Summary
Denne protokollen beskriver en forbedret teknikk for rikelig innsamling av cerebrospinalvæske (CSF) med ingen forurensning fra blodet. Med større prøvetaking og renhet, kan flere analyser utføres med CSF for å fremme vår forståelse av sykdommer som påvirker hjernen og ryggmargen.
Abstract
Cerebrospinalvæske (CSF) er en verdifull kroppen væske for analyse i nevrovitenskap forskning. Det er en av væsker i nærmeste kontakt med sentralnervesystemet og dermed kan brukes til å analysere syke statusen til hjernen eller ryggmargen uten direkte tilgang til disse vev. Men i mus er det vanskelig å få fra cisterna magna på grunn av sin nærhet til blodårene, som ofte forurense prøver. Området for CSF samling i mus er også vanskelig å dissekere til og ofte bare små utvalg hentes (maksimum 5-7 µL eller mindre). Denne protokollen beskriver i detalj en teknikk som forbedrer gjeldende metoder for samling å redusere forurensning fra blod og tillate rikelig samlingen av CSF (i gjennomsnitt 10-15 µL kan samles). Denne teknikken kan brukes med andre disseksjon metoder for vev samling fra mus, så det ikke påvirker noen vev under CSF utvinning. Dermed hjernen og ryggmarg påvirkes ikke med denne teknikken og forblir intakt. Med større CSF prøvetaking og renhet, flere analyser kan brukes med denne flytende ytterligere hjelp nevrovitenskap forskning og forstå sykdommer som påvirker hjernen og ryggmargen.
Introduction
CSF er en verdifull kroppen væske for analyse i nevrovitenskap forskning. CSF er hovedsakelig laget av blod plasma, som inneholder noen celler (ingen røde blodlegemer og bare et par hvite blodlegemer) og er nesten protein-fri. Det er en av væsker i nær kontakt med sentralnervesystemet (CNS) og det kan gå mange elektrolytter fra hjernen og ryggmarg til det eksterne systemet. Hos mennesker, CSF prøver kan samles som hjelp til å diagnostisere sykdom eller til forskningsformål i kliniske forsøk, som popbransjen (eller lumbale punktering) er en mindre, invasiv prosedyre: CSF væsken kan gjenspeile endringer i CNS uten å direkte tilgang vev. Dermed de siste årene, for forskningsformål i klinikken, er CSF prøver anskaffet fra pasienter av nevrodegenerative sykdommer som Alzheimers sykdom og andre dementias1,2,3. Det er mange biomarkør analyser som har blitt utviklet ved hjelp av CSF prøver for å hjelpe diagnostisere sykdommer i klinikken2,3. Men er det mye debatt på påliteligheten av disse analyser å produsere konsistente, følsom resultater å spesielt diagnostisere sykdom4,5. Så, det er et stort behov for utvikling av bedre analyser og mål, som finnes i CSF, som hjelp til å produsere en standard teknikk å diagnostisere nevrodegenerative sykdommer med større sensitivitet og spesifisitet. På grunn av potensielle viktigheten av menneskelig CSF prøver i sykdom er samlingen av CSF fra gnagere i nevrovitenskap forskning også av interesse.
Mus er viktig dyr i biologisk og medisinsk forskning og lar for testing av potensielle terapeutiske forbindelser og proof-of-concept studier før kliniske studier. Men i mus er det vanskelig å få CSF eksempler på grunn av sin nærhet til hjernen i en liten dyr, som den vanlige metoden av CSF samling i mus er å få det via cisterna magna, en åpning mellom lillehjernen og dorsal overflaten av forlengede. Dette fører i samle CSF eksempler som dette området er vanskelig å dissekere til og i nærheten blodkar, øker risikoen for forurensning fra blod celler. Disse vanskelighetene, de fleste forskere kan bare få en liten mengde CSF for analyse (vanligvis oppgitt som 5-7 µL) og forurensning av CSF prøver av blod celler er et hovedanliggende for analyser6,7,8 , 9. blod forurensning kan skjule resultater og ikke virkelig gjenspeiler tilstanden til CNS. Videre begrenset utvalg samlet kan påvirke forskning som vanlig beløp fra mus er nok for bare ett mål (i duplikat eller tre eksemplarer) bruker enzym knyttet immunosorbent analysen (ELISA). Dermed er CSF prøver vanligvis samlet fra flere mus for å ha nok prøve å kjørt flere analyser. Utvikle en protokoll for de rike, forurenset samling av CSF fra mus er sterkt ønsket og vil være gunstig å bedre nevrovitenskap forskning ved hjelp av gnagere.
