label, de voorkeur fixing oplossing is methanol gedurende 10 minuten op 4 ˚C.
      Let op: Formaline en methanol giftig zijn.
      Opmerking: Controleer altijd specifiek antilichaam Protocollen van elke onderneming.
    3. Cellen met 2 mL PBS gedurende 5 minuten wassen en herhaalt u deze stap 3 keer.
    4. Incubeer de cellen in het blokkeren van de oplossing (0,5% niet-ionogene oppervlakteactieve stof, 10% FBS in PBS) gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur met zacht schudden.
    5. De cellen met 2 mL PBS gedurende 5 minuten wassen, wassen 3 keer herhalen.
    6. Incubeer bij 4 ° C, 's nachts (16u), met primair antilichaam (PCNA, GFAP) in een oplossing van 1% FBS in PBS.
    7. Verwijderen van de primair antilichaam-oplossing, de cellen met 2 mL PBS gedurende 5 minuten wassen en herhaal deze stap 3 keer.
    8. Incubate met secundair antilichaam geconjugeerd met fluorophore in een oplossing van 1% FBS in PBS, gedurende 1 uur, bij kamertemperatuur.
    9. Wassen van de cellen met 2 mL PBS voor 5 min, herhaalt u deze stap 3 keer. Voeg 1 µg/mL DAPI (4 ', 6 ' - diamidino - 2-phenylindole) voor 5 min om vlek celkernen.
    10. Wassen van cellen met 2 mL PBS 5 min, herhaalt u deze stap tweemaal en houd in PBS.
    11. Voorbereiden van de coverslips op een microscoopglaasje met montage middellange.
  2. Confocal microscoop
    1. na het opzetten van de Microscoop, leg het dekglaasje aan kant naar beneden in het werkgebied Microscoop.
    2. Met behulp van de software, selecteer een laserstraal op 543nm voor GFAP-Cy3 geconjugeerd antilichaam.

7. Cel levensvatbaarheid Assay

  1. Trypsinize en kwantificeren van astrocyten door stap 4.3 en 4.4.
  2. 1 x 10 4 cellen per putje toevoegen aan 96-wells-platen en ze groeien naar confluentie.
  3. Hand van de methodologie uit stap 5, bloot gekweekte 96-wells-platen aan beide normoxic 1 h OGD of 6 h OGD.
  4. Na OGD behandeling, normoxic media wordt toegevoegd aan alle cellen gedurende 24 uur en levensvatbaarheid is gemeten met behulp van MTT reagens assay (gebruiken als fabrikant ' s instructies aangeven).
  5. Van een MTT-oplossing van 5 mg/mL, voeg toe 10% van het totale volume aan elk putje en incubeer gedurende 3 uur op 37 ˚C met het reagens MTT.
  6. Verwijder media en resuspendeer kristallen met behulp van 200 µL dimethylsulfoxide. Lees de plaat in een spectrofotometer bij 570 nm.
    Opmerking: Een verminderde absorptie ten opzichte van de cellen zal correleren met minder levensvatbaarheid.

Representative Results

Een van de belangrijkste zorgen van de primaire astrocytic cultuur is de aanwezigheid van andere cellen zoals neuronen, oligodendrocyten, microglia en fibroblasten. In Figuur 1, geïsoleerde cellen van rat cortices hadden media wijzigingen om de 3 dagen en waren ofwel onbehandeld of behandeld met toegevoegd LME voor 1 h. 24 h later, cellen werden immunostained voor GFAP en counterstained met DAPI. Onbehandelde cellen toonde een gemiddelde van 39% niet-GFAP positieve cellen, terwijl de LME-behandelde cellen bleek 8%. Deze resultaten tonen hoe LME behandeling en media effectief verminderde niet-GFAP positieve cellen met 4,75 vouwen wijzigen, produceren een verrijkt-Astrocyt cultuur. Om te bepalen als 1 uur of 6 h OGD Astrocyt levensvatbaarheid na deze methode beïnvloedt, toont Figuur 2 een MTT-bepaling van de Astrocyt culturen, 24 h na de belediging. Geen significant verschil in levensvatbaarheid werd gevonden in elke aandoening, waaruit blijkt dat beide keren kan worden gebruikt voor het bestuderen van Astrocyt reactiviteit. Celproliferatie is een van de gevolgen veroorzaakt door OGD in astrocyten. Delende cel nucleair antigeen (PCNA) in Figuur 3 verhoogd van 10% in de normoxic cellen, tot 30% na 1 h OGD, toont de verwachte in vivo astrocytic reactie15. Ten slotte werden astrocyten blootgesteld aan 6 h van OGD gevolgd door 24 h normoxic voorwaarden. Na deze periode van tijd, werd immunofluorescentie tegen GFAP uitgevoerd. OGD-blootgesteld cellen werden vergeleken met astrocyten onder normoxic omstandigheden. Astrocyten zonder OGD tonen de traditionele Notti morfologie (figuur 4A), terwijl cellen die onderging OGD duidelijk de karakteristieke hypertrofie van reactieve astrocyten (figuur 4B presenteren). Deze hypertrofie kan worden gevisualiseerd in de overeenkomstige differentiële interferentie contrast (DIC) afbeelding van corticale rat astrocyten onder normoxic OGD (Figuur 5).

