Summary
Denne protokol beskriver metoden til bestemmelse af basal og forskolinstimuleret lipolyse i fedtpuder, der opnås fra normal chow diet (NCD) eller fedtsyre (HFD) ± capsaicin fodret vildtype-mus. Som et indeks for lipolyse blev glycerolfrigivelse målt fra inguinal adipose fatpads.
Abstract
Lipolyse er en proces, hvorved lipidet opbevaret som triglycerider i fedtvæv hydrolyseres til glycerol og fedtsyrer. Denne artikel beskriver metoden til måling af basal og forskolin (FSK) -stimuleret lipolyse i de indinale fedtpuder, der er isoleret fra vildtype-mus, der er fodret med enten normal chow diet (NCD), fedtfattig kost (HFD) eller en fedtfattig diæt indeholdende 0,01 % Af capsaicin (CAP; transient receptorpotential vanilloid subfamily 1 (TRPV1) agonist) i 32 uger. Fremgangsmåden beskrevet her for at udføre ex vivo lipolyse er vedtaget fra Schweiger et al. 1 Vi præsenterer en detaljeret protokol til måling af glycerolniveauer ved UV-synlig (UV / VIS) spektrofotometri. Den her beskrevne metode kan bruges til at isolere fedtpuder til lipolyse med succes for at opnå konsistente resultater. Protokollen beskrevet for induinal fedt puder kan let udvides til at måle lipolyse i andre væv.
Introduction
Fedtvæv opbevarer energi som fedt 2 og fedtsyreoxidation kræves til termogenese 3 , 4 . Fedtsyrer indtaget gennem kostvaner pakkes sammen med apoproteiner i chylomicroner og leveres til forskellige væv i kroppen via blodcirkulation. Selvom de fleste celler i kroppen opbevarer en energibesparelse, opbevarer fedtvæv overskydende energi som fedt 5 , 6 . Lipolyse i fedtvæv reguleres af komplekse processer, og molekylære detaljer af lipolyse forbliver stadig vage 7 .
Lipolyse er en proces, hvorved triglycerider (TGL), der opbevares i fedtvæv, hydrolyseres til dannelse af glycerol og fedtsyrer (FA) af enzymet adipose triglycerid lipase (ATGL) 8 . Ændringer i basal og stimuleret lipolyse er et karakteristisk træk ved fedme. BAsal lipolyse reguleres af ATGL-aktivering 9 , som omdanner TGL til diacylglycerol (DAG), der efterfølgende hydrolyseres til monoacylglycerol (MAG). Aktivering af hormonfølsom lipase (HSL) via adenylylcyclase aktiverer stimulering af proteinkinase A (PKA) med cyklisk adenosinmonophosphat (cAMP) og forårsager lipolyse. Måling af lipolyse, basal og stimuleret, er derfor vigtig for at analysere aktiviteten af proteiner involveret i denne proces. Desuden kan unraveling den molekylære regulering af lipolyse være gavnlig for at udvikle nye terapeutiske strategier mod fedme 10 . Da molekyler, som stimulerer lipolyse og fedtsyreoxidation, er potentielle kandidater til faldende fedtstoffer, der er lagret i depoter, er det vigtigt at anvende et robust assay for reproducerbarhed.
Tidligere offentliggjorte data tyder på, at aktivering af TRPV1 protein udtrykt i hvidt fedtvæv med CAP forbedret basalOg FSK (adenylylcyklaseaktivator) -stimuleret lipolyse i indinale fedtpuder 11 . Tidligere forskning tyder også på, at langsigtet aktivering af TRPV1 ved CAP aktiverer PKA 12 . Da aktiveringen af PKA stimulerer lipolyse 13 , 14 , der måler både basal og PKA-afhængig stimuleret lipolyse i indinale fedtpuder isoleret fra NCD eller HFD (± CAP) -fedmus efter 32 ugers fodring af de respektive diæt, vil valideringen af TRPV1's rolle Aktivering i lipolyse.
Denne artikel beskriver en effektiv metode til bestemmelse af basal og stimuleret lipolyse. Skønt andre metoder, der anvender radioaktive isotoper af glycerol og kedelig højtryksvæskekromatografi eller gaschromatografi / massespektrometri til målinger 15 , 16 er tilgængelige, giver denne metode en mere direkte, enkel og omkostningseffektivTeknik til bestemmelse af lipolyse i fedtvæv.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle protokoller følger retningslinjerne for dyresundhed ved University of Wyoming.
1. Husdyr og fodring
BEMÆRK: Voksen af voksne vildtype mus (C57BL / 6) (12 til 24 uger i alderen) blev opdrættet i forsøgsdyrfaciliteten i henhold til godkendte protokoller for institutionelle dyresundheds- og brugskomitéer (IACUC).
- Start fra uge 6, husmus i grupper på fire i separate bure og tilfældigt tildele dem til fodergrupper af NCD eller HFD (± 0,01% CAP) indtil uge 38.
BEMÆRK: CAP er en agonist af TRPV1-kanalprotein udtrykt i fedtvæv 11 , 17 . Bland CAP med HFD i en blender inden i emhætten og overfør den blandede blanding til en bakke, der indeholder små 1 i 2 partitioner. Opbevar bakken inde i en -20 ° C fryser. Fjern bakken, der indeholder HFD + CAP-kosten fra fryseren efter 24 timer, og opbevar den i en beholder ved -20 &# 176; C fryser indtil brug. - Husmus i et klimastyret miljø (22,8 ± 2,0 ° C, 45-50% fugtighed) med en 12/12-lys / mørk cyklus med adgang til angivet diæt og vand ad libitum .
- Ved afslutningen af 38 uger dissekeres indininale fedtvæv og anvendes til lipolyseforsøg (sektioner 2-7).
2. Forbereder mus til forsøgene
- Bedøve mus ved at injicere ketamin og xylazinblanding (henholdsvis 10 mg / kg og 80 mg / kg legemsvægt). Injicer 0,01 ml af blandingen / 10 g legemsvægt af mus.
- Bekræft dybbedøvelse med en fast tåhinde. Hvis der er en pedalrefleks, skal du prøve musen igen efter mindst 30 s.
- Brug dyre øje salve for at forhindre tørhed af øjnene under anæstesi. Forlad ikke mus uovervåget under nogen af procedurerne.
- Euthaniser mus ved at injicere en høj dosis af ketamin og xylazin-injektion (henholdsvis 10 mg / kg og 80 mg / kg legemsvægt) mixturE (0,01 ml / 10 g legemsvægt) efterfulgt af cervikal dislokation.
BEMÆRK: Denne metode for eutanasi er godkendt af University of Wyoming's IACUC.
3. Isolering af fedtpads
- Placer musen (fodret med NCD eller HFD (± CAP) i 32 uger) ligger på venstre side for proceduren.
BEMÆRK: Ved at placere musen på venstre side, vil venstre forben og venstre bagklap være på dissektionsplatformen, mens højre forben og højre bagklap vender væk fra platformen. - Steriliser hudoverfladen med en 2 tommer 2 gazepude gennemblødt i ca. 2,5 ml 70% ethanol. Lav en 2 - 3 mm lateral skæring gennem huden ved hjælp af en skalpel for at afsløre det underliggende fedtlag.
- Lav en 1 cm snit (afhængigt af musens størrelse) gennem huden ved hjælp af en skalpell lige under ribbeholderen over dorsaloverfladen, der forbinder de to laterale snit.
- Skræl hudflapet ved at trække det forsigtigtBrug sterile pincet og lad den subkutane pude være intakt ved ikke at skære fedtpladerne. Dette er den fede pude, der ligger under huden.
- Dissect fedtpuden forsigtigt fra den underliggende muskel og fascia ved hjælp af et par saks. Træk fedtpuden, da den er skåret fra den underliggende muskel.
BEMÆRK: Fedtpads vægt og størrelse afhænger af typen af mus (NCD eller HFD (± CAP) -fed). - Brug pincet til at overføre det til en petriskål, der indeholder fosfatbuffet saltvand (PBS) indtil lipolyseprøven, ved stuetemperatur (~ 15 min).
- Isolér fedtpladerne fra højre side af musen som beskrevet i trin 3.2-3.6.
4. Basal glycerolfrigivelse fra fedtpads
- Brug skarpe saks til at skære ca. 20 mg fedtvæv i 5 til 8 stykker.
- Inkuber de udskårne stykker af indinale fedtpuder i 200 μl inkubationsmedium (Dulbecco's Modified Eagel's Medium (DMEM) indeholdende 2% fedtsyrebovint serumalbumin (BSA)) ved 37 ° C, 5% CO2 og 95% fugtighed i 60 minutter.
- Opsaml inkubationsmediet og frys ved -80 ° C til lipolysestest.
BEMÆRK: De udskårne stykker anvendes til bestemmelse af proteinkoncentration efter lipidekstraktion. - Overfør de udskårne fedtstykker ved hjælp af pincet i 1 ml ekstraktionsopløsning (chloroform: methanol (2: 1, vol / vol) og 1% iseddikesyre) og inkuber i 60 minutter ved 37 ° C under kraftig omrystning ved 100 rpm. Kassér fedtudvindingsopløsningen.
BEMÆRK: Dette trin vil udtrække fedt fra de udskårne stykker. Kassér fedtudvindingsopløsningen, da det vil forstyrre proteinbestemmelsen. - Overfør vævet (fra trin 4.2.2) ved hjælp af pincet i et sterilt mikrofugerør indeholdende 500 μl lysisopløsning (0,3 N NaOH indeholdende 0,1% natriumdodecylsulfat, SDS) og inkuber natten over (12 timer) ved 55 ° C under kraftig omrystning Ved 100 omdr./min.
- Opsaml inkubationsmediet og frys ved -80 ° C til lipolysestest.
- Bestem proteinkoncentrationen af væv (trin 4.2.3) ved anvendelse af bicinchoninsyre (BCA) reagens og BSA som standard 18 .
- Optø det frosne medium (trin 4.2.1) på is og bestemm glycerolindholdet i mediet ved anvendelse af et frit glycerolreagens som beskrevet i protokolafsnit 6 og 7 6 .
- Ekstrapolere koncentrationen af glycerol i prøver fra standardkurven plottet under anvendelse af glycerolstandarder 19 og ekspression lipolyse som nanomol glycerol pr. Mg protein pr. H 20 .
5. FSK-stimuleret lipolyse
- Forinkubber ca. 20 mg injektionsfedtpude (5 til 8 udskårne stykker) opnået fra NCD eller HFD (± CAP) -fed vildtype-mus i 200 μl DMEM indeholdende 2% fedtsyrefri BSA, 10 μM FSK og 5 μM Triacsin C ved 37 ° C i 5% CO2 og 95% fugtighed i 60 minutter.
- Overfør vævsstykkerne med en pincet til et identisk medium og inkuberes i yderligere 60 minutter ved 37 ° C, 5% CO2 og 95% fugtighed. Opsaml inkubationsmediet og opbevar ved -80 ° C indtil lipolysevurderingen.
BEMÆRK: Stimulering af lipolyse forårsager hurtig frigivelse af fedtsyrer og glycerol inden for 15 minutter, hvilket er lineært i løbet af den første time og plateauer derefter. Da frekvensen af stimuleret lipolyse er højere og stabil mellem den første og anden time af FSK-stimulering, målt denne protokol lipolyse i den stimulerede tilstand efter den anden inkubationsperiode som beskrevet tidligere 1 . Så, både de eksperimentelle trin (5.1 og 5.1.1) er nødvendige.
6. Fremstilling af frit glycerolreagens
- Rekonstituer glycerolreagenset 19 i 40 ml deioniseret vand i et ravfarvet glas hætteglas, sæt en stop på hætteglasset og bland godt ved at vende 10 gange. Bland ikke ved omrystning.
- Opbevar hætteglasset ved 4 ° C inde i et køleskab, der er beskyttet mod lys, ved at dække hætteglasset fuldstændigt med aluminiumsfolie.
- Fortsæt til fremstilling af glycerolstandard (afsnit 7).
7. Fremstilling af glycerolstandard og bestemmelse af glycerolindhold
- Lav en bestand på 1 mM ved at fortynde 35 μl af det tilførte lager med 65 μl deioniseret vand.
BEMÆRK: Producenten leveret glycerol standard lager er 2,8 mM glycerol. - Tag fem methacrylatkuvetter med en længde på 1 cm. Mærk kuvetterne med en markør som 0, 1,25, 2,5, 5 og 10 nmol standard.
- Tilsæt 0, 1,25, 2,5, 5 og 10 μl 1 mM glycerolstandard til de respektive mærkede kuvetter. Foretag volumenet af hver kuvette til 10 μL med deioniseret vand.
- Lav 1 til 10 fortynding af alle prøver (fra trin 4.4 eller 5.1.1) ved at tilsætte 10 μL af prøven til 90 μl deioniseret vand i friske 500 μl prelabelerede centrifugerør. Tilsæt 10 μl af de fortyndede prøver i kuvetterne mærket med det respektive prøveidentifikationsnummer.
- Tænd UV-VIS spektrofotometeret og indstil bølgenLængde til 540 nm.
- Varm det frie glycerolreagens til stuetemperatur ved at holde hætteglasset (trin 6.2) ved stuetemperatur i 15 min.
- Opsæt en række mærket kuvetter som blank "0" nmol standard (trin 7.3), standarder (trin 7.3) og prøver (trin 7.4).
- Tilsæt 10 μl af hver standard og prøve i den respektive mærket kuvette. Brug "0" nmol standard som blank.
- Tilsæt 0,8 ml frit glycerolreagens i hver kuvette, der indeholder glycerolstandarderne under anvendelse af en 1 ml pipette.
- Dæk kyvetten med en 1,5 cm kvadratisk plastparafinfilm, og bland indholdet ved at dreje kyvetten om 3 gange og sæt til side ved stuetemperatur i 10 minutter.
- Placer kuvetten i UV-VIS spektrofotometeret og registrer absorbansen (540 nm bølgelængde).
- Plot standardkurven ved hjælp af koncentrationerne af standarderne (nmol) i X-aksen og den optagne absorbans i Y-aksen.
- Beregn koncentrationen af glYcerol i prøverne (nmol) ved ekstrapolering under anvendelse af standardkurven planlagt i trin 7.12.
- Multiplicere koncentrationen af prøver (nmol / kuvette) med fortyndingsfaktoren 10 (se trin 7.4) og 20 (totalvolumen)
- Opdel koncentrationen af glycerol i hver prøve (trin 7.13) med mg protein beregnet ved BCA-metoden.
BEMÆRK: Da de indinale fedtpudeprøver inkuberes i 60 minutter, repræsenterer resultaterne som nmol glycerol / mg protein / h.
- Lav en bestand på 1 mM ved at fortynde 35 μl af det tilførte lager med 65 μl deioniseret vand.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
For at evaluere effekten af CAP på basal og stimuleret lipolyse, målte denne forskning lipolyse i inguinal adipose fedt puder isoleret fra NCD eller HFD (± CAP) -fed vildtype mus. De repræsentative resultater for den basale og FSK-stimulerede lipolyse til de indinale fedtpuder er angivet i tabel I. Basal- og FSK-stimuleret glycerolfrigivelse i nærvær af Triacsin C, som hæmmer acylcoA-syntetase og forhindrer regenerering af TGL. Som vist i figur 1 undertrykte HFD den FSK-stimulerede lipolyse, og CAP øgede både basal og FSK-stimuleret lipolyse. Triacsin C blev brugt til at inhibere regenerering af TGL fra glycerol og fedtsyrer 11 . Alle data er udtrykt som middel ± SEM Sammenligninger mellem grupper analyseres ved hjælp af envejs ANOVA og efterfølgende analyser blev udført ved hjælp af Student's t- test. Sample størrelser er indstillet For at bestemme, om den gennemsnitlige værdi af en resultatvariabel i en gruppe afvigede væsentligt fra den i en anden gruppe. En p-værdi <0,05 betragtes som statistisk signifikant.
Figur 1: CAP øger basal og FSK-stimuleret glycerolfrigivelse i fedtpads. Bargrafer repræsenterer middel ± SEM for basal og FSK (10 μM) -stimuleret glycerolfrigivelse (nmol / mg protein / h) i de indinale fedtpuder isoleret fra NCD eller HFD (± CAP) -fed-vildtype-mus. ** Representerer statistisk signifikans for p-værdi <0.05 for n = 6. Klik venligst her for at se en større version af denne figur.
5 / 55625fig2.jpg "/>
Figur 2: Hydrolyse af triglycerider (TGL) resulterer i dannelsen af frie fedtsyrer (FFA) og glycerol. FFA undergår mitokondriel β-oxidation. Dette stimulerer sammen med opreguleringen af uncoupling protein 1 (UCP-1) termogenese. Glycerolfrigivelse måles ved hjælp af protokollen beskrevet i artiklen. Klik her for at se en større version af denne figur.
| lipolyse (Nmoles glycerol / mg protein / h) | NCD (N = 6) | HFD (N = 6) | HFD + CAP (N = 6) |
| Basal | 16,22 ± 1,28 | 17,16 ± 1,48 | 52,07 ± 2,66 |
| FSK stimuleret (Med triacsin C) | 54,88 ± 3,27 | 41,23 ± 4,43 | 72,04 ± 4,16 |
Tabel 1: Virkning af CAP på basal og FSK stimuleret lipolyse i fedtpads. Gennemsnitlig basal og FSK-stimuleret glycerol-frigivelse ± SEM målt i fedtvæv af fedtvæv opnået fra NCD-, HFD- eller HFD + CAP-fodret vildtype-mus.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Fordelingen af TGL i glycerol og fedtsyrer katalyseres af ATGL 9 under basal lipolyse og orkestreret ved en række proteiner, herunder aktivering af adenylylcyclase / PKA-afhængig vej under stimuleret lipolyse 21 , 22 , 23 . Forøgelse af lipolyse øger plasmaniveauerne af fedtsyrer til transport og energiforbrug 24 . Fedtsyrer optages af mitochondrier som acetyl CoA, som bruges til at producere energi.
Graden og omfanget af lipolyse kan effektivt måles ved glycerolfrigivelse fra fedtvæv ( tabel 1 og figur 1 ). Hydrolys af TGL producerer fedtsyrer og glycerol. Tidligere undersøgelser viste, at kosttilskud af CAP signifikant forbedrede både basale og FSK-stimulerede glyceroludslipE fra inguinal og brune fedtpuder 11 , 17 . Den forøgede produktion af fedtsyrer fra forøget lipolyse kunne tjene som foder til produktion af varme og termogenese, da CAP også signifikant øgede ekspressionen af mitokondrialt UCP-1 i de indinale fedtpuder. I overensstemmelse med denne opfattelse antyder tidligere forskning, at CAP forbedrede udtrykket af peroxisom proliferatoraktiveret receptor alfa (PPARα) i indinale fedtpuder, som spiller en kritisk rolle i mitokondriel fedtsyreoxidation og ved transkriptionel opregulering af UCP-1 25 , 26 , 27 . Derfor øgede CAP også metabolisk aktivitet, varmeproduktion og energiforbrug i HFD-fodrede mus 28 , 29 . Endvidere undertrykte HFD-fodring stimuleret lipolyse, mens CAP øgede basal og FSK-stimuleret PKA-afhængigT lipolyse samt forbedret insulinfølsomhed 30 . Som det er beskrevet af modellen i figur 2 , er det derfor rimeligt at fortolke, at CAP øger basal og stimuleret lipolyse uden at forårsage insulinresistens, da overskydende fedt brændes for at producere varme ved opkøling af mitochondriel UCP-1.
Denne artikel beskriver metoden til måling af glycerolfrigivelse fra hvide fedtvæv. Selvom adskillige fremgangsmåder, der bruger stabile isotoper af glycerol, er tilgængelige, kræver de enten højpræstationsvæskekromatografi eller gaskromatografi / massespektrometri til målinger 15 , 16 . Også målinger af glycerolradio-sporinger er forbundet med ikke-specificiteter 31 . Alternative metoder indbefatter bestemmelse af mRNA og proteinniveauer af lipaser og regulatoriske proteiner involveret i lipolyse. Colorimetriske metoder er også tilgængelige for dEtermin koncentrationen af langkædede fedtsyrer i omløb. Fremgangsmåden beskrevet her er meget effektiv til at analysere glycerolfrigivelse fra fedtvæv, da det kan gøres ved anvendelse af en pladelæser, der er i stand til fluorescens og absorbansmåling. Den forenklede analytiske metode til glycerolfrigivelse beskrevet i denne artikel tilvejebringer også forbedret stabilitet og præcision 32 .
Standard operationelle procedurer bør praktiseres, da denne metode involverer kirurgiske teknikker til at isolere fedtpuder. Denne protokol anbefaler anvendelse af fedtfri BSA. Dette kan forårsage luftboblingsdannelse, hvilket vil forstyrre absorbansaflæsningen. Derfor skal man tage sig af med at håndtere prøver for at forhindre luftbobler. Forholdsregler bør tages for ikke at ryste eller invertere prøver under BSA-behandling, medmindre et sådant trin anbefales i protokollen. Også det fede ekstraktionstrin fra inguinal fedt er kritisk, da tilstedeværelsen af fedt vil forstyrre blødningH bestemmelse af fedtvæv proteinbestemmelse. Under fremstillingen af glycerolstandarder er det desuden vigtigt at blande indholdet ved inversion og ikke ryste hætteglasset.
Den her beskrevne fremgangsmåde kan anvendes til succesfuld isolering af injektionsfedtpuder til flere assays, herunder lipolysemålinger. Lipolyseprotokollen beskrevet for inguinal fedtpads kan let udvides til måling af lipolyse i andre væv. Metoderne er optimeret til alle former for fedtpudder samt præadipocytter.
Sammenfattende beskriver denne artikel fremgangsmåden til måling af basal- og FSK-stimuleret glycerolfrigivelse i fedtpuder af indininale fedtstoffer isoleret fra NCD eller HFD (± CAP) -fedmus. De præsenterede data antyder, at TRPV1-aktivering ved CAP øgede den basale og FSK-stimulerede lipolyse og forhindrede akkumulering af lipider i fedtvævene. Disse data viser en kritisk rolle for TRPV1 protein i regulatioN af lipolyse i hvid fedtvæv.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Dette arbejde blev understøttet af AHA-prisen nr. 15BGIA23250030, NIH's National Institute of General Medical Sciences under prisen nummer 8P20 GM103432-12 og University of Wyoming Fakultetstilskud i Aid to BT.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Capsaicin | Sigma, USA | M2028 | TRPV1 agonist |
| Forskolin | Sigma, USA | F6886 | Adenylyl cyclase activator |
| DMEM | GE healthcare and life sciences, UT, USA | SH30081.01 | |
| High fat diet | Research diets, New Brunswick, USA | D12492 | Abbreviated as HFD |
| Tris | Amresco, USA | O497 | |
| Sodium chloride | Thermofisher Scientific | BP358-212 | |
| Sodium deoxycholate | Sigma, USA | D6750 | |
| Dithiothreitol | Sigma, USA | D9163 | |
| Sodium orthovanadate | Sigma, USA | S6508 | |
| Protease inhibitor cocktail | Sigma, USA | P8340 | |
| Free Glycerol reagent | Sigma USA | F6428 | |
| DMSO | Sigma, USA | D8779 | |
| Triacsin C | Sigma, USA | T4540 | Acyl CoA transferase inhibitor |
| Bovine serum albumin | Sigma, USA | A7030 | |
| Chloroform | Sigma Aldrich | 31998-8 | |
| Methanol | Thermofisher Scientific, USA | A412-1 | |
| Sodium hydroxide | Amresco, USA | O583 | |
| Sodium dodecyl sulfate | Sigma, USA | L3371 | |
| Bicinchoninic acid reagent | Sigma, USA | BCA1-1KT | |
| UV-VIS Spectrophotometer | Pharmacia Biotech, NJ, USA | Ultrospec 2000 | |
| Normal chow diet | Labdiet.com | 500I | abreviated as NCD |
| C57BL/6 mice | Jackson Laboratory, CT, USA | Stock number000664 | wild type mice |
| Parafilm | Heathrow Scientific, USA | HS 234526A | |
| Glycerol standard | Sigma, USA | G7793 |
References
- Schweiger, M., et al. Measurement of lipolysis. Methods Enzymol. 538, 171-193 (2014).
- Coelho, M., Oliveira, T., Fernandes, R. Biochemistry of adipose tissue: an endocrine organ. Arch Med Sci. 9 (2), 191-200 (2013).
- Richard, D., Picard, F. Brown fat biology and thermogenesis. Front Biosci (Landmark Ed). 16, 1233-1260 (2011).
- Barquissau, V., et al. White-to-brite conversion in human adipocytes promotes metabolic reprogramming towards fatty acid anabolic and catabolic pathways. Mol Metab. 5 (5), 352-365 (2016).
- Rodriguez, A., Ezquerro, S., Mendez-Gimenez, L., Becerril, S., Fruhbeck, G. Revisiting the adipocyte: a model for integration of cytokine signaling in the regulation of energy metabolism. Am J Physiol Endocrinol Metab. 309 (8), E691-E714 (2015).
- Giordano, A., Smorlesi, A., Frontini, A., Barbatelli, G., Cinti, S. White, brown and pink adipocytes: the extraordinary plasticity of the adipose organ. Eur J Endocrinol. 170 (5), R159-R171 (2014).
- Langin, D. Adipose tissue lipolysis as a metabolic pathway to define pharmacological strategies against obesity and the metabolic syndrome. Pharmacol Res. 53 (6), 482-491 (2006).
- Zimmermann, R., Lass, A., Haemmerle, G., Zechner, R. Fate of fat: the role of adipose triglyceride lipase in lipolysis. Biochim Biophys Acta. 1791 (6), 494-500 (2009).
- Miyoshi, H., Perfield, J. W., Obin, M. S. 2nd, Greenberg, A. S. Adipose triglyceride lipase regulates basal lipolysis and lipid droplet size in adipocytes. J Cell Biochem. 105 (6), 1430-1436 (2008).
- Kolditz, C. I., Langin, D. Adipose tissue lipolysis. Curr Opin Clin Nutr Metab Care. 13 (4), 377-381 (2010).
- Baskaran, P., Krishnan, V., Ren, J., Thyagarajan, B. Capsaicin induces browning of white adipose tissue and counters obesity by activating TRPV1 channel-dependent mechanisms. Br J Pharmacol. 173 (15), 2369-2389 (2016).
- Yang, D., et al. Activation of TRPV1 by dietary capsaicin improves endothelium-dependent vasorelaxation and prevents hypertension. Cell Metab. 12 (2), 130-141 (2010).
- Ding, L., et al. Reduced lipolysis response to adipose afferent reflex involved in impaired activation of adrenoceptor-cAMP-PKA-hormone sensitive lipase pathway in obesity. Sci Rep. 6, 34374 (2016).
- Ohyama, K., et al. A combination of exercise and capsinoid supplementation additively suppresses diet-induced obesity by increasing energy expenditure in mice. Am J Physiol Endocrinol Metab. 308 (4), E315-E323 (2015).
- Beylot, M., Martin, C., Beaufrere, B., Riou, J. P., Mornex, R. Determination of steady state and nonsteady-state glycerol kinetics in humans using deuterium-labeled tracer. J Lipid Res. 28 (4), 414-422 (1987).
- Gilker, C. D., Pesola, G. R., Matthews, D. E. A mass spectrometric method for measuring glycerol levels and enrichments in plasma using 13C and 2H stable isotopic tracers. Anal Biochem. 205 (1), 172-178 (1992).
- Baskaran, P., et al. TRPV1 activation counters diet-induced obesity through sirtuin-1 activation and PRDM-16 deacetylation in brown adipose tissue. Int J Obes (Lond). , (2017).
- Smith, N. C., Fairbridge, N. A., Pallegar, N. K., Christian, S. L. Dynamic upregulation of CD24 in pre-adipocytes promotes adipogenesis. Adipocyte. 4 (2), 89-100 (2015).
- Sigma. Free Glycerol Reagent. , Available from: http://www.sigmaaldrich.com/content/dam/sigma-aldrich/docs/Sigma/Bulletin/f6428bul.pdf (2017).
- Schweiger, M., et al. Measurement of lipolysis. Methods Enzymol. 538, 171-193 (2014).
- Duncan, R. E., Ahmadian, M., Jaworski, K., Sarkadi-Nagy, E., Sul, H. S. Regulation of lipolysis in adipocytes. Annu Rev Nutr. 27, 79-101 (2007).
- Ahmadian, M., Duncan, R. E., Sul, H. S. The skinny on fat: lipolysis and fatty acid utilization in adipocytes. Trends Endocrinol Metab. 20 (9), 424-428 (2009).
- Jaworski, K., Sarkadi-Nagy, E., Duncan, R. E., Ahmadian, M., Sul, H. S. Regulation of triglyceride metabolism. IV. Hormonal regulation of lipolysis in adipose tissue. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 293 (1), G1-G4 (2007).
- Jeppesen, J., Kiens, B. Regulation and limitations to fatty acid oxidation during exercise. J Physiol. 590 (5), 1059-1068 (2012).
- Nakamura, M. T., Yudell, B. E., Loor, J. J. Regulation of energy metabolism by long-chain fatty acids. Prog Lipid Res. 53, 124-144 (2014).
- Murray, A. J., Panagia, M., Hauton, D., Gibbons, G. F., Clarke, K. Plasma free fatty acids and peroxisome proliferator-activated receptor alpha in the control of myocardial uncoupling protein levels. Diabetes. 54 (12), 3496-3502 (2005).
- Barbera, M. J., et al. Peroxisome proliferator-activated receptor alpha activates transcription of the brown fat uncoupling protein-1 gene. A link between regulation of the thermogenic and lipid oxidation pathways in the brown fat cell. J Biol Chem. 276 (2), 1486-1493 (2001).
- Leung, F. W. Capsaicin as an anti-obesity drug. Prog Drug Res. 68, 171-179 (2014).
- Hursel, R., Westerterp-Plantenga, M. S. Thermogenic ingredients and body weight regulation. Int J Obes (Lond). 34 (4), 659-669 (2010).
- Kang, J. H., et al. Dietary capsaicin reduces obesity-induced insulin resistance and hepatic steatosis in obese mice fed a high-fat diet. Obesity (Silver Spring). 18 (4), 780-787 (2010).
- Winkler, B., Steele, R., Altszuler, N. Relationship of glycerol uptake to plasma glycerol concentration in the normal dog. Am J Physiol. 216 (1), 191-196 (1969).
- Dugan, C. E., Cawthorn, W. P., MacDougald, O. A., Kennedy, R. T. Multiplexed microfluidic enzyme assays for simultaneous detection of lipolysis products from adipocytes. Anal Bioanal Chem. 406 (20), 4851-4859 (2014).