I denne protokollen, en teknikk for den rike (et gjennomsnitt på 10-15 µL) samling av CSF fra bedøvet mus er beskrevet i detalj og forbedrer kjente metode av CSF samling å redusere forurensning fra blod10. En robust protokoll for CSF samling hjelper i utviklingen av CSF-baserte biomarkør analyser, hvilke kan brukes å hjelpe diagnostisere sykdom, samt forbedre forskning i mekanismer underlie sykdommer CNS.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dyreforsøk ble utført i samsvar med politikken til samfunnet for nevrovitenskap (USA) og Fudan University (Norge) etiske komiteer. Denne prosedyren er for en ikke-overleve kirurgi.
1. oppsett av CSF samling apparater
- Trekke glasset kapillær (indre diameter 0,75 mm ytre diameter 1.0 mm) bruker en brønnene avtrekker (som vist i Liu et al. 10; skjerpet kapillær er vist i figur 1).
- Plasser et skjerpet glass kapillær inn i kapillær holderen fast montert på en micromanipulator (figur 1A).
- Bryte spissen av av skjerpet kapillær med rett tang under dissecting mikroskop, slik at den indre diameteren brutt tips om 10-20 µm (figur 1 c).
- Knytt en tynn slange og en sprøyte til den andre enden av kapillær holderen og koble den tynne rør og sprøyten med en tre-veis ventil.
- Skifte treveis ventilen for å åpne og stupe sprøyten å blåse luft fra sprøyten gjennom slangen til glasset kapillær utvise eventuelle forurensninger og opprette positivt trykk i kapillarrør.
- Gjenta dette noen ganger av dis koble å koble sprøyten til treveis ventilen og utarbeide sprøyten ~ 100-200 µL før den siste re-tilkoblingen av treveis ventilen (figur 1B).
- Flytte micromanipulator med glass kapillær til side å forhindre skade under musen disseksjon.
Figur 1. Mikroskopet, micromanipulator og kapillær oppsett. (A) mikroskop og micromanipulator med kapillær knyttet oppsett, og en nærmere bildet av (B) tilkoblet sprøyten og tre-veis ventil åpne (vist her) eller lukke rør, og (C) en ubrutt (høyre) og brutt (venstre) kapillær tips klar for CSF samling. Når brutt, spissen av av kapillær bør ha en diameter på 0,75 mm, ytre diameter på 1,0 mm. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
2. musen disseksjon
- Bedøve musen.
Merk: For denne protokollen, C57BL/6 og amyloid forløper protein/presenilin 1 (APP/PS1) transgene (Alzheimers musemodell) mus ble brukt og anesthetized med 4% chloral hydrat (i dH20) på 10 µL/g av musen vekt via intraperitoneal injeksjon. - Når fullt anesthetized, sørge for at musen er tilstrekkelig anesthetized. Uttak svaret til tå knip, etter litt utvide bakbeina og klemming tærne og ser på uttak svar, utføres for å sikre tilstrekkelig anestesi. Kontroller ved å knipe alle fire lemmer; Hvis det er ingen reaksjon er riktig musen anesthetized. Klipp og trimme håret på baksiden av hodet av musen fra over øynene, mellom ørene til bunnen av halsen på dissecting saks (figur 2A). Alternativt kan clippers eller depilatory fløte brukes å hjelpe hårfjerning.
- Sikre hodet av musen med en musen adapter (bak hodet vendt oppover med nesen pekte nedover på ~ 45 °, figur 2A). Reparere øret barer mellom ørene og øynene av musen og stram. Kontroller at hodet kan ikke flytte og er sikret tett til adapteren ved forsiktig skyve ned på hodet av musen.
- Kontroller uttak svar tåen knipe før kirurgisk snitt og regelmessig etter å sikre kirurgisk flyet av anestesi. Visuelt merke noen endring i respirasjonsfrekvens under prosedyren til å angi endringer i fly av anestesi. En ren, ikke-steril, teknikken kan brukes for denne kort ikke overleve kirurgi. Bruke saks og buede tang, skjære gjennom huden og det første laget av muskel til bunnen av skallen er utsatt med bare et tynt lag av muskler.