Figure 1
Figuur 1 . Immunofluorescentietest voor het valideren van primaire corticale rat astrocyten cultuur zuiverheid met GFAP en DAPI. (A) de linker paneel vertegenwoordigt GFAP positieve cellen (rood), het middelste deelvenster toont kernen (DAPI, blauw), en het rechterdeel toont samengevoegde afbeeldingen van niet-LME-behandelde (bovenste deelvensters) en LME-behandeld (lagere) cellen. Witte pijlen wijzen naar niet-GFAP-positieve cellen gekleurd. (B) kwantificeren van niet-GFAP positieve kernen in de LME en niet-LME behandeld cellen. Een ongepaard t-test werd uitgevoerd (p < 0.0001) en de foutbalken vertegenwoordigen de gemiddelde met SEM. schaal bars vertegenwoordigen 50 micron en foto's werden genomen op 20 x vergroting. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 2
Figuur 2 . Bepaling van de levensvatbaarheid van de astrocyten met 24u Gasbedwelming met OGD. Astrocyten werden gekweekt in 96-wells-platen en blootgesteld aan normoxic, 1 h OGD of 6 h OGD voorwaarden. Cellen werden toegevoegd aan normoxic media gedurende 24 uur na de behandeling, en levensvatbaarheid werd gemeten met behulp van MTT assay. Absorptie bij 570 nm toont de levensvatbaarheid van de cellen van OGD-blootgesteld cellen in cultuur in vergelijking met in normoxic voorwaarden cellen. Data werd geanalyseerd met one-way ANOVA (p = 0.9669) en gepresenteerd met de foutbalken die de gemiddelde met SEM. vertegenwoordigen Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 3
Figuur 3. Proliferatie in rat astrocyten verhoogt bij blootstelling aan deprivatie van zuurstof en glucose en kan worden opgespoord met behulp van PCNA als merkstof. (A) het linker paneel vertegenwoordigt PCNA positieve cellen (groen), het middelste paneel toont kernen (DAPI, blauw), en het rechterdeel toont samengevoegde beelden van normoxic cellen (bovenste deelvenster) en 1 h OGD behandeld cellen (lagere paneel). (B) procent van de positieve cellen van de PCNA in normoxic versus OGD behandeld cellen. Een ongepaarde-test werd uitgevoerd (p < 0.0001) en de foutbalken vertegenwoordigen de gemiddelde met SEM. schaal bars vertegenwoordigen 50 micron en foto's werden genomen op 20 x vergroting. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 4
Figuur 4 . Expressie van gliale Fibrillary zuur eiwit (GFAP) geconjugeerd met Cy3 in primaire rat corticale Astrocyt cultuur. (A) de astrocyten in een normoxic omgeving Toon de kenmerkende Notti morfologie. De tussenliggende gloeidraad proteïne, GFAP, vult de cel organen en strekt zich uit in de dunne cytoplasmatische processen. (B) na 6 h van OGD blootstelling astrocyten aangenomen een hypertrofische morfologie. Weegschaal vertegenwoordigen 20 micron en foto's werden genomen op 40 x vergroting in een confocal microscoop. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Figure 5
Figuur 5 . Corticale rat astrocyten onder normoxic en zuurstof-glucose ontbering. De immunofluorescentie van astrocyten onder normoxic omstandigheden (bovenste linker paneel) of 6 h OGD (lagere linker paneel), gekleurd met behulp van een Cy3-geconjugeerde antilichaam tegen het algemeen kaderakkoord voor vrede. De overeenkomstige differentiële interferentie contrast (DIC) afbeelding wordt getoond op het juiste paneel. Schaal balk 20 micron en foto's werden genomen op 20 x vergroting. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.

