Summary

In Vitro Différenciation des cellules souches mésenchymateuses humaines en cellules fonctionnelles Cardiomyocyte

Published: August 09, 2017
doi:

Summary

Ici, nous présentons une méthode pour exploiter efficacement le potentiel de différenciation cardiaques des jeunes sources de cellules souches mésenchymateuses humaines afin de générer des cellules fonctionnelles, contractants, cardiomyocyte-comme in vitro.

Abstract

Infarctus du myocarde et la cascade ischémique ultérieure entraîner la perte étendue de cardiomyocytes, conduisant à l’insuffisance cardiaque congestive, la principale cause de mortalité dans le monde. Cellules souches mésenchymateuses (CSM) sont une option prometteuse pour les thérapies à base de cellules remplacer les techniques actuelles, envahissantes. MSCs peuvent se différencier en lignées mésenchymateuses, y compris les types de cellules cardiaques, mais complète différenciation en cellules fonctionnelles n’a pas encore été atteint. Les méthodes précédentes de différenciation reposaient sur des agents pharmacologiques ou de facteurs de croissance. Cependant, les stratégies pertinentes plus physiologiquement peuvent également activer MSCs subir des transformations cardiomyogénique. Nous présentons ici une méthode de différenciation utilisant des agrégats MSC sur couches de cardiomyocyte mangeoire pour produire des cellules maître cardiomyocyte.

Cordon ombilical humain périvasculaires cellules (HUCPVCs) ont démontré avoir une différenciation plus grande potentielle que couramment étudié les types de MSC, comme la moelle osseuse MSCs (BMSC). Comme une source ontologiquement plus jeune, nous avons étudié le potentiel de cardiomyogénique de HUCPVCs de (FTM) au premier trimestre par rapport à des sources plus anciennes. FTM HUCPVCs constituent une source originale, riche de MSCs qui conservent leurs in utero immunoprivileged propriétés lorsque cultivées in vitro. Utilisant ce protocole de différenciation, la FTM et le terme HUCPVCs atteint cardiomyogénique une augmentation significative de différenciation par rapport à BMSC, comme en témoigne l’augmentation de l’expression des marqueurs de cardiomyocytes (c.-à-d., myocytes enhancer facteur 2C, troponine T, la myosine cardiaque de chaîne lourde, signal protéine régulatrice α et connexin 43). Ils ont soutenu également significativement plus faible immunogénicité, tel que démontré par leur plus faible expression de HLA-A et l’expression de HLA-G plus élevée. Application de différentiation axée sur l’agrégat, FTM HUCPVCs a montré formation globale accrue potentiels et généré contractantes des amas de cellules dans la semaine suivant la co-culture sur couches alimentation cardiaque, devenant le premier type MSC de le faire.

Nos résultats démontrent que cette stratégie de différenciation permet d’exploiter efficacement le potentiel de cardiomyogénique du jeunes MSCs, tels que les FTM HUCPVCs et suggère que cette différenciation in vitro préliminaire pourrait être une stratégie possible pour augmenter leur efficacité régénératrice in vivo.

Introduction

Insuffisance cardiaque congestive (ICC) persiste comme des principales causes de morbidité et de mortalité dans le monde. CHF survient souvent suite à la perte massive des cardiomyocytes et le développement du tissu de cicatrice acellulaire pathologique suite à un infarctus du myocarde (im)1. Alors que le cœur est un organe partiellement autorenouvellement, le résident souches et progénitrices cell pool chargé d’exécuter la régénération tissulaire significativement diminue dans l’abondance et la fonction chez les patients âgés, devenant souvent insuffisante pour une récupération optimale après une blessure. Il y a donc beaucoup d’intérêt dans le développement des traitements expérimentaux qui impliquent la transplantation de cellules de donneur sain dans le myocarde endommagé. Il est impératif que les cellules du donneur non seulement restaurer la structure du tissu, mais aussi réaliser la récupération fonctionnelle du myocarde touché.

Le cœur natif emploie coeur tissu-résident et endogènes provenant de la moelle osseuse des cellules souches pour blessure après réparation2,3,4. Régénératrice des cellules hôtes et donateurs dérivés-alike-doit avoir la capacité d’obtenir le phénotype approprié et la fonction dans le micro-environnement du myocarde retouche, ainsi que la capacité de façon efficace et sécuritaire remplacer les cellules perdues. Méthodes de différenciation in vitro ont servi largement à atteindre de haut rendement, sur les cellules souches cardiomyocyte production5,6. Le profil d’expression des marqueurs de la lignée cardiaque sert à définir le processus de différenciation des cellules souches vers la lignée cardiaque7. Marqueurs de différenciation précoce, tels que NKX2.5, facteur de renforceur de myocyte 2C (Mef2c) et GATA48,9, peuvent être une indication de l’ouverture du processus cardiomyogénique. Marqueurs de cardiomyocyte mature couramment utilisées pour évaluer l’efficacité de différenciation sont signal protéine régulatrice α (SIRPA)10, troponine T (cTnT)11, la chaîne lourde de la myosine cardiaque (MYH6)8,12,13et connexine 43 (Cx43)14,15,16. Les méthodes utilisant des cellules souches embryonnaires (CSE) et les cellules souches pluripotentes (CSP) ont été soigneusement optimisés et discutés concernant les détails des facteurs inductifs, de l’oxygène et de nutriments dégradés et le moment exact de l’action5,6,7,17,18. Néanmoins, ESC et CFP-axée sur les technologies présentent toujours plusieurs préoccupations éthiques et de sécurité, ainsi que des caractéristiques électrophysiologiques et immunologiques sous-optimale19,20. Hôtes transplantés ces cellules souvent expérience immunorejection et nécessitent une immunosuppression permanente. C’est principalement en raison d’une non-concordance de majeur d’histocompatibilité (MHC) des molécules complexes dans l’hôte et les bailleurs de fonds et à la résultante lymphocytes réponse21. Tout en individuel MHC classe I correspondant est une solution possible, une pratique clinique plus accessible nécessiterait une source de cellules qui est universellement immunoprivileged à surmonter la crainte de rejet.

Comme une source de cellule de rechange pour l’usage dans des applications cliniques, MSCs et en particulier, BMSC, ont été étudiées pour une utilisation dans la régénération des tissus depuis leur description initiale en 1995,22. MSCs sont censés être résidents cellules régénératrices qui peuvent être trouvés dans presque n’importe quel tissu vascularisé23. Sur l’isolation de la source souhaitée, MSCs peuvent facilement être étendus dans la culture, ont paracrine vaste capacité et possèdent souvent immunoprivileged ou immunomodulateurs propriétés24,25. Leur innocuité et l’efficacité ont déjà été démontrés dans plusieurs études précliniques, en particulier pour la régénération cardiaque3,26.

Plusieurs stratégies de différenciation des MSC utilisent des agents pharmacologiques, tels que la 5-azacytidine22 et27de DMSO et croissance ou morphogéniques facteurs, tels que BMP5,7,28,29 ou l’angiotensine-II30, avec une efficacité variable. Ces stratégies, cependant, ne sont pas fondées sur les obstacles qu’une cellule régénératrice de naïve est susceptible de rencontrer après domiciliation ou remis à l’endroit de la blessure in vivo. Des stratégies plus physiologiquement pertinents, bien que plus difficiles à définir et manipuler, reposent sur la prémisse que la différenciation MSC peut être induite par le biais de signaux provenant du microenvironnement tissu lui-même. Des études antérieures ont montré que l’exposition à la cellule cardiaque lysats31 ou le myocarde ventriculaire32,33, ou directement auprès des cardiomyocytes primaire in vitro15,34, peut augmenter l’expression des marqueurs cardiaques dans MSCs. D’autres ont démontré cardiomyogénèse spontanée après le traitement de lésions cardiaques avec MSCs35,36,37,38, bien qu’en partie, la fusion du BMSC et cardiomyocytes39,40 généré le myocarde naissant. À notre connaissance, des cardiomyocytes fonctionnels, contractants spontanément de MSCs humaines (CSM) de n’importe quelle source de tissus n’ont pas encore été signalées.

Le consensus actuel est que MSCs tous les proviennent de cellules périvasculaires23. MSCs Young avec des propriétés de pericyte peuvent être isolés de la région périvasculaire du cordon ombilical humain tissu41,42,43. En comparaison avec BMSC, HUCPVCs possèdent la différenciation accrue potentielle et plusieurs autres avantages régénératrices, les deux in vitro41,44 et in vivo45,46,47. En particulier, la source étant l’interface materno-foetale, HUCPVCs ont significativement plus faible immunogénicité comparée aux sources adultes de MSCs. Nos recherches portent sur la caractérisation et applications précliniques de FTM HUCPVCs, la plus jeune source de MSCs, objet d’une enquête, dont nous avons déjà montré a augmenté de multilineage proliférative et plu les capacités de différenciation, y compris dans la lignée de cardiomyogénique41.

Nous présentons ici un protocole qui combine formation globale et couches de cellule cardiaque primaire chargeur inductifs forces pour atteindre la différenciation cardiomyogénique complète d’agrégats MSCs. fournir un environnement 3D, qui modélise mieux des conditions in vivo par rapport aux cultures adhérentes 2D. Utilisant des couches cardiaque chargeur fournit un environnement qui soit représentative du site transplantation ultime pour les MSCs. Nous démontrons que les plus jeunes sources de MSCs isolées de cordons ombilicaux de pré ou post natals ont une plus grande capacité à former des agrégats et rejoindre le phénotype cardiaque comparativement à BMSC adultes, tout en conservant leur privilège immunitaire. Outre l’élévation abrupte de gènes marqueurs cardiaques lignage et l’expression induite d’intracellulaire (c.-à-d. cTnT et MYH6) et les protéines de surface cellulaire (c.-à-d., SIRPA et Cx43) spécifique pour les cardiomyocytes, nous montrons que le potentiel de différenciation des FTM HUCPVCs peut être exploité grâce à cette méthode et qu’ils peuvent donner lieu au contractant spontanément cellules cardiomyocytes.

Protocol

All studies involving animals were conducted and reported according to ARRIVE guidelines48. All studies were performed with institutional research ethics board approval (REB number 454-2011, Sunnybrook Research Institute; REB 29889, University of Toronto, Toronto, Canada). All animal procedures were approved by the Animal Care Committee of the University Health Network (Toronto, Canada), and all animals received humane care in compliance with the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, 8…

Representative Results

HUCPVCs Display Higher Aggregate-formation Potential and CD49f Expression Levels Compared to BMSCs: To induce the differentiation of hMSCs (i.e., FTM HUCPVCs, term HUCPVCs, and BMSCs), single-cell suspensions of undifferentiated MSCs or MSC-containing hanging drops (Table 1) were transferred onto rat primary cardiomyocyte monolayers to establish direct co-cultures or aggregate co-cultur…

Discussion

La différenciation cardiaque de cellules souches a été en développement depuis plus de 2 décennies, avec plusieurs différentes stratégies utilisées pour générer des cellules cardiomyocytes provenant de sources MSC. Beaucoup de ces stratégies, cependant, sont inefficaces, et les conditions d’utilisation ne sont souvent pas représentatifs du milieu transplanté des cellules rencontre in vivo.

Contrairement aux méthodes existantes, le protocole présenté ici utilise une c…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs remercie les membres du personnel suivants et recherche du personnel pour leur contribution : Matthew Librach, Leila Maghen, Tanya A. Baretto, Shlomit Kenigsberg et Andrée Gauthier-Fisher. Ce travail a été soutenu par le Fonds de recherche The Ontario – Excellence de la recherche (ER-FRO, tour #7) et créer Program Inc.

Materials

0.25% Trypsin/EDTA Gibco 25200056 For cell dissociation
Alpha-MEM Gibco 12571071 For HUCPVC and BMSC culture media.
PE-conjugated anti-human/mouse CD49f antibody Biolegend 313612 Integrin marker for FC
APC-conjugated human Cx43/GJA1 antibody R&D Systems FAB7737A Connexin 43 marker for FC
FITC-conjugated HLA-A2 antibody Genway Biotech Inc. GWB-66FBD2 Immunogenicity marker for FC
FITC-conjugated anti-HLA-G [MEM-G/9] antibody Abcam ab7904 Immunogenicity marker for FC
FITC-conjugated mouse anti-human SIRPA/CD172a antibody AbD Serotec/Bio-Rad MCA2518F Cardiac marker for FC
APC-conjugated human TRA-1-85/CD147 antibody R&D Systems FAB3195A Human cell marker for FC and FACS
FITC-conjugated human TRA-1-85/CD147 antibody R&D Systems FAB3195F Human cell marker for FC and FACS
Anti-connexin 43/GJA1 antibody Abcam ab11370 Cx43. For ICC
Goat anti-rabbit IgG (H+L) cross-absorbed secondary antibody, Alexa Fluor 555 Life Technologies A-21428 For ICC
Anti-sarcomeric alpha actinin [EA-53] antibody Abcam ab9465 aSARC. For ICC
Goat anti-mouse IgM heavy chain cross-absorbed secondary antibody, Alexa Fluor 555 Life Technologies A-21426 For ICC
Mef2C (D80C1) XP rabbit antibody New England BioLabs Ltd. 5030S For ICC
Donkey anti-rabbit IgG (H+L) secondary antibody, Alexa Fluor 488 Life Technologies A-21206 For ICC
Anti-nuclei (HuNu) (clone 235-1) antibody EMD Millipore MAB1281 For ICC
MZ9.5 Stereomicroscope Leica For imaging aggregates.
1.5 ml centrifuge microtubes Axygen MCT-150-C For staining MSCs with fluorescent dye.
ImageJ Open source image processing software.
Aria II  BD UHN SickKids FC Facility. For cell sorting.
Bone marrow mesechymal stromal cells Lonza PT-2501 BMSCs
Bovine serum albumin Sigma-Aldrich A7030-100G BSA. To prepare solutions for ICC
BrdU EMD Millipore MAB3424 Caution: BrdU is a strong teratogen and suspected mutagen. Please ensure proper training and refer to the SDS before use.
Canto II BD UHN SickKids FC Facility. For flow cytometry.
cDNA EcoDry Premix Clontech/Takara 639570 For preparation of cDNA for qPCR
CellTracker Green CMFDA Dye Life Technologies C7025 Fluorescent imaging of cell cytoplasm
Countess automated cell counter Invitrogen Inc. C10227 For cell counting
DMEM-F12 Sigma-Aldrich D6421 For rat primary cardiomyocyte culture medium.
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline Gibco 10010023 D-PBS, without Ca2+, Mg2+
EVOS Life Technologies In-house fluorescent microscope
FACSCalibur BD In-house. For flow cytometry.
Fetal bovine serum (Hyclone) GE Healthcare SH3039603 FBS. Component of cell culture medium.
IDT Prime Time qPCR probes Integrated Data Technologies FAM fluorophore http://www.idtdna.com/pages/products/gene-expression/primetime-qpcr-assays-and-primers
Lab Vision PermaFluor Aqueous Mounting Medium ThermoScientific TA-030-FM For storage of cells to undergo ICC
LSR II  BD UHN SickKids FC Facility. For flow cytometry.
MoFlo Astrios Beckman Coulter UHN SickKids FC Facility. For cell sorting.
Normal goat serum Cell Signaling Technology 5425S NGS. Used in blocking solution for ICC
Nunc Lab-Tek II Chamber Coverglass, 8-wells Thermo Scientific Nunc 155409 To prepare samples for ICC
OmniPur Triton X-100 Surfactant EMD Millipore 9410-OP As a component of permeabilizing solution when preparing cells for ICC
Paraformaldehyde, 16% Solution, EM Grade Electron Microscopy Sciences 15710 For fixing cells for ICC.
Penicillin/streptomycin Gibco 15140122 Component of cell culture medium.
Primers Sigma Custom Standard DNA Oligos, Desalted, 0.2 μmol CTnT_F: GGC AGC GGA AGA GGA TGC TGA A; CTnT_R: GAG GCA CCA AGT TGG GCA TGA ACG A; MYH6 F: GCA AAG TAC TGG ATG ACA CGC T; MYH6 R: GTC ATT GCT GAA ACC GAG AAT G
Quorum Spinning Disk Confocal Zeiss SickKids Imaging Facility
ReproCardio hiPS cell derived cardiomyocytes ReproCell RCD001N Positive control for qPCR
RNeasy mini kit Qiagen 74106 To isolate RNA for qPCR
Rotor-Gene SYBR Green PCR Kit Qiagen 204074 For qPCR with master mix
RPMI 1640 Gibco A1049101 For MSC, monocyte coculture medium.
TaqMan qPCR primer assays Thermo Fisher Scientific 4444556 For qPCR
Trypan Blue Life Technologies T10282 Staining of cells for viability and counting
Trypsin Gibco 272500108 For cell dissociation
Volocity Perkin-Elmer Volocity 6.3 Imaging software
0.2 μm pore filter Thermo Fisher Scientific 566-0020 For sterilizing tissue culture media
HERAcell 150i CO2 Incubator Thermo Fisher Scientific 51026410 For incubating cells
Dulbecco's phosphate buffered saline Sigma-Aldrich D8537 PBS. 1X, Without calcium chloride and magnesium chloride
Forceps Almedic 7727-A10-704 For handing rat heart. Can use any similar forceps.
Scissors Fine Science Tools 14059-11 For mincing rat heart. Curved scissors recommended.
50 mL tube BD Falcon 352070 For collection during cardiomyocyte collection and general tissue culture procedures
15 mL tube BD Falcon 352096 For general tissue culture procedures
6-well plates Thermo Scientific Nunc CA73520-906 For tissue culture
10 cm tissue culture dishes Corning 25382-428 For aggregate formation
Axiovert 40C Microscope Zeiss For bright-field imaging through out tissue culture and the rest of the protocol
70 μm cell strainer Fisherbrand 22363548 To ensure a single cell suspension before flow cytometry or sorting
Triton X-100 EMD Millipore 9410-1L Used in permeabilization solution for ICC
Hoechst 33342 Thermo Fisher Scientific H1399 Stain used during visualization of Cx43 localization

References

  1. Badano, L. P., et al. Prevalence, clinical characteristics, quality of life, and prognosis of patients with congestive heart failure and isolated left ventricular diastolic dysfunction. J Am Soc Echocardiogr. 17 (3), 253-261 (2004).
  2. Leri, A., Kajstura, J., Anversa, P. Cardiac stem cells and mechanisms of myocardial regeneration. Physiol Rev. 85 (4), 1373-1416 (2005).
  3. Orlic, D., et al. Mobilized bone marrow cells repair the infarcted heart, improving function and survival. Proc Natl Acad Sci U S A. 98 (18), 10344-10349 (2001).
  4. Schuster, M. D., et al. Myocardial neovascularization by bone marrow angioblasts results in cardiomyocyte regeneration. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (2), 525-532 (2004).
  5. Zandstra, P. W., et al. Scalable production of embryonic stem cell-derived cardiomyocytes. Tissue Eng. 9 (4), 767-778 (2003).
  6. Boheler, K. R., et al. Differentiation of pluripotent embryonic stem cells into cardiomyocytes. Circ Res. 91 (3), 189-201 (2002).
  7. Kattman, S. J., et al. Stage-specific optimization of activin/nodal and BMP signaling promotes cardiac differentiation of mouse and human pluripotent stem cell lines. Cell Stem Cell. 8 (2), 228-240 (2011).
  8. Dixon, J. E., Dick, E., Rajamohan, D., Shakesheff, K. M., Denning, C. Directed differentiation of human embryonic stem cells to interrogate the cardiac gene regulatory network. Mol Ther. 19 (9), 1695-1703 (2011).
  9. Stennard, F. A., et al. Cardiac T-box factor Tbx20 directly interacts with Nkx2-5, GATA4, and GATA5 in regulation of gene expression in the developing heart. Dev Biol. 262 (2), 206-224 (2003).
  10. Dubois, N. C., et al. SIRPA is a specific cell-surface marker for isolating cardiomyocytes derived from human pluripotent stem cells. Nat Biotechnol. 29 (11), 1011-1018 (2011).
  11. Panteghini, M. Present issues in the determination of troponins and other markers of cardiac damage. Clin Biochem. 33 (3), 161-166 (2000).
  12. Burridge, P. W., et al. Improved human embryonic stem cell embryoid body homogeneity and cardiomyocyte differentiation from a novel V-96 plate aggregation system highlights interline variability. Stem Cells. 25 (4), 929-938 (2007).
  13. Ovchinnikov, D. A., et al. Isolation of contractile cardiomyocytes from human pluripotent stem-cell-derived cardiomyogenic cultures using a human NCX1-EGFP reporter. Stem Cells Dev. 24 (1), 11-20 (2015).
  14. Moscoso, I., et al. Differentiation “in vitro” of primary and immortalized porcine mesenchymal stem cells into cardiomyocytes for cell transplantation. Transplant Proc. 37 (1), 481-482 (2005).
  15. Ramkisoensing, A. A., et al. Gap junctional coupling with cardiomyocytes is necessary but not sufficient for cardiomyogenic differentiation of cocultured human mesenchymal stem cells. Stem Cells. 30 (6), 1236-1245 (2012).
  16. van Kempen, M., et al. Expression of the electrophysiological system during murine embryonic stem cell cardiac differentiation. Cell Physiol Biochem. 13 (5), 263-270 (2003).
  17. Mummery, C. L., et al. Differentiation of human embryonic stem cells and induced pluripotent stem cells to cardiomyocytes: a methods overview. Circ Res. 111 (3), 344-358 (2012).
  18. Puceat, M. Protocols for cardiac differentiation of embryonic stem cells. Methods. 45 (2), 168-171 (2008).
  19. Naito, H., et al. Optimizing engineered heart tissue for therapeutic applications as surrogate heart muscle. Circulation. 114, 72-78 (2006).
  20. Zimmermann, W. H., et al. Heart muscle engineering: an update on cardiac muscle replacement therapy. Cardiovasc Res. 71 (3), 419-429 (2006).
  21. Hulot, J. S., et al. Considerations for pre-clinical models and clinical trials of pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Stem Cell Res Ther. 5 (1), 1 (2014).
  22. Wakitani, S., Saito, T., Caplan, A. I. Myogenic cells derived from rat bone marrow mesenchymal stem cells exposed to 5-azacytidine. Muscle Nerve. 18 (12), 1417-1426 (1995).
  23. Caplan, A. I. Adult Mesenchymal Stem Cells: When, Where, and How. Stem Cells Int. 2015, 628767 (2015).
  24. Burchfield, J. S., Dimmeler, S. Role of paracrine factors in stem and progenitor cell mediated cardiac repair and tissue fibrosis. Fibrogenesis Tissue Repair. 1 (1), 4 (2008).
  25. Hsiao, S. T., et al. Comparative analysis of paracrine factor expression in human adult mesenchymal stem cells derived from bone marrow, adipose, and dermal tissue. Stem Cells Dev. 21 (12), 2189-2203 (2012).
  26. Tomita, S., et al. Autologous transplantation of bone marrow cells improves damaged heart function. Circulation. 100, 247-256 (1999).
  27. Skerjanc, I. S. Cardiac and skeletal muscle development in P19 embryonal carcinoma cells. Trends Cardiovasc Med. 9 (5), 139-143 (1999).
  28. Hou, J., et al. Combination of BMP-2 and 5-AZA is advantageous in rat bone marrow-derived mesenchymal stem cells differentiation into cardiomyocytes. Cell Biol Int. 37 (12), 1291-1299 (2013).
  29. Yoon, J., et al. Differentiation, engraftment and functional effects of pre-treated mesenchymal stem cells in a rat myocardial infarct model. Acta Cardiol. 60 (3), 277-284 (2005).
  30. Xing, Y., Lv, A., Wang, L., Yan, X. The combination of angiotensin II and 5-azacytidine promotes cardiomyocyte differentiation of rat bone marrow mesenchymal stem cells. Mol Cell Biochem. 360 (1-2), 279-287 (2012).
  31. Yuan, Y., et al. Differentiation of mesenchymal stem cells into cardio myogenic cells under the induction of myocardial cell lysate. Zhonghua Xin Xue Guan Bing Za Zhi. 33 (2), 170-173 (2005).
  32. Toma, C., Pittenger, M. F., Cahill, K. S., Byrne, B. J., Kessler, P. D. Human mesenchymal stem cells differentiate to a cardiomyocyte phenotype in the adult murine heart. Circulation. 105 (1), 93-98 (2002).
  33. Yannarelli, G., et al. Donor mesenchymal stromal cells (MSCs) undergo variable cardiac reprogramming in vivo and predominantly co-express cardiac and stromal determinants after experimental acute myocardial infarction. Stem Cell Rev. 10 (2), 304-315 (2014).
  34. Rangappa, S., Entwistle, J. W., Wechsler, A. S., Kresh, J. Y. Cardiomyocyte-mediated contact programs human mesenchymal stem cells to express cardiogenic phenotype. J Thorac Cardiovasc Surg. 126 (1), 124-132 (2003).
  35. Bakogiannis, C., et al. Circulating endothelial progenitor cells as biomarkers for prediction of cardiovascular outcomes. Curr Med Chem. 19 (16), 2597-2604 (2012).
  36. Deb, A., et al. Bone marrow-derived cardiomyocytes are present in adult human heart: A study of gender-mismatched bone marrow transplantation patients. Circulation. 107 (9), 1247-1249 (2003).
  37. Laflamme, M. A., Myerson, D., Saffitz, J. E., Murry, C. E. Evidence for cardiomyocyte repopulation by extracardiac progenitors in transplanted human hearts. Circ Res. 90 (6), 634-640 (2002).
  38. Quaini, F., et al. Chimerism of the transplanted heart. N Engl J Med. 346 (1), 5-15 (2002).
  39. Alvarez-Dolado, M., et al. Fusion of bone-marrow-derived cells with Purkinje neurons, cardiomyocytes and hepatocytes. Nature. 425 (6961), 968-973 (2003).
  40. Nygren, J. M., et al. Bone marrow-derived hematopoietic cells generate cardiomyocytes at a low frequency through cell fusion, but not transdifferentiation. Nat Med. 10 (5), 494-501 (2004).
  41. Hong, S. H., et al. Ontogeny of human umbilical cord perivascular cells: molecular and fate potential changes during gestation. Stem Cells Dev. 22 (17), 2425-2439 (2013).
  42. Sarugaser, R., Ennis, J., Stanford, W. L., Davies, J. E. Isolation, propagation, and characterization of human umbilical cord perivascular cells (HUCPVCs). Methods Mol Biol. 482, 269-279 (2009).
  43. Sarugaser, R., Lickorish, D., Baksh, D., Hosseini, M. M., Davies, J. E. Human umbilical cord perivascular (HUCPV) cells: a source of mesenchymal progenitors. Stem Cells. 23 (2), 220-229 (2005).
  44. Kadivar, M., et al. In vitro cardiomyogenic potential of human umbilical vein-derived mesenchymal stem cells. Biochem Biophys Res Commun. 340 (2), 639-647 (2006).
  45. Baksh, D., Yao, R., Tuan, R. S. Comparison of proliferative and multilineage differentiation potential of human mesenchymal stem cells derived from umbilical cord and bone marrow. Stem Cells. 25 (6), 1384-1392 (2007).
  46. Wu, K. H., et al. Cardiac potential of stem cells from whole human umbilical cord tissue. J Cell Biochem. 107 (5), 926-932 (2009).
  47. Yannarelli, G., et al. Human umbilical cord perivascular cells exhibit enhanced cardiomyocyte reprogramming and cardiac function after experimental acute myocardial infarction. Cell Transplant. 22 (9), 1651-1666 (2013).
  48. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 94-99 (2010).
  49. Yu, K. R., et al. CD49f enhances multipotency and maintains stemness through the direct regulation of OCT4 and SOX2. Stem Cells. 30 (5), 876-887 (2012).
  50. Lee, R. H., et al. The CD34-like protein PODXL and alpha6-integrin (CD49f) identify early progenitor MSCs with increased clonogenicity and migration to infarcted heart in mice. Blood. 113 (4), 816-826 (2009).
  51. Szaraz, P., et al. In Vitro Differentiation of First Trimester Human Umbilical Cord Perivascular Cells into Contracting Cardiomyocyte-Like Cells. Stem Cells Int. 2016, 7513252 (2016).
  52. Bauwens, C., Yin, T., Dang, S., Peerani, R., Zandstra, P. W. Development of a perfusion fed bioreactor for embryonic stem cell-derived cardiomyocyte generation: oxygen-mediated enhancement of cardiomyocyte output. Biotechnol Bioeng. 90 (4), 452-461 (2005).
  53. Jing, D., Parikh, A., Tzanakakis, E. S. Cardiac cell generation from encapsulated embryonic stem cells in static and scalable culture systems. Cell Transplant. 19 (11), 1397-1412 (2010).
  54. Hare, J. M., et al. Comparison of allogeneic vs autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells delivered by transendocardial injection in patients with ischemic cardiomyopathy: the POSEIDON randomized trial. JAMA. 308 (22), 2369-2379 (2012).
  55. Huang, X. P., et al. Differentiation of allogeneic mesenchymal stem cells induces immunogenicity and limits their long-term benefits for myocardial repair. Circulation. 122 (23), 2419-2429 (2010).
  56. Hare, J. M., et al. A randomized, double-blind, placebo-controlled, dose-escalation study of intravenous adult human mesenchymal stem cells (prochymal) after acute myocardial infarction. J Am Coll Cardiol. 54 (24), 2277-2286 (2009).

Play Video

Cite This Article
Szaraz, P., Gratch, Y. S., Iqbal, F., Librach, C. L. In Vitro Differentiation of Human Mesenchymal Stem Cells into Functional Cardiomyocyte-like Cells. J. Vis. Exp. (126), e55757, doi:10.3791/55757 (2017).

View Video