Merk: Skjære gjennom huden musen over på baksiden av halsen da kuttet huden på midten av skallen mellom ørene og øynene av musen. Huden og vevet kan deretter trekkes fra hverandre og ut av området over cisterna magna. - Mens visning på dissecting mikroskopet, nøye analysere unna sist tynne lag av muskel over bunnen av skallen ved hjelp av pinsett og flytte disse lagene muskler til side og ut av området av interesse. Hvis det er blødning, bruke bomull knopper å fjerne og hjelpe stoppe blødningen.
- Når dura over cisterna magna er eksponert (trekantede med 1-2 store blodkar kjører gjennom området, hver side av eller mellom blodårene er vanligvis optimal kapillær innsetting og CSF samling, figur 2B), bruke en våt vattpinne tørke membranen ren og deretter bruke en tørr vattpinne tørke området.
Figur 2. Mus og disseksjon oppsett med representant bilder av kapillær innsettingen for CSF samling. Oppsett av musen klar for CSF ekstraksjon med (A) barbert hode festet på plass for disseksjon og (B) detaljert bilde (10 x visning) av en dissekert musen dura dekker cisterna magna (stiplet pil viser en blodåre kjører gjennom området og solid pilen viser området optimal for kapillær innsetting). Detaljerte bilder (10 x visning) (C) skjerpet spissen av glass kapillær justert mot dura cisterna Magna, (D) punktet der av kapillær nesten punkteringer dura, med motstand fra dura og (E) kapillær spissen tappet gjennom dura til samle CSF. CSF bør være en klar væske i glasset kapillær (stiplet pil). Alle skala stolper på nederst til høyre på hvert mikroskop-bilde angir 100 µm. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
3. CSF samling fra bedøvet musen
- Justere av glass kapillær til baksiden av mus hodet slik at skjerpet poenget er like bak membranen på en ~ 30-45 ° vinkel (figur 2C).
- Stupe sprøyten når eller noen ganger og utarbeide sprøyten ~ 100-200 µL (for å sikre at det er ingen miljøgifter og det er negative trykket i glasset kapillær).
- Bruker micromanipulator, flytte av kapillær tips nærmere membranen til motstand kan sees, men ikke punktering det (figur 2D).
- Når motstanden er sett mellom spissen av av kapillær og membranen, forsiktig trykk kapillær røret gjennom membranen av banket på micromanipulator kontroller. Bruk mikroskopet for å se skjerpet poenget med kapillær punktering i cisterna magna. CSF skal automatisk trekkes inn i kapillær røret når åpningen har vært punktert (figur 2E).
- La av kapillær å sakte samle CSF. Hvis CSF har stoppet tegningen, trekke sprøyten opp litt sakte (~ 50 µL) til å opprette mer negative trykket i kapillær å pakke ut CSF.
Merk: Alternativt av kapillær kan sakte og forsiktig trekkes ut av hjernen hjelp av fine micromanipulator Kontroller at CSF å strømme inn av kapillær igjen. Et samlet beløp på ~ 10-15 µL av CSF (~ 3-4 cm av kapillær) tar ~ 10-30 min, og noen ganger 20 µL eller mer kan samles. Selv om ikke helt nødvendig, anbefales det å bruke en heten pute under CSF samling. CSF samling ble utført ved romtemperatur (~ 23 ° C). - Når mengden ønsket CSF samles, Lukk slangen av skiftende treveis ventilen lukkes (for å stoppe trekker ut CSF).
- Ta ut sprøyten koblet til slangen, og åpne og Lukk slangen (for å opprette equalized press av kapillær, rør og området utenfor av kapillær). Koble sprøyten treveis ventilen, men ikke stupe sprøyten.
- Fjern av glass kapillær fra musen bruker micromanipulator.
- Sett samling røret (1,5 mL microtubes med 1 µL av 20 x protease hemmer) under skjerpet punktet av glasset kapillær.
- Åpne slangen og kaste forsiktig sprøyten: CSF skal flyte ut av kapillær og inn i samling røret.
- Etter samlingen, raskt sentrifuge (puls spinn for 5 s med maksimal hastighet med en mini sentrifuge) CSF blande prøven med den protease inhibitor nederst samling røret.
Merk: CSF eksempler kan være aliquoted og lagres deretter for nærmere analyse på-80 ° C. Resten av musen kan være dissekert for andre vev, som hjernen og ryggmargen. Musen er fortsatt i live på dette stadiet og dermed blod kan også samles, hvis nødvendig.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Bruker du fremgangsmåten her (figur 1 og figur 2), bør CSF umiddelbart samlet av kapillær være klart (figur 2E), ikke rosa eller rød. Hvis det er en rosa til rød skjær til væsken samles i av kapillær, så var det forurensning med blod.
Som et eksempel på bruk av CSF prøven samlet med denne metoden, nivåer av protein amyloid-beta (Aβ) ble målt med ELISA. Nivåer av Aβ i CSF måles vanligvis i Alzheimers sykdom forskning7. CSF er mest protein-fri. I en musemodell av Alzheimers sykdom (APP/PS1 mus), er nivåer av menneskelig Aβ42 betydelig økt, som disse musene overexpress menneskelige APP. Dette kan observeres med prøver av CSF fra 12 måneder gammel mus ved hjelp av metodene beskrevet her (0 pg/mL i CSF av vill-type (WT) mus forhold til 1303 pg/mL i CSF av APP/PS1 mus, Figur 3).
Figur 3. Representant resultater for CSF prøven samlet. ELISA analyse av CSF eksempel samlet. I en musemodell av Alzheimers sykdom (APP/PS1) er det en betydelig økning i nivåer av menneskelig Aβ42 i CSF, som disse musene overexpress menneskelige Aβ42 (1303 pg/mL). I vill-type (WT) skal mus det ingen menneskelig Aβ42 oppdaget (0 pg/mL). En kort t-test ble brukt til å måle betydningen, ** p < 0,01, feilfelt som SEM, n = 3 og 4 mus på 12 måneder av alderen henholdsvis. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne protokollen beskriver i detalj en teknikk som forbedrer på gjeldende metoder10 av CSF samling å redusere forurensning fra blod og tillate rikelig samlingen av CSF (gjennomsnittlig ~ 10-15 µL fås) fra mus. Når bryte kapillær spissen, spissen av av kapillær bør ikke være for liten (som da CSF vil trekkes veldig sakte) eller for stor (vil ikke bli fint nok å samle CSF og vev kan bli lodged i av kapillær). Forsiktighet bør utvises når dissekere området for CSF samling: blødninger bør stoppes og området for innsetting av glasset kapillær renset fra blod med dH20 for å unngå forurensning med prøven. Anatomien i hver musen er forskjellige, men de fleste mus har 1-2 store blodkar kjører gjennom området der av kapillær må settes inn for CSF samling. Velge riktig sted for innsetting av av kapillær er viktig, som setter for nært til vil store blodkar forurense CSF med blod. Som vist i figur 2, er et område som er klart av blodkar, slik som mellom eller på hver side av de store blodkarene, optimal for kapillær innsetting for å unngå forurensning. Hvis CSF ikke strømmer ut jevnt og stopper etter en tid, tegning sprøyten litt (~ 50 µL) kan bidra til å starte strømmen av CSF inn av kapillær. Alternativt kan av kapillær selv flyttes sakte og forsiktig inn eller ut av musen med micromanipulator å starte strømmen av CSF utvinning. Må utvises ved gjør disse trinnene som blodet kan strømme inn av kapillær. Denne teknikken fungerer godt på grunn av forskjeller i press fra hjernen og glass kapillær å trekke ut CSF fra musen. Dermed kan musen bare være punctured en gang, som etter av kapillær er satt inn i musen og tatt ut, det er et tap av trykket i hjernen og CSF vil ikke lenger bli trukket inn av kapillær automatisk hvis det er satt inn igjen. Derfor praksis vil perfekte denne teknikken for å produsere ingen blod forurensninger og få tilstrekkelig CSF samling på første innsetting av av kapillær musen (fra erfaring, 10-20 praksis mus vil være nok til å nå dette stadiet).
Denne protokollen er en bedre og effektiv metode for å trekke ut CSF fra mus og om gjort riktig, reduserer forurensning fra blod (figur 1, figur 2, Figur 3). Denne teknikken er begrenset av tiden CSF skal samles inn. Vanligvis 30 min er nødvendig å samle ~ 15 µL eller flere av CSF ved romtemperatur (~ 23 ° C). Musen kan holdes varm med bomull eller tørkepapir samtidig, men uten dekker eller heten pute, CSF kan fortsatt kunne hentes. Tillegg av en heten pute eller oppvarming musen før prosedyren kan forbedre denne teknikken ved å øke flyten av CSF av hjernen og redusere tiden som krevs for samlingen, som beskrevet i andre metoder10,11. Men i protokoll beskrevet her, ingen heten pute eller oppvarming av musen ble brukt og mellom mus var det ingen problemer i CSF som kan bli samlet. Som et eksempel på programmet denne teknikken kan brukes, ble nivåer av menneskelig Aβ42 målt med ELISA. Aβ er kjent for å være klebrig og overholde glass og samling rør. I denne protokollen, ble Borosilikatglass kapillærene og polypropylen Rør brukt til å samle CSF fra mus. Mens noen Aβ kan holde seg til glasset kapillære og veggene i samling rør, ELISA resultater viser at Aβ nivåer kan være målt (Figur 3). Likevel, det er en mulighet at Aβ nivåer målt fra CSF samlet i denne protokollen er mindre enn som beskrevet av andre studier, men glass kapillærene er nødvendig å punktere gjennom dura på å samle CSF. I tillegg til å måle Aβ, kan andre proteiner rundt også måles med CSF samlet.
Mens tidligere publiserte metoden av CSF samling av Liu et al. 10 var ment for kontinuerlig innsamling av CSF fra levende mus, metoden beskrevet her er for innsamling av CSF fra mus til å bli ofret for vev samling og analyse. Derfor, denne teknikken kan brukes sammen med andre disseksjon metoder for musen vev samling som påvirker hjernen og ryggmarg, og etter CSF samling (dvs.etter 10-30 min for ~ 10-15 µL av CSF), musen bør fortsatt være puste og under narkose. Andre vev som blod, hjerne, ryggmarg og leveren er derfor fortsatt levedyktig for samling og biokjemiske analyse. Selv om Liu et al. metoden samlet CSF raskt (10 min per mus for 3-7 µL av CSF), metoden beskrevet her tar lengre tid, men kan samle mer CSF10. En annen metode for CSF samlingen har også blitt beskrevet av Maia et al. 11 både den Liu et al. og Maia et al. metodene beskriver samle CSF fra mus av hånd-holdt glass kapillærene eller gel loader tips og punktering i cisterna magna. Metoden beskrevet her er forskjellig ved å feste av kapillær til en micromanipulator. Dette sikrer at av kapillær er holdt immobile og reduserer forurensning fra blod under CSF samling. Micromanipulator gir også mulighet for større presisjon og nøyaktighet i punktering cisterna magna hente CSF. Selv om metoden Maia et al. kunne også få 15-20 µL av CSF per musen, krever det punktering cisterna magna gjentatte ganger for hånd med gel loader tips, som kan øke risikoen for forurensning fra blod eller vev. Videre Maia et al. metoden kan redusere trykket i hjernen med hver sekvensiell punktering av cisterna magna slik at det er mindre CSF samlet hver gang. Metoden beskrevet her innebærer bare en punktering og forlater av kapillær i cisterna magna ytterligere samle CSF som det påfyll med CSF mens musen er under narkose. Dermed protokollen beskrevet her kontinuerlig samler CSF og minimerer mulig smitte fra gjentatte punkteringer i cisterna magna samt forstyrrelse av de omkringliggende vev.
Med større CSF prøvetaking og renhet, kan flere analyser brukes med denne væsken ytterligere hjelp i nevrovitenskap forskning. Det er godt kjent blant forskere at samlingen av CSF fra mus kan være kjedelig og bare et begrenset utvalg kan fås (vanligvis oppgitt som maksimalt 5-7 µL6,7,8,9). I litteraturen, det er ikke mange detaljerte protokoller publisert for CSF utvinning og denne protokollen forbedrer en tidligere publiserte metoden10 å redusere forurensning fra blod, samtidig opprettholde rikelig samlingen av CSF. CSF har mange programmer i nevrovitenskap forskning og som en av de nærmeste væskene på vev av CNS, det er en verdifull utvalg for forskning. Det er tidligere oppdaget at en voksen mus har et totalt volum på 40 µL av CSF12. Denne protokollen er således kunne få 25% og muligens flere av den totale mengden CSF i en voksen mus. Foruten innavlet stammer C57BL/6 og APP/PS1 musene, har outbred belastningen preging kontroll regionen (ICR) mus også blitt brukt til vellykket samle CSF bruker denne protokollen. CSF fra mus i ulike aldre (4 til 18 måneder) har vært vellykket samlet bruker denne protokollen. Dermed bør det være ingen vanskeligheter med å samle CSF fra ulike stammer eller aldre mus med denne metoden. Denne detaljerte protokollen vil forhåpentligvis brukes av mange til å forbedre utvikling av CSF analyser og andre analyseteknikker til hjelp i forskning å forstå nevrodegenerative sykdommer som påvirker hjernen og ryggmargen.
Det er viktig at leder av musen festes tett, så det ikke flytte under disseksjon og CSF samling (del 3 av protokollen). Området for den første punktering i cisterna magna er viktig for å få rikelig, ikke-forurenset CSF. Av kapillær bør ikke settes for tett på noen blodkar å unngå forurensning av prøven samlet. Videre er justering av av kapillær kritisk for optimal CSF samling. Bruk av micromanipulator tillater finjusteringer uten sterkt forstyrre de omkringliggende vev og forurensende CSF. Bruke fine kontrollene av micromanipulator, kan av kapillær sakte flyttes inn eller ut å tillate CSF å strømme ut fra musen og inn av kapillær for samlingen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne ikke avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av National Natural Science Foundation i Kina (81650110527, 81371400) og National nøkkelen grunnleggende forskning Program i Kina (2013CB530900).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Chloral hydrate (used as anesthetic) | Sinopharm Chemicals Reagen Co. Ltd. | 30037517 | CAS number 302-17-0. |
| Dissecting scissors | 66 vision technology | 54002 | |
| Dissecting curved forceps | 66 vision technology | 53072 | |
| Dissecting straight forceps | 66 vision technology | 53070 | |
| Mouse adapter (with ear bars) | Made in-house. | N/A | Similar equipment available from World Precision Instruments. |
| Dissecting microscope | Meiji Labax | Model 15381 | |
| Micromanipulator | World Precision Instruments | M3301 | |
| Magnetic base for micromanipulator | Kanetec | MB-K | |
| Glass capillaries | World Precision Instruments | 1B100-4 | |
| Micropipette puller | Sutter Instruments | Model P-1000 | |
| Syringes (1ml) | Tansoole | 02024692 | For 1ml. |
| Microtubes (1.5ml) | Axygen | MCT-150-C | |
| Protease inhibitor Cocktail Set III EDTA-free | Calbiochem | 539134 | |
| Human Aβ42 ELISA kit | Invitrogen | KHB3441 | |
| Piping (teflon tubing) | World Precision Instruments | MMP-KIT | Obtained from a microinjection kit and attached to the capillary holder and syringe. |
| Mini centrifuge | Tiangen Biotech | OSE-MC8 | |
| Cotton buds | Obtained from any household store/pharmacy. | N/A |
References
- Anoop, A., Singh, P. K., Jacob, R. S., Maji, S. K. CSF Biomarkers for Alzheimer's Disease Diagnosis. Int. J. Alzheimers. Dis. 2010, 1-12 (2010).
- Blennow, K., Hampel, H., Weiner, M., Zetterberg, H. Cerebrospinal fluid and plasma biomarkers in Alzheimer disease. Nat. Rev. Neurol. 6 (3), 131-144 (2010).
- Schoonenboom, N. S. M., et al. Cerebrospinal fluid markers for differential dementia diagnosis in a large memory clinic cohort. Neurology. 78 (1), 47-54 (2012).
- Molinuevo, J. L., et al. The clinical use of cerebrospinal fluid biomarker testing for Alzheimer's disease diagnosis: A consensus paper from the Alzheimer's Biomarkers Standardization Initiative. Alzheimer's Dement. 10 (6), 808-817 (2014).
- Fagan, A. M. CSF biomarkers of Alzheimer's disease: impact on disease concept, diagnosis, and clinical trial design. Adv. Geriatr. 2014, 1-14 (2014).
- Ramautar, R., et al. Metabolic profiling of mouse cerebrospinal fluid by sheathless CE-MS. Anal. Bioanal. Chem. 404 (10), 2895-2900 (2012).
- Liu, L., Herukka, S., Minkeviