Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Medicine

Hjerte Bypass i en musemodell: en ny tilnærming

doi: 10.3791/56017 Published: September 22, 2017
* These authors contributed equally

Summary

Denne artikkelen beskriver hvordan du utfører hjerte bypass i mus. Denne romanen modellen vil lette etterforskningen av molekylære mekanismer involvert i organskade.

Abstract

Som langvarig hjerte bypass blir mer avgjørende i cardiac intervensjoner, oppstår et økende kliniske behov for prosedyren optimalisering og minimere orgel skade som følge av langvarig extracorporal sirkulasjon. Målet med denne utredningen var å demonstrere en fullt funksjonell og klinisk relevant modell av hjerte bypass i en mus. Vi rapporterer på konstruksjon, perfusjon krets optimalisering og Mikrokirurgiske teknikker. Denne modellen er en akutt modell, som ikke er kompatibel med overlevelse for en flere blod tegninger. På grunn av rekke verktøy tilgjengelig for mus (f.eks, markører, knockouts, etc.), vil denne modellen lette etterforskning molekylære mekanismer av orgel skade og effekten av hjerte bypass i forhold til andre samtidige.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Siden introduksjonen av hjerte bypass (CPB) i klinikken, har det spilte en viktig rolle i kirurgi1. I moderne kirurgi er langvarig CPB tid nødvendig å utføre omfattende aorta rekonstruksjoner og kombinerte prosedyrer. Selv om teknologiske fremskritt har vært enorm, bruk av extracorporal sirkulasjon er forbundet med intra - og postoperativ systemisk og lokale orgel skade2,3.

Store dyr modeller er utviklet for å undersøke rollen av CPB fysiologiske prosesser4,5. Selv om disse modellene har gitt innsikt i noen av CPB forbindes komplikasjoner, de er svært kostbare og molekylære verktøy (f.eks antistoffer) er svært begrenset. En mer kostnadseffektiv alternativ er utviklet i liten dyrene. Siden deres utvikling, har flere studier vært gjennomført for å optimalisere CPB modell i rotter og kaniner5,6,7,8,9. Disse modellene gir et godt grunnlag for målinger av patofysiologiske sykdom prosesser; men er de fortsatt ikke nok å undersøke cellulære og humorale immunologi skyldes mangel på relevante antistoffer og reagenser. Dette svekker deres rolle på dette området av forskning.

Vi har nylig utviklet en musemodell av CPB. På grunn av en lang rekke musen-spesifikke reagenser og genetisk endret mus er mus modeller generelt modell av valget for fysiologiske, molekylær og immunologiske forskning10,11. Derfor vil vår modell lette studiet av CPB i forhold til ulike samtidige som det er mange mus stammer tilgjengelig med klinisk relevante sykdommer12,13. Følgelig beskriver notatet, i detalj hvordan du utfører CPB i mus. Oksygen og hemodynamic parametere overvåkes nøye etter dypt respiratory og sirkulasjons arrest.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

alle dyreforsøk ble utført i samsvar med tysk dyr beskyttelse loven (TierSchG) og ble godkjent av lokale dyr velferd (lavere Niedersachsen State Office for forbrukervern og mattrygghet, protokoll TSA 14/1556). Minimal vekt musen egnet for denne modellen er 25 g.

1. preoperativ forberedelser

Merk: alle prosedyrer blir utført under ren, ikke-steril forhold med autoklaveres instrumenter.

  1. Plass 50-60 8 cm lang propylen hul fiber parallelt i et rør og koble med T-adapter på begge sider. Tomrommet mellom hul fiber og den eksterne grenen av T-kortet med lim.
    1. Tillat minst 24 timer for limet å stivne. Klipp hul fiber strekker seg ut fra T-kortet bruker en standard mikrotom og trekk silikon røret til koblingspunktene.
  2. Inn en 27 G metall nål (fra en 26G branule) en 2 Fr polyuretan kanyle. Bruk en kirurgisk blad og mikro-saks under et mikroskop (8-12 X forstørrelse) å gjøre tre-fire fenestrations på ca 0,15 cm hver i den distale tredje av kanyle å sikre optimal venøs Returner flyt.
    1. Fjern ledningen når fullført. Bruk bomull vattpinner for sløv disseksjon og retraksjon av strukturer. Bruke gasbind vattpinner (5 x 5 cm 2) for å suge opp overflødig væske å hindre vev dehydrering.
  3. Forberede grunning volumet. For ferdigstillelse, legge 30 IE heparin per mL grunning løsning og 2,5% v/v av en 8,4% løsning av NaHCO 3 for bufring. Lagre denne løsningen på 4 ° C til brukes.
  4. Fylle CPB krets (dvs., pumpen, luft pelsjeger, rør og begge cannulas) med 850 µL grunning løsning via den venøse kanyle. Når fylt, holde CPB circulating til dyret er klar for cannulation.

2. Dyr anestesi

  1. å administrere anestesi, plassere dyret i en induksjon kammer under 2,5% v/v isoflurane/oksygen blanding. Bekrefte riktig anestesi ved å vurdere pedal uttak refleks, hale knipe refleks og øye blink refleks. Bruke veterinær øye ointment å unngå øye tørrhet.
  2. Plasser dyr på en oppvarming pad med temperatur-regulerer funksjonen. Måler kroppstemperaturen med en sonde inn rectally og koblet til oppkjøpet datasystemet.
  3. Etter full anestesi er oppnådd, intubate dyr orotracheally bruker en 20G plast braunule, sette den muntlig og skyve den inn i luftrøret visuell kontroll. Starte mekanisk ventilasjon ved hjelp av en isoflurane vaporizer koblet til en mus ventilator. Avhengig av dyr vekten, justere ventilasjonen slik at en Tidalvolum av 250-350 µL oppnås.
  4. å sikre fullstendig analgesi, injisere 5 mg/kg dyr kroppsvekt carprofen subcutaneously. Det anbefales at isoflurane konsentrasjon holdes mellom 1,3-2,5% i oksygen. Isoflurane konsentrasjon kan justeres manuelt avhengig av scenen av prosedyren.

3. Kirurgiske prosedyrer

  1. etter full anestesi og intubasjon er oppnådd, utføre en midtlinjen huden snitt i nakken med skarpe fine saks, skille musklene i en sløv måte og avsløre vena jugularis interna høyre og venstre arteria carotis. Under forberedelse, koagulere små fartøy bruker en veterinær coagulator koblet til bipolare tang slik minimal blodtap.
  2. Etter forberedelse til jugulare fartøyene, cranially ligate den distale delen av venstre arteria carotis communis til sin bifurkasjonen bruke 8-0 silke suturer.
  3. Koble distale en 27 G kanyle til arterial tilførsel slangen med en silikon kontakten (0,5 mm ID, 1 mm OD), sted 8-0 silke Sutur slip knop på den proksimale delen av arterien, og sett inn spissen av kanyle inn arteria carotis.
  4. Etter riktig plassering kanyle tips, fremme kanyle tipset slik at det ligger 3-4 mm proximally til aortabuen. Fastsette kanyle spissen av å sikre med 8-0 silke knop.
  5. Bruke Mikrokirurgiske tang og saks, utføre sløv og skarpe disseksjon, utsette høyre vena jugularis av sløv utarbeidelse av vev lateralt sternocleidomastoid-muskelen, nær krageben, og plassere en 8-0 silke knuten på den klubbeformede enden og en 8-0 loop ved den proksimale enden.
  6. Etter ligation av distale vena jugularis, plassere den venøse kanyle i høyre vena jugularis interna og fremgang mot høyre atrium og sikre med silke knuten. For optimal venøs retur, kan det være nødvendig for å fremme venøs spissen i høyre ventrikkel.
  7. Når den riktige kanyle posisjonen er oppnådd, utføre systemisk heparinization ved å legge til 2,5 IE heparin per gram av dyr kroppsvekt via direkte intravenøs injeksjon i vena jugularis.
  8. For sanntid invasiv press overvåking, cannulate venstre femoral subclavia. Avdekke lysken og forsiktig skille vanlig femoral arterien fra femur vene og femur nerve under 25 X forstørrelse.
    1. Ligate den distale del av arteria femoral. Midlertidig occlude den proksimale delen med en løkke rundt heklenålen og lag et lite innsnitt på fremre veggen ved hjelp av mikro-pinsett.
    2. Etterpå en 1 Fr polyuretan kanyle inn femoral arterien og sikre den med en silke 10-0 Sutur. Denne kanyle brukes til å hente blodprøver for blod gass analyse.
  9. Etter vellykket plasseringen av arterielle og venøse cannulas, starte hjerte bypass ved å slå på pumpen. Tiden fra intubasjon til start av CPB er ca 45 min. begynner å bruke en flow rate på 0,5 mL/min, avhengig av systemisk press målinger og øke blodstrøm innen 2 min til full flyt (4-6 mL/min) ved å øke rotasjonshastighet.
  10. Under full overvåking, utføre en øvre sternotomy med skarp saks fra manubrium og går 5 mm i caudal retning. Koagulere sternal kantene umiddelbart for å unngå blødning. Utsette aortabuen ved å trekke i høyre arteria carotis i skallen retning.
  11. For optimal kontroll, circumferentially gratis aortabuen fra thymus og omkringliggende vev for å lette clamping. Plass en 8-0 silke sløyfe rundt stigende aorta. For å plassere tvers klemmen for cardioplegia, tre silke løkken i skallen retning å bedre avsløre stigende aorta.

4. Hjerte Bypass og blod gass analyse

  1. For blod gass analyse (BGA), bruke kapillær BILLEDRØR for å samle 60-90 µL arteriell blod via femoral arterien kateter.
    1. Bruker en liten klemme på silikon slangen og koble slangen til kateter. Slippe trykket sakte på klemmen å tillate kontrollert fylling av kapillær røret.
    2. Koble silikon røret til kateter. Kapillær rør inn blod gass analysator for målinger på følgende tidspunkt:
      10 min etter initiering av CPB med ventilasjon (BGA1)
      etter 25 min CPB og 15 min av respirasjonsstans (BGA2)
      etter 40 min av CPB og 30 min of respirasjonsstans (BGA3)
      etter 55 min CPB, 45 min av luftveiene og 20 min av hjertestans (BGA4)
  2. Under stabil CPB flyt, første te respirasjonsstans ved å stoppe ventilasjon.
  3. Etter opphør av ventilasjon, angi oppvarming pad 28 º c og starte lokalt kjøling dyret til 28 º c kroppstemperatur innen de første 20 min av respirasjonsstans med gasbind dynket i kaldt saline.
  4. Når en kroppstemperatur på 28 ºC er oppnådd, og etter totalt 30 min av respirasjonsstans, administrere 0,3 mL 7.45% KCl løsning i CPB krets å starte cardioplegia.
  5. For cross fastklemming av aorta, tre tidligere plassert silke løkken (trinn 3.10) i skallen retning for bedre eksponering og plassere en mikro-serrefine klemme på den stigende delen av aorta.
  6. Utføre totalt 60 min respirasjonsstans og 30 min av hjertestans. Fjern mikro-serrefine klemmen fra stigende aorta starte reperfusion av hjertet. Samtidig å ventilere og varme dyret til 37 ° C.
  7. Etter reperfusion er fullført og dyret har nådd normothermia, avslutte CPB ved å slå av pumpen og fortsetter å overvåke fysiologiske mål (f.eks kroppstemperatur, EKG, og invasiv blodtrykk) for 20 min.
  8. På slutten av eksperimentet, exsanguinate dyret under full narkose (5% isoflurane) og samle blod og organer for videre analyse 14.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Denne protokollen beskriver perfusjon krets, kirurgiske prosedyrer, og overvåking av fysiologiske parametre under CPB museklikk. Når utført av en tilstrekkelig kvalifisert microsurgeon, er resultatene konsekvent og reproduserbar innhentet.

For å opprettholde tilstrekkelig vevsperfusjon, holdes mener arteriell trykket alltid mellom 40 og 60 mmHg ved å justere CPB blodstrømmen og legge til ekstra volum. Avhengig av vekten av dyret, volumstatus og kroppstemperatur opprettholdes extracorporal blodet flyte mellom 2.3-6.5 mL/min. korreksjon for volum tap under eksperimentet oppnås ved å legge til 0,1 ml grunning løsning krets under CPB. Systemisk pH stabilisering oppnås ved å legge til 8,4 mmol/L NaHCO2. Alle væsker forvaltes via luft-fangst reservoaret for å redusere risikoen for luft embolisering.

Fysiologiske parametere ble vurdert ved hjelp BGA på fire forskjellige tidspunkt (figur 1) og målinger representant vellykket CPB prosedyrer er presentert i tabell 1.

Hematokrit målinger viser hemodilution på grunn av grunning volum krets (tabell 1). Det var, men ikke nødvendig for blodoverføring som hemoglobin nivå ble opprettholdt på tilstrekkelige nivåer i løpet av eksperimentet (tabell 1). Systemisk arteriell pO2, oksygenmetning, pCO2 utløp verdier valideres utmerket funksjon av mikro-oxygenator (tabell 1). pCO2 utløp var optimal bruker en oksygen/luft blanding FiO2 0,8.

BGA også gitt innsikt i metabolske status for dyret under CPB. Etter initiering av CPB med ventilasjon, arteriell pH ble opphøyet (tabell 1). Denne effekten er ofte mindre når respirasjonsstans startes. En gradvis reduksjon i pH i løpet av eksperimentet ble sett (tabell 1). Kontinuerlig bufring av arteriell pH og laktat var nødvendig å kompensere for acidose.

Figure 1
Figur 1 : Eksperimentell tidslinjen. Tidspunktet for intubasjon, ventilasjon, respirasjonsstans, CPB, hjertestans, reperfusion, kjøling/re-oppvarming og BGA prøvepunkter. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

BGA1 BGA2 BGA3 BGA4
Hemoglobin (g/dl) 8.9 6.8 6.8 5.6
Hematokrit 27.5 21,2 21.3 17,7
pO2 (mmHg) 508 506 504 271
pCO2 (mmHg) 24,5 20,3 20 36,4
sO2 (%) 100 100 100 100
pH 7.56 7.65 7,36 7.32
Laktat (mmol/L) 2.6 3.1 3 6.9

Tabell 1: representant BGA resultater fra en vellykket CPB i en mus. BGA tatt på fire forskjellige tidspunkt i løpet av et eksperiment.

Figure 2
Figur 2 : Skjematisk Diagram av CPB krets i musen. En venøs kanyle (blå) er plassert i den underlegne vena cava via høyre vena jugularis og en arteriell kanyle (rød) i den aorta via den venstre arteria carotis. Oksygenrikt blod blir pumpet gjennom luften-pelsjeger reservoaret i den venstre arteria carotis. ECG elektroder blir plassert subcutaneously kroppstemperaturen er målt rectally og press overvåkes via arteria femoral. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Vi har utviklet en fullt fungerende klinisk relevante modell av CPB i en mus. Med mer enn tretti stammer av mus har hjerte-og karsykdommer, kan vår modell være et utgangspunkt for utvikling av nye potensielle protokoller knyttet til CPB. Videre, på grunn av overflod av mus-spesifikke reagenser og knockout-ut mus, denne modellen kan ikke bare erstatte den gjeldende rotte modellen av CPB men vil lette Disseksjon av molekylære mekanismer involvert i CPB-relaterte organskade. Hittil er CPB ikke brukt i mus på grunn av Mikrokirurgiske utfordringer i cannulation teknikk, samt tekniske utfordringer, inkludert utvikling av en mikro-oxygenator har et tilstrekkelig liten grunning volum. Ca var 90 løyper og flittig arbeid en erfaren microsurgeon nødvendig for å oppnå en stabil modell. Over 15 prototyper av CPB maskinen har forskjellige roller pumper, rør og ulike reservoarer ble testet og stadig bedre. Mer enn 10 versjoner av ulike oxygenators ble bygd og testet for å oppnå de aktuelle resultatene. Vår nye modell nødvendig en komplett redesign av eksisterende rotte modelloppsettet extracorporal sirkulasjon. Først vi bygget minste mulige mikro-oxygenator tillater grunning volumene < 0,3 mL. Oxygenator ble redesignet med en invertert system hvor blodet flyter gjennom hul fiber og ikke mellom dem, noe som åpner for en betydelig reduksjon i grunning volum.

Under utviklingen av vår modell møtte vi flere tekniske problemer. Vår første prototypen kretser nødvendig stor grunning mengder opptil 6 mL. Dette resulterte i ekstreme hemodilution med hemoglobin verdier under 4 g/dL og hematokrit verdier ca 15. Til tross for BGA viser god oksygenering observert vi tegn på hypoksemi førte til rask hjertestans under prosedyren. For å oppnå riktig vev oksygenering, skal hematokrit verdier over 25. Ved å justere rør størrelsen, endre Berg-pumpe, produsere en miniatyriserte luft pelsjeger og optimalisere venøs og arteriell cannulas, grunning volumet ble betydelig redusert til < 0.9 mL.

Tilstrekkelig perfusjon er flyten av 4-6 mL/min, gir tilstrekkelig venøs tilbake flyt avgjørende. Plasseringen av den venøse kanyle i høyre atrium eller, enda bedre, i høyre ventricle, lindrer problemet. Økende perfusjon flyten fører til enten suge venøs kanyle eller overperfusion-relaterte tap av væske og vev ødem. For å unngå CO2 oppbevaring i musen, som har en rask metabolisme, fant vi at å holde oksygentilførsel gjennom oxygenator på FiO2 80% med en flyt av 600 mL/min er optimal for vev oksygenering.

Et annet problem som man kan støte er gradvis tap av intravascular til interstitium, nødvendiggjør gjenta volum substitusjon hver 30-40 minutter. Hyperosmolaritet av elektrolytt-løsninger som inneholder hydroxyethyl stivelse (HMS) hindrer intravascular volum tap, men når den brukes utelukkende, dens høy viskositet forårsaker en enorm økning i systemisk press under CPB. Dette fører til lekkasje i oxygenator og slangen proksimale til arterial kanyle. Derfor, for å oppnå en balanse mellom Hyperosmolaritet og moderat viskositet, en 1:1 blanding av HMS inneholder løsninger og en annen isotonic balansert væske ble funnet for å være optimalt.

Kjøring elektronikk av roller pumpen ble endret for å øke rotasjonshastigheten dermed gir tilstrekkelig flyte i de tynne rør. Under sterk inntaks produsert av Berg-pumpe, er det vanlig å ha mikroskopiske luftbobler i det venøse systemet. Byggingen av en miniatyriserte luft pelsjeger med grunning volum under 0,15 mL løst dette problemet. Legge til 0,1 mL av ekstra volum og redusere CPB flyt i tillegg til den riktige plasseringen av den venøse kanyle eliminert air embolism i kretsen.

For å teste den tekniske gjennomførbarheten av en roman hjerte bypass modell, kreves flere blod prøvetaking. Fjerner mer enn 0,2 mL blod er vanligvis dødelig for sunne mus. For å sikre oksygen og hemodynamic stabilitet, mengden av blod prøvetaking i vårt eksperiment var langt utover denne verdien og nådd nesten 0.9 mL på slutten av eksperimentet. Likevel ble stabil oksygenering og hemodynamic parametere observert tross konstant nedgangen i Hematologisk verdier. Derfor var vår første gjennomførbarhet modell hovedsakelig designet som en akutt, ikke-overlevelse protokoll. Vi utvikler nå en minimal invasiv overlevelse modell som, av nødvendighet, vil ha mindre blod prøvetaking.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne ikke avsløre.

Acknowledgments

Forfatterne har ingen takk.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Sterofundin B.Braun Petzold GmbH PZN:8609189 priming volume, 1:1 with Tetraspan
Tetraspan 6% HES Solution B. Braun Melsungen AG PZN: 05565416 priming volume, 1:1 with Sterofundin
Heparin Natrium 25.000 Ratiopharm GmbH PZN: 3029843 2.5 IU per ml of priming solution
NaHCO3 8,4% Solution B. Braun Melsungen AG PZN: 1579775 3% in priming solution
KCL 7.45 % Solution B. Braun Melsungen AG PZN: 2418577 0.1 mL for cardioplegia
Carprofen Zoetis Inc., USA PZN:00289615 08859153 5 mg/kg/BW
1 Fr PU Catheter Instechlabs INC., USA C10PU-MCA1301 carotid artery
2 Fr PU Catheter Instechlabs INC., USA C20PU-MJV1302 jugular vein
Vasofix Safety catheter 20G B.Braun Medical 4268113S-01 orotracheal intubation
8-0 Silk suture braided Ashaway Line & Twine Mfg. Co., USA 75290 ligature
Isoflurane Piramal Critical Care Deutschland GmbH PZN:9714675 narcosis
CLINITUBES blood capillaries Radiomed GmbH 51750132 blood sampling 60 - 95 microliter
Spring Scissors - 6mm Blades Fine Science Tools GmbH 15020-15 instruments
Spring Scissors - 2mm Blades Fine Science Tools GmbH 15000-03 instruments
Halsted-Mosquito Hemostat Fine Science Tools GmbH 13009-12 instruments
Dumont #55 Forceps Fine Science Tools GmbH 11295-51 instruments
Castroviejo Micro Needle Holder - 9cm Fine Science Tools GmbH 12060-02 instruments
Micro Serrefines Fine Science Tools GmbH 18555-01 instruments
Bulldog Serrefine Fine Science Tools GmbH 18050-28 instruments
MiniVent Ventilator for Mice (Model 845) Harvard Apparatus 73-0044 mechanical ventilation
Isoflurane Vaporizer Drager 19.1 Drägerwerk AG & Co. KGaA anesthesia 1.3 - 2.5%
PowerLab data acquisition device 4/35 ADInstruments Ltd, New Zealand PL3504 invasive pressure, ECG, temperature
ABL 800 Flex Radiometer GmbH blood gas analysis
NMRI mice Charles River Laboratories Crl:NMRI(Han) male, 30 - 35 g, 12 weeks old, housed at least 1 week before the experiment

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Edmunds, L. Cardiopulmonary Bypass after 50 Years. N. Engl. J. Med. 351, (16), 1601-1603 (2004).
  2. Goto, T., Maekawa, K. Cerebral dysfunction after coronary artery bypass surgery. J. Anesth. 28, (2), 242-248 (2014).
  3. Uysal, S., Reich, D. L. Neurocognitive outcomes of cardiac surgery. J. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 27, (5), 958-971 (2013).
  4. Ballaux, P. K., Gourlay, T., Ratnatunga, C. P., Taylor, K. M. A literature review of cardiopulmonary bypass models for rats. Perfusion. 14, (6), 411-417 (1999).
  5. Jungwirth, B., de Lange, F. Animal models of cardiopulmonary bypass: development, applications, and impact. Semin. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 14, (2), 136-140 (2010).
  6. Günzinger, R., et al. A rat model of cardiopulmonary bypass with cardioplegic arrest and hemodynamic assessment by conductance catheter technique. Basic Res Cardiol. 102, (6), 508-517 (2007).
  7. Waterbury, T., Clark, T. J., Niles, S., Farivar, R. S. Rat model of cardiopulmonary bypass for deep hypothermic circulatory arrest. J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 141, (6), 1549-1551 (2011).
  8. Schnoering, H., et al. A newly developed miniaturized heart-lung machine-expression of inflammation in a small animal model. Artif. Organs. 34, (11), 911-917 (2010).
  9. Kim, J., et al. The responses of tissues from the brain, heart, kidney, and liver to resuscitation following prolonged cardiac arrest by examining mitochondrial respiration in rats. Oxid. Med. Cell. Longev. 2016, (2016).
  10. Shappell, S. B., Gurpinar, T., Lechago, J., Suki, W. N., Truong, L. D. Chronic obstructive uropathy in severe combined immunodeficient (SCID) mice: lymphocyte infiltration is not required for progressive tubulointerstitial injury. J. Am. Soc. Nephrol. 9, (6), 1008-1017 (1998).
  11. Majzoub, J. A., Muglia, L. J. Knockout mice. N. Engl. J. Med. 904-907 (1996).
  12. Houser, S. R., et al. Animal Models of Heart Failure A Scientific Statement From the American Heart Association. Circ. Res. 111, (1), 131-150 (2012).
  13. Russell, J. C., Proctor, S. D. Small animal models of cardiovascular disease: tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis. Cardiovasc. Pathol. 15, (6), 318-330 (2006).
  14. Iurascu-Gagea, M., Craig, S. Euthanasia and necropsy. The laboratory rabbit, guinea pig, hamster, and other rodents. Suckow, M. A., Stevens, K. A., Wilson, R. P. Academic Press (Elsevier). 117-141 (2012).
Hjerte Bypass i en musemodell: en ny tilnærming
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Madrahimov, N., Natanov, R., Boyle, E. C., Goecke, T., Knöfel, A. K., Irkha, V., Solovieva, A., Höffler, K., Maus, U., Kühn, C., Ismail, I., Warnecke, G., Shrestha, M. L., Cebotari, S., Haverich, A. Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach. J. Vis. Exp. (127), e56017, doi:10.3791/56017 (2017).More

Madrahimov, N., Natanov, R., Boyle, E. C., Goecke, T., Knöfel, A. K., Irkha, V., Solovieva, A., Höffler, K., Maus, U., Kühn, C., Ismail, I., Warnecke, G., Shrestha, M. L., Cebotari, S., Haverich, A. Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach. J. Vis. Exp. (127), e56017, doi:10.3791/56017 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter