Summary

Une Technique de Squash de tube séminifère pour l’analyse cytologique de la spermatogenèse en utilisant le modèle de souris

Published: February 06, 2018
doi:

Summary

L’objectif de cette technique de courge tubule est d’évaluer rapidement les caractéristiques cytologiques de mettre au point les spermatocytes de souris tout en préservant l’intégrité cellulaire. Cette méthode permet l’étude de toutes les étapes de la spermatogenèse et peut être facilement mis en œuvre aux côtés d’autres approches biologiques biochimiques et moléculaires pour l’étude de la méiose de souris.

Abstract

La progression méiotique chez les mâles est un processus qui exige l’action concertée d’un certain nombre d’événements cellulaires très réglementés. Erreurs qui se produisent au cours de la méiose peuvent mener à l’infertilité, perte de grossesse ou des anomalies génétiques. Commençant au début de la puberté et tout au long de l’âge adulte, des ondes continues semi-synchrone des spermatocytes subissent la spermatogenèse et finalement forment les spermatozoïdes haploïdes. La première vague des spermatocytes de souris en cours de méiose initiation apparaissent au jour 10 après l’accouchement (10 dpp) et sont libérés dans la lumière des tubules séminifères comme les spermatozoïdes matures à 35 dpp. Par conséquent, il est avantageux d’utiliser des souris dans cette fenêtre de temps du développement afin d’obtenir des populations fortement enrichies d’intérêt. Analyse des étapes de rares cellules est plus difficile chez les souris âgées grâce à l’apport de la spermatogenèse vagues successives, qui augmentent la diversité des populations cellulaires dans les tubules. La méthode décrite ici est une technique facilement mis en œuvre pour l’évaluation cytologique des cellules trouvées dans les tubules séminifères des souris, y compris les spermatogonies, les spermatocytes et les spermatides. La technique de courge tubule maintient l’intégrité des cellules germinales des mâles isolés et permet l’examen des structures cellulaires qui ne sont pas facilement visualisés avec d’autres techniques. Pour illustrer les applications possibles de cette technique de courge tubule, l’axe a été suivie dans les spermatocytes progresse par le biais de la prophase à la métaphase qu’i de transition (transition G2/MI). En outre, duplication du centrosome, inactivation méiotique des chromosomes sexuels (MSCI) et formation de bouquet de chromosomes ont été évalués comme exemples des structures cytologiques que l’on peut observer à l’aide de cette méthode de squash du tubule. Cette technique peut servir à repérer les défauts spécifiques au cours de la spermatogenèse qui résultent de la mutation ou perturbations exogènes, et contribue ainsi à notre compréhension moléculaire de la spermatogenèse.

Introduction

La méiose est un événement cellulaire complexe dans lequel un rond simple de réplication de l’ADN est suivi de deux cycles successifs de la division cellulaire. Plusieurs événements spécifiques à la méiose doivent être coordonnés au cours des stades de la méiose pour assurer la ségrégation des chromosomes précis. Ces événements comprennent l’achèvement de la recombinaison, orientation Co de sœur kinétochores au cours de la première division méiotique et la perte progressive des cohesin complexes pour résoudre les chiasmes entre homologues. Régulation précise de ces processus est nécessaire pour maintenir la fertilité et d’empêcher les événements de missegregation de chromosomes qui peuvent conduire à des troubles du développement génétiques et une fausse couche1.

Tandis que les principaux événements de la méiose ont lieu chez les mâles et les femelles, des différences temporelles et mécanistes significatives existent entre la spermatogenèse et l’ovogenèse2. Par exemple, au cours de la méiose femelle, prophase I se produit durant le développement embryonnaire et arrête au stade de la dictyate jusqu’à la puberté. En revanche, la spermatogenèse débute à la puberté et progresse dans les vagues tout au long de la vie d’adulte sans arrêt. Les différences entre mâle et femelle de la méiose met l’accent sur la nécessité de développer des méthodes qui sont spécifiquement pris en charge vers l’évaluation de ces processus dans les spermatocytes et les ovocytes. Actuellement, évaluer la progression méiotique en grande partie repose sur l’utilisation de la chromatine se propage3,4,5. Alors que les écarts de la chromatine sont utiles pour étudier les chromosomes méiotiques, ils ne parviennent pas à préserver l’intégrité cellulaire, empêchant l’évaluation des structures cellulaires tels que les microtubules du fuseau, centrosomes, l’enveloppe nucléaire et pièces jointes télomère. Imagerie en direct et des techniques de culture à long terme ont grandement contribué à améliorer notre compréhension de la méiose femelle ; des approches similaires pour visualiser toute la cellule intacte, cependant, sont moins fréquemment mis en oeuvre pour l’étude de la spermatogenèse6,7. Afin de visualiser les événements dynamiques tout au long de la méiose mâle, nous avons adapté des techniques de courge tubule établies pour évaluer rapidement les caractéristiques cytologiques de développer souris spermatocytes8,9. La méthode décrite ici préserve l’intégrité de la cellule, permettant l’étude des multiples structures cellulaires au cours de différentes étapes de la spermatogenèse.

Cette technique de courge tubule est une approche de cellules entières, ce qui permet pour l’évaluation des structures cellulaires par l’intermédiaire de la microscopie par immunofluorescence. Les approches histologiques communes de visualiser la progression méiotique chez les souris mâles comme hématoxyline et éosine coloration des testicules de paraffine incorporé, en les étiquetant par immunofluorescence des cryosections permettent une vue d’ensemble de la progression de la méiose. Toutefois, ces techniques ne parviennent pas à résoudre les cellules individuelles dans la mesure nécessaire pour une analyse détaillée des événements qui se produisent tout au long de la méiose10,11. Des techniques alternatives de visualiser les processus méiotiques dépendent de perturbation significative chimiosmotique le spermatocyte pour isoler et fixer les matières nucléaires3,4,5. Ces traitements chimiques empêchent l’observation des types de cellules autres que les spermatocytes primaires. Une méthode décrite récemment par Namekawa a permis à la communauté des chercheurs afin de préserver l’architecture nucléaire des spermatocytes isolés, mais nécessite l’utilisation d’un cytospin et accessoires qui ne sont peut-être pas facilement disponibles pour certains laboratoires4. En revanche, la technique de courge tubule requiert seulement l’équipement qui est généralement standard dans la plupart des laboratoires de biologie cellulaire.

La méthode de courge tubule décrite ici permet de visualiser les types de cellules diverses trouvées dans le tube séminifère, y compris les cellules de sertoli, spermatogonies, spermatocytes primaires et secondaires et les spermatides. En couplant cette technique avec la première vague près-synchrone de la spermatogenèse chez les jeunes souris, il est possible d’obtenir des populations enrichies de cellules spermatogéniques mesure qu’ils progressent à travers la méiose12. Ce processus permet l’analyse détaillée des processus tout au long de la spermatogenèse, tels que les événements précoces de la prophase, le G2/MI et métaphase aux transitions de l’anaphase et la spermiogenèse. En outre, les préparations tubule peuvent être utilisées pour visualiser les caractéristiques cytologiques des chromosomes (par exemple les domaines proposition (DCI) et les kinétochores) et les centrosomes (centrioles et péricentriolaire matériel/matrices). La méthode de courge peut être facilement effectuée en parallèle avec d’autres approches expérimentales, telles que la chromatine se propage et extraction de protéine. En outre, cette technique a été correctement modifiée pour déposer les cellules spermatogéniques vivantes sur les diapositives pour visualisation directe13.

La méthode décrite ici implique une technique de squash de tube séminifère germes entiers afin d’analyser la transition G2/MI chez les souris C57BL/6J de type sauvage. Les caractéristiques cytologiques de spermatocytes primaires entrant dans la première division méiotique ont été visualisés à l’aide de la microscopie par immunofluorescence pour observer le fuseau méiotique. Cette technique polyvalente peut être facilement modifiée pour visualiser les autres stades de la méiose et les différents types de cellules. La technique est également susceptible de stratégies alternatives de visualisation, comme les approches d’ADN et ARN poisson.

Protocol

L’utilisation de la souris a été approuvée par le Comité utiliser de Johns Hopkins University et d’institutionnels animalier. Expériences ont été effectuées sur le jeune (20-26 jours après l’accouchement, dpp) souris C57BL/6J, profitant de la première vague semi-synchrone de la spermatogenèse. Cependant, cette technique peut également être réalisée utilisant des souris adultes. 1. la dissection et l’isolement des tubules séminifères souris Préparer le fix/so…

Representative Results

Ici, nous avons utilisé la méthode de squash de tubule de visualiser des populations de cellules transitoires en cours de la prophase à la métaphase I (G2/MI) transition, qui ont été enrichies par la récolte des testicules de souris de type sauvage juvéniles en cours de la première vague de la spermatogenèse (24 DPP). La figure 1 illustre les images représentatives des différentes étapes de la cellule qui peuvent être visualisés en utilisant la…

Discussion

Souris ont prouvé d’être un organisme modèle utile pour étudier les événements cellulaires qui régissent la méiose progression au cours de la spermatogenèse. En outre, il est nécessaire de développer des outils pris en charge à l’étude de la spermatogenèse parce que beaucoup d’événements, tels que sortir de la prophase méiotique, j’ai, sont sexuellement dimorphe. Ce protocole décrit une méthode de courge tube séminifère pour la visualisation et l’étude des différentes étapes de la sperma…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par NIGM (R01GM11755) à P.W.J. et une bourse de subvention de formation de l’Institut National de Cancer (NIH) (CA009110) à S.R.W. et J.H.
 

Materials

16% Paraformaldehyde Aqueous Electron Microscopy Sciences (EMS) 15710
10x PBS Quality Biological 119-069-161
Triton X-100 Sigma T8787
BSA Sigma A1470
Horse Serum Sigma H-1270
35mm x 10mm Petri Dish, Sterile, non-treated CellTreat P886-229638
Poly-L-lysine coated glass slides Sigma P0425-72EA
Liquid Blocker Pen Electron Microscopy Sciences (EMS) 71310
Humid Box Evergreen 240-9020-Z10
Wheaton Coplin Glass Staining Dish for 5 or 10 Slides Fisher 08-813E
VECTASHIELD Antifade Mounting Medium with DAPI Vector Labs H-1200
Microscope Cover Slides (22mmx60mm) Fisher 12-544-G
Clear Nail Polish Amazon N/A
Microsopes
Name Company Catalog Number Comments
SteREO Discovery.V8 Zeiss 495015-0001-000 
Observer Z1 Zeiss 4109431007994000
Zeiss ZEN 2012 blue edition image software Zeiss
ORCA-Flash 4.0 CMOS camera Hamamatsu
Primary Antibodies
Name Company Catalog Number Comments
Mouse anti-SYCP3 Santa Cruz sc-74569 1 in 50
Rabbit anti-SYCP3 Fisher (Novus) NB300-231 1 in 1000
Goat anti-SCP3 Santa Cruz sc-20845 1 in 50
Human anti-Centromere Protein Antibodies Incorporated 15-235 1 in 100
Mouse anti-alpha tubulin Sigma T9026 1 in 1000
Mouse anti-AIM1 BD Biosciences 611082 1 in 200
Mouse anti-γH2AX Thermo Fisher MA1-2022 1 in 500
Mouse anti-CENT3 Abnova H00001070-M01 1 in 200
Rabbit anti-pericentrin Abcam ab4448 1 in 200
Rabbit anti-REC8 Courtesy of  Dr. Karen Schindler N/A 1 in 1000

References

  1. Nagaoka, S. I., Hassold, T. J., Hunt, P. A. Human aneuploidy: mechanisms and new insights into an age-old problem. Nature Rev Genet. 13 (7), 493-504 (2012).
  2. Morelli, M. A., Cohen, P. E. Not all germ cells are created equal: Aspects of sexual dimorphism in mammalian meiosis. Reproduction. 130 (6), 761-781 (2005).
  3. Sun, F., Handel, M. A. Regulation of the meiotic prophase I to metaphase I transition in mouse spermatocytes. Chromosoma. 117 (5), 471-485 (2008).
  4. Namekawa, S. H. Slide preparation method to preserve three-dimensional chromatin architecture of testicular germ cells. J Vis Exp. (83), e50819 (2014).
  5. La Salle, S., Sun, F., Handel, M. A. Isolation and short-term culture of mouse spermatocytes for analysis of meiosis. Methods Mol Biol. 558, 279-297 (2009).
  6. Galdon, G., Atala, A., Sadri-Ardekani, H. In vitro spermatogenesis: how far from clinical application?. Curr Urol Rep. 17 (7), (2016).
  7. Staub, C. A century of research on mammalian male germ cell meiotic differentiation in vitro. J Androl. 22 (6), 911-926 (2001).
  8. Page, J., Suja, J. A., Santos, J. L., Rufas, J. S. Squash procedure for protein immunolocalization in meiotic cells. Chromosome Res. 6 (8), 639-642 (1998).
  9. Kotaja, N., et al. Preparation, isolation and characterization of stage-specific spermatogenic cells for cellular and molecular analysis. Nat Methods. 1 (3), 249-254 (2004).
  10. Xu, X., Xu, P. A modified cryosection method for mouse testis tissue. Tissue Cell. 33 (2), 208-210 (2001).
  11. Hess, R., Moore, B. Histological methods for evaluation of the testis. Methods Toxicol. 3 (Pt A), 52-85 (1993).
  12. Bellvé, A. R. Purification, culture, and fractionation of spermatogenic cells. Methods Enzymol. 225, 84-113 (1993).
  13. Ventela, S., Toppari, J., Parvinen, M. Intercellular organelle traffic through cytoplasmic bridges in early spermatids of the rat: mechanisms of haploid gene product sharing. Mol Biol Cell. 14 (July), 2768-2780 (2003).
  14. Bellvé, A. R., et al. Dissociation of the mouse testis and characterization of isolated spermatogenic cells. J Histochem Cytochem. 25 (7), 480-494 (1977).
  15. Burry, R. W. Controls for immunocytochemistry: an update. J Histochem Cytochem. 59 (1), 6-12 (2011).
  16. Zickler, D., Kleckner, N. Recombination, pairing, and synapsis of homologs during meiosis. Cold Spring Harb Perspect Biol. 7 (6), 1-26 (2015).
  17. Hunter, N. Meiotic recombination: the essence of heredity. Cold Spring Harb Perspect Biol. 7 (12), 1-36 (2015).
  18. Scherthan, H., et al. Centromere and telomere movements during early meiotic prophase of mouse and man are associated with the onset of pairing. J Cell Biol. 134 (5), 1109-1125 (1996).
  19. Zickler, D., Kleckner, N. The leptotene-zygotene transition of meiosis. Annu Rev Genet. 32, 619-697 (1998).
  20. Scherthan, H. A bouquet makes ends meet. Nat Rev Mol Cell Biol. 2 (8), 621-627 (2001).
  21. Turner, J. Meiotic sex chromosome inactivation. Development. 134 (10), 1823-1831 (2007).
  22. Royo, H., et al. ATR acts stage specifically to regulate multiple aspects of mammalian meiotic silencing. Genes Dev. 27 (13), 1484-1494 (2013).
  23. Turner, J. M., et al. Silencing of unsynapsed meiotic chromosomes in the mouse. Nat Genet. 37 (1), 41-47 (2005).
  24. Marjanović, M., et al. CEP63 deficiency promotes p53-dependent microcephaly and reveals a role for the centrosome in meiotic recombination. Nat Commun. 6, 7676 (2016).
  25. Inanç, B., Dodson, H., Morrison, C. G. A Centrosome-autonomous signal that involves centriole disengagement permits centrosome duplication in G2 phase after DNA damage. Mol Biol Cell. 21, 3866-3877 (2010).
  26. Firat-Karalar, E. N., Sante, J., Elliott, S., Stearns, T. Proteomic analysis of mammalian sperm cells identifies new components of the centrosome. J Cell Sci. 127 (Pt 19), 4128-4133 (2014).
  27. Fukuda, N., et al. The transacting factor CBF-A/Hnrnpab binds to the A2RE/RTS element of protamine 2 mRNA and contributes to its translational regulation during mouse spermatogenesis. PLoS Genet. 9 (10), e1003858 (2013).
  28. Lahn, B. T., et al. Previously uncharacterized histone acetyltransferases implicated in mammalian spermatogenesis. Proc Natl Acad Sci U S A. 99 (13), 8707-8712 (2002).
  29. Mermoud, J. E., Tassin, A. M., Pehrson, J. R., Brockdorff, N. Centrosomal association of histone macroH2A1.2 in embryonic stem cells and somatic cells. Exp Cell Res. 268 (2), 245-251 (2001).
  30. Shanmugam, M., Hernandez, N. Mitotic functions for SNAP45, a subunit of the small nuclear RNA-activating protein complex SNAPc. J Biol Chem. 283 (21), 14845-14856 (2008).
  31. Ganem, N. J., Godinho, S. A., Pellman, D. A mechanism linking extra centrosomes to chromosomal instability. Nature. 460 (7252), 278-282 (2009).
  32. Kotaja, N., et al. Preparation, isolation and characterization of stage-specific spermatogenic cells for cellular and molecular analysis. Nat Methods. 1 (3), 249-254 (2004).
  33. Amory, J. K., et al. Suppression of spermatogenesis by bisdichloroacetyldiamines is mediated by inhibition of testicular retinoic acid biosynthesis. J Androl. 32 (1), 111-119 (2011).
  34. Hogarth, C. A., et al. Turning a spermatogenic wave into a tsunami: synchronizing murine spermatogenesis using WIN 18,446. Biol Reprod. 88 (2), 40 (2013).
  35. Yoshida, S., et al. The first round of mouse spermatogenesis is a distinctive program that lacks the self-renewing spermatogonia stage. Development. 133 (8), 1495-1505 (2006).
  36. Kluin, P. M., Kramer, M. F., Rooij, D. G. Spermatogenesis in the immature mouse proceeds faster than in the adult. Int J Androl. 5 (3), 282-294 (1982).
  37. Rodriguez, I., Ody, C., Araki, K., Garcia, I., Vassalli, P. An early and massive wave of germinal cell apoptosis is required for the development of functional spermatogenesis. EMBO J. 16 (9), 2262-2270 (1997).
  38. Kangasniemi, M., et al. Modulation of basal and FSH dependent cyclic AMP production in rat seminiferous tubules staged by an improved transillumination technique. Anat Rec. 227 (1), 62-76 (1990).
  39. Martianov, I., et al. Late arrest of spermiogenesis and germ cell apoptosis in mice lacking the TBP-like TLF/TRF2 gene. Mol Cell. 7 (3), 509-515 (2001).
  40. Henriksén, K., Parvinen, M. Stage-specific apoptosis of male germ cells in the rat: Mechanisms of cell death studied by supravital squash preparations. Tissue Cell. 30 (6), 692-701 (1998).

Play Video

Cite This Article
Wellard, S. R., Hopkins, J., Jordan, P. W. A Seminiferous Tubule Squash Technique for the Cytological Analysis of Spermatogenesis Using the Mouse Model. J. Vis. Exp. (132), e56453, doi:10.3791/56453 (2018).

View Video