Doel Antilichaam/markering Beschrijving
Astrocyt cultuur validatie IBA-1 Detecteert microglial cellen
NeuN Identificeert volwassen neuronen
Olig1 Volwassen oligodendrocyten detecteert
Olig2, NG2 Detecteert Oligodendrocyt voorlopercellen
GalC Onvolwassen of volwassen oligodendrocyten identificeert
Proliferatie PCNA Bindt p36 eiwit, uitgedrukt op een hoog niveau in delende cellen
Levensvatbaarheid van de cellen Propidium jodide (PI) Bindt aan het DNA, geeft deze markering aan gebrek van de levensvatbaarheid van de cellen
tr > MTT Maatregelen mitochondriale functionaliteit Reactiviteit GFAP Indicator van Astrocyt reactiviteit

Tabel 1. Lijst van gebruikte om verschillende soorten cellen en cellulaire processen vlek reagentia

Discussion

Dit protocol beschrijft het isolement van astrocyten van rat cortices. In deze methode is het cruciaal belang voor het verminderen van de verontreiniging met andere cellulaire soorten zoals oligodendrocyten, microglia en fibroblasten. Verklein het aantal microglia en verschillende stappen kunnen worden genomen: de media, orbital schudden en chemische behandelingen wijzigen. Zodra de zuiverheid van de cultuur wordt bevestigd door immunofluorescentie met behulp van selectieve cellulaire markeringen of voor de meest prominente cel verontreinigingen, kunnen experimenten worden uitgevoerd. Bijvoorbeeld kan antistoffen tegen geïoniseerd calcium bindende adapter molecuul 1 (Iba-1) worden gebruikt om op te sporen microglia. Deze cellen worden geëlimineerd samen met Oligodendrocyt voorlopercellen (OPCs) na de kolf te onttrekken, neuronale dood begint vroeg in de cultuur en media op dag 331wijzigen. Oligodendrocytic voorlopercellen kunnen worden geïdentificeerd met behulp van antilichamen zoals olig2 of NG2. GalC kunnen worden gebruikt voor identificatie van onvolwassen of volwassen oligodendrocyten, maar in dit stadium cultuur dit onwaarschijnlijk te vinden zijn. U kunt ook, niet-GFAP positieve cellen kunnen worden gekwantificeerd en verontreinigingen kunnen worden geschat. Deze laatste methode zal doet niet onderscheiden tussen de specifieke cellen, maar een snellere en meer economische methodologie om te bepalen van het percentage van niet-astrocytic cellen in de cultuur.

Zodra een Astrocyt verrijkt cultuur wordt geproduceerd, kunnen OGD experimenten worden uitgevoerd om te studeren Astrocyt reactiviteit. Zuiveren van een oplossing met stikstof door borrelen om te vervangen door zuurstof is een algemeen gebruikt protocol32. In onze methodologie gebruiken we de borrelende methode voor het zuiveren van zuurstof met stikstofgas (95% N-2, 5% CO2) in het glucose-vrije media op een debiet van 15 L/min, 10 min, voor een totaal volume van 0,025 L. Om te bevestigen dat de zuurstof wordt gespoeld, we de zuurstofconcentratie in de media blijft met behulp van een zuurstofmeter voor vloeistoffen en lucht gemeten. De zuurstofconcentratie in de media na het zuiveren voor 10 min resterende gedaald van 7,9 mg/L tot 0.3 mg/L. Om te bepalen hoe lang de kamer moet worden verwijderd ter vervanging van zuurstof, zuiveren met N2 werd uitgevoerd met behulp van niet minder dan de suggestie van de fabrikant van de kamer (20 L/min, 2-5 min). Na 5 min zuiveren op 15 L/min, was de zuurstofconcentratie nog in de zaal 0%. Andere methoden met behulp van soortgelijke kamers hebben verwijderd op een debiet van 8-20 L/min, en tijden van 5-10 min te vervangen lucht zuurstof met stikstof33,34.

Net als andere cellulaire modellen, de OGD heeft beperkingen en resultaten moeten zorgvuldig worden geïnterpreteerd. De OGD schadelijk kan zijn voor neuronen, echter de astrocyten deze voorwaarden voor maximaal 24 h35kunnen weerstaan. Een andere beperking is dat de astrocyten in dit systeem, ontbreekt signalering uit andere cellen worden geïsoleerd. Een manier om deze beperking ondervangen is geconditioneerd om media te gebruiken uit andere cellen onder dezelfde voorwaarden ischemische-achtige. U kunt ook kunnen cytokines of andere factoren worden toegevoegd aan de media na OGD36.

Een alternatieve methode voor het bestuderen van de effecten van een energie tekort in de cellen, is het toevoegen van Ouabaïne aan de media.  Deze stof remt voornamelijk de natrium/kalium-pomp, die de intracellulaire productie van ATP, vergelijkbaar met de effecten van OGD37,38put. Echter, deze methode heeft als nadeel dat alle zijn mechanismen niet volledig begrepen worden en het af-target effecten, induceert die variabelen waaruit een onrealistisch ischemische beroerte scenario introduceert.

Kortom is de methode van OGD een geïsoleerde cel-systeem dat ons toelaat om de effecten van verschillende astrocytic drug targets in vitro die verder aan neuroprotectie bijdragen kunnen rechtstreeks te testen. Het biedt ook een instrument om te studeren fundamentele Astrocyt biologie. Dit model kunt maken met een sterke basis van bewijsmateriaal is om experimentele omstandigheden voor de ontwikkeling van geneesmiddelen die met behulp van een in vivo -model van een beroerte.

Disclosures

De auteurs hebben niets te onthullen.

Acknowledgments

De auteurs willen Paola López Pieraldi dank voor de technische bijstand. A.H.M. is dankbaar voor de subsidies 8G12MD007600 en U54-NS083924, die deze publicatie worden ondersteund. Wij danken de NIH-NIMHD-G12-MD007583 subsidie voor de ondersteuning van de faciliteit. D.E.R.A. is dankbaar voor de fellowship geboden door NIHNIGMS-R25GM110513. We zijn dankbaar voor het gebruik van de gemeenschappelijke ruimte van de instrumentatie en de hulp van Dr. Priscila Sanabria voor het gebruik van de optische Imaging faciliteit van het programma van de RCMI door G12MD007583 verlenen. Wij willen bovendien Jose Padilla bedanken voor zijn uitstekende rol in filmen en bewerken van het visuele protocol.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Instruments for Surgery - Step 1
Operating scissor 5.5” Roboz Company RS-6812 Tools used to decapitate the rats.
Curved forceps 7”  Roboz Company RS-5271 Holds the skin of the rat while the skull is removed.
Micro-dissecting scissors 4”  Roboz Company RS-5882 Cuts both the skin and skull of the rat.
Micro-dissecting forceps 4” angled, fine sharp  Roboz Company RS-5095 Holds the skin of the rat while the skull is removed.
Micro-dissecting forceps 4” slightly curved 0.8 Roboz Company RS-5135 Tool used to separate cortices.
Micro-dissecting tweezers Roboz Company RS-4972 Peels brain meninges.
Dissection microscope Olympus SZX16 Important for removing the meninge from the cortices.
DMEM Preparation - step 2
Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium (DMEM) GibCo. Company 11995-065 Supports the growth of cells.
Sodium bicarbonate Sigma-Aldrich Company S7277 Supplement for the cell culture media.
Fetal bovine serum (FBS) GibCo. Company 10437-010 Serum-supplement for the cell culture.
Penicillin-Streptomycin  GibCo. Company 15140-148 Inhibits the growth of bacterias in the cell culture.
Filter System 1L with 0.22um pore Corning 431098
Astrocyte culture - step 3
Serological pipets 5mL VWR 89130-896 To pipette DMEM to containers with cells.
Serological pipets 10mL VWR 89130-898 To pipette DMEM to containers with cells.
Serological pipets 25mL VWR 89130-900 To pipette DMEM to containers with cells.
Centrifuge conical tube 15mL Santa Cruz Biotechnology sc-200250
Safe-lock tube 1.5mL Eppendorf 022363204
Barrier Tips 200 uL Santa Cruz Biotechnology sc-201725
Barrier Tips 1 mL Santa Cruz Biotechnology sc-201727
Biohazard Orange Bag 14 x 19" VWR 14220-048
60mm petri dishes Falcon 351007
Sterile gauze pads Honeywell Safety 89133-086
Stomacher 80 Biomaster Sewar Lab System 030010019 Triturate the brain tissue.
Stomacher 80 Blender Sterile Bags Sewar Lab System BA6040 Sterile bag for the stomacher cell homogenizer.
Beaker 400mL Pyrex 1000
Sterile cell dissociation sieve, mesh #60  Sigma-Aldrich Company S1020 To obtain a uniform single cell suspension.
Sterile cell dissociation sieve, mesh #100 Sigma-Aldrich Company S3895 To obtain a uniform single cell suspension.
Invert phase microscope Nikon Eclypse Ti-S Verify cells for contamination or abnormal cell growth.
75cm2 sterile flasks Falcon 353136
Multi-well plate Falcon 353046
Micro cover glasses (coverslips), 18mm, round VWR 48380-046
Bright-Line hemacytometer Sigma-Aldrich Company Z359629
Pasteur pipettes Fisher Scientific 13-678-20D
Ethyl alcohol  Sigma-Aldrich Company E7023
L-leucine methyl ester hydrochloride 98% (LME) Sigma-Aldrich Company L1002 Promotes the elimination of microglia cells in the primary cortical astrocyte cultutre.
Cytosine β-D-arabinofuranoside (Ara-C) Sigma-Aldrich Company C1768
Poly-D-Lysine Hydrobromide, mol wt 70,000-150,000 Sigma-Aldrich Company P0899
Trypsin/EDTA GibCo. Company 15400-054
Trypan Blue Sigma-Aldrich Company T8154
Phosphate buffer saline (PBS) tablets Calbiochem 524650
Sterile Water Sigma-Aldrich Company W3500
 OGD Medium Preparation - step 5
Centrifuge conical tube 50 mL VWR 89039-658
Dulbecco’s modified Eagle’s medium-free glucose Sigma-Aldrich Company D5030 Supports the growth of cells.
Sodium bicarbonate Sigma-Aldrich Company S7277 Supplement for the cell culture media.
Penicillin-Streptomycin  GibCo. Company 15140-148 Inhibits the growth of bacterias in the cell culture.
200mM  L-glutamine  GibCo. Company 25030-081 Amino acid that supplements the growth of cells.
Phospahet buffer saline (PBS) tablets Calbiochem 524650
Filter System 50mL with 0.22um pore Corning 430320
Centrifuge conical tube 50 mL VWR 89039-658
Single Flow Meter  Billups-Rothenberg SMF3001 Measure gas flow in oxygen purge.
Hypoxia Incubator Chamber  StemCell 27310 Generates a hypoxic environment for the cell culture.
Traceable Dissolved Oxygen Meter VWR 21800-022
95% N2/ 5% CO2 Gas Mixture Linde Purges the environment of oxygen.
primary astrocyte immunofluorescence - step 6
Phosphate buffer saline (PBS) tablets Calbiochem 524650
Formaline Solution Neutral Buffer 10% Sigma-Aldrich HT501128 Solution used to fix cells.
Methanol  Fisher A4544 Solution used to fix cells.
Non-ionic surfactant (Triton X-100) Sigma-Aldrich T8787
Fetal bovine serum (FBS) GibCo. Company 10437-010 Serum-supplement for the cell culture.
Anti-NeuN Cell Signaling 24307 Detects mature neurons, serves to validate the astrocytic culture.
Anti-PCNA Cell Signaling 2586 Detects proliferating cells.
Propidium Iodide (PI) Sigma-Aldrich Company P4170 Apoptosis staining.
Anti-Olig1 Abcam AB68105 Detects mature oligodendrocytes.
Anti-Iba1+ Wako 016-20001 Detects microglial cells.
Anti-GFAP Conjugated with Cy3  Sigma-Aldrich Company C9205 Detects reactive astrocytes in the treated cells.
Alexa Fluor 488 Molecular Probe Life Technology A1101 Anti-Mouse Secondary Antibody.
Alexa Fluor 555 Molecular Probe Life Technology A21428 Anti-Rabbit Secondary Antibody.
4’,6’-diamidino-2-phenylindole (DAPI) Sigma-Aldrich Company D9542 Nuclear staining.
Confocal microscope Olympus

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Goldstein, L. B., Bertels, C., Davis, J. N. Interrater reliability of the NIH stroke scale. Arch Neurol. 46, (6), 660-662 (1989).
  2. Hinkle, J. L., Guanci, M. M. Acute ischemic stroke review. J Neurosci Nurs. 39, (5), 285-293 (2007).
  3. Kassner, A., Merali, Z. Assessment of Blood-Brain Barrier Disruption in Stroke. Stroke. 46, (11), 3310-3315 (2015).
  4. Moskowitz, M. A., Lo, E. H., Iadecola, C. The science of stroke: mechanisms in search of treatments. Neuron. 67, (2), 181-198 (2010).
  5. Ben Haim, L., Carrillo-de Sauvage, M. A., Ceyzeriat, K., Escartin, C. Elusive roles for reactive astrocytes in neurodegenerative diseases. Front Cell Neurosci. 9, 278 (2015).
  6. Broderick, J., et al. Guidelines for the Management of Spontaneous Intracerebral Hemorrhage in Adults 2007 Update: A Guideline From the American Heart Association/American Stroke Association Stroke Council, High Blood Pressure Research Council, and the Quality of Care and Outcomes in Research Interdisciplinary Working Group: The American Academy of Neurology affirms the value of this guideline as an educational tool for neurologists. Stroke. 38, (6), 2001-2023 (2007).
  7. Wang, R., et al. Oxygen-glucose deprivation induced glial scar-like change in astrocytes. PLoS One. 7, (5), e37574 (2012).
  8. Sofroniew, M. V. Reactive astrocytes in neural repair and protection. The Neuroscientist. 11, (5), 400-407 (2005).
  9. Sofroniew, M. V., Vinters, H. V. Astrocytes: biology and pathology. Acta neuropathologica. 119, (1), 7-35 (2010).
  10. Souza, D. G., Bellaver, B., Souza, D. O., Quincozes-Santos, A. Characterization of adult rat astrocyte cultures. PLoS One. 8, (3), e60282 (2013).
  11. Puschmann, T. B., et al. HB-EGF affects astrocyte morphology, proliferation, differentiation, and the expression of intermediate filament proteins. J Neurochem. 128, (6), 878-889 (2014).
  12. Robinson, C., Apgar, C., Shapiro, L. A. Astrocyte Hypertrophy Contributes to Aberrant Neurogenesis after Traumatic Brain Injury. Neural Plast. 1347987 (2016).
  13. Brekke, E., Berger, H. R., Wideroe, M., Sonnewald, U., Morken, T. S. Glucose and Intermediary Metabolism and Astrocyte-Neuron Interactions Following Neonatal Hypoxia-Ischemia in Rat. Neurochem Res. (2016).
  14. Cekanaviciute, E., et al. Astrocytic transforming growth factor-beta signaling reduces subacute neuroinflammation after stroke in mice. Glia. 62, (8), 1227-1240 (2014).
  15. Zhu, Z., et al. Inhibiting cell cycle progression reduces reactive astrogliosis initiated by scratch injury in vitro and by cerebral ischemia in vivo. Glia. 55, (5), 546-558 (2007).
  16. Bovolenta, P., Wandosell, F., Nieto-Sampedro, M. Neurite outgrowth over resting and reactive astrocytes. Restor Neurol Neurosci. 2, (4), 221-228 (1991).
  17. Anderson, M. A., et al. Astrocyte scar formation aids central nervous system axon regeneration. Nature. 532, (7598), 195-200 (2016).
  18. Hao, C., Richardson, A., Fedoroff, S. Macrophage-like cells originate from neuroepithelium in culture: characterization and properties of the macrophage-like cells. Int J Dev Neurosci. 9, (1), 1-14 (1991).
  19. Saura, J. Microglial cells in astroglial cultures: a cautionary note. J Neuroinflammation. 4, 26 (2007).
  20. Giulian, D., Baker, T. J. Characterization of ameboid microglia isolated from developing mammalian brain. J Neurosci. 6, (8), 2163-2178 (1986).
  21. Schildge, S., Bohrer, C., Beck, K., Schachtrup, C. Isolation and culture of mouse cortical astrocytes. J Vis Exp. (71), (2013).
  22. Armstrong, R. C. Isolation and characterization of immature oligodendrocyte lineage cells. Methods. 16, (3), 282-292 (1998).
  23. McCarthy, K. D., de Vellis, J. Preparation of separate astroglial and oligodendroglial cell cultures from rat cerebral tissue. J Cell Biol. 85, (3), 890-902 (1980).
  24. Pont-Lezica, L., Colasse, S., Bessis, A. Depletion of microglia from primary cellular cultures. Methods Mol Biol. 1041, 55-61 (2013).
  25. Svensson, M., Aldskogius, H. Synaptic density of axotomized hypoglossal motorneurons following pharmacological blockade of the microglial cell proliferation. Exp Neurol. 120, (1), 123-131 (1993).
  26. Wong, V. K., Shapourifar-Tehrani, S., Kitada, S., Choo, P. H., Lee, D. A. Inhibition of rabbit ocular fibroblast proliferation by 5-fluorouracil and cytosine arabinoside. J Ocul Pharmacol. 7, (1), 27-39 (1991).
  27. Nakatsuji, Y., Miller, R. H. Density dependent modulation of cell cycle protein expression in astrocytes. J Neurosci Res. 66, (3), 487-496 (2001).
  28. Reeves, J. P. Accumulation of amino acids by lysosomes incubated with amino acid methyl esters. J Biol Chem. 254, (18), 8914-8921 (1979).
  29. Thiele, D. L., Kurosaka, M., Lipsky, P. E. Phenotype of the accessory cell necessary for mitogen-stimulated T and B cell responses in human peripheral blood: delineation by its sensitivity to the lysosomotropic agent, L-leucine methyl ester. J Immunol. 131, (5), 2282-2290 (1983).
  30. Hamby, M. E., Uliasz, T. F., Hewett, S. J., Hewett, J. A. Characterization of an improved procedure for the removal of microglia from confluent monolayers of primary astrocytes. J Neurosci Methods. 150, (1), 128-137 (2006).
  31. Corvalan, V., Cole, R., de Vellis, J., Hagiwara, S. Neuronal modulation of calcium channel activity in cultured rat astrocytes. Proc Natl Acad Sci U S A. 87, (11), 4345-4348 (1990).
  32. Butler, I. B., Schoonen, M. A., Rickard, D. T. Removal of dissolved oxygen from water: A comparison of four common techniques. Talanta. 41, (2), 211-215 (1994).
  33. Tasca, C. I., Dal-Cim, T., Cimarosti, H. In vitro oxygen-glucose deprivation to study ischemic cell death. Methods Mol Biol. 1254, 197-210 (2015).
  34. Wu, D., Yotnda, P. Induction and testing of hypoxia in cell culture. J Vis Exp. (54), (2011).
  35. Rivera-Aponte, D., et al. Hyperglycemia reduces functional expression of astrocytic Kir4. 1 channels and glial glutamate uptake. Neuroscience. 310, 216-223 (2015).
  36. Berger, R., Garnier, Y., Pfeiffer, D., Jensen, A. Lipopolysaccharides do not alter metabolic disturbances in hippocampal slices of fetal guinea pigs after oxygen-glucose deprivation. Pediatric research. 48, (4), 531-535 (2000).
  37. Anderson, T. R., Jarvis, C. R., Biedermann, A. J., Molnar, C., Andrew, R. D. Blocking the anoxic depolarization protects without functional compromise following simulated stroke in cortical brain slices. Journal of neurophysiology. 93, (2), 963-979 (2005).
  38. Jarvis, C. R., Anderson, T. R., Andrew, R. D. Anoxic depolarization mediates acute damage independent of glutamate in neocortical brain slices. Cerebral Cortex. 11, (3), 249-259 (2001).
Toezicht Astrocyt reactiviteit en proliferatie <em>in Vitro</em> ischemische-achtige omstandigheden
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Ferrer-Acosta, Y., Gonzalez-Vega, M. N., Rivera-Aponte, D. E., Martinez-Jimenez, S. M., Martins, A. H. Monitoring Astrocyte Reactivity and Proliferation in Vitro Under Ischemic-Like Conditions. J. Vis. Exp. (128), e55108, doi:10.3791/55108 (2017).More

Ferrer-Acosta, Y., Gonzalez-Vega, M. N., Rivera-Aponte, D. E., Martinez-Jimenez, S. M., Martins, A. H. Monitoring Astrocyte Reactivity and Proliferation in Vitro Under Ischemic-Like Conditions. J. Vis. Exp. (128), e55108, doi:10.3791/55108 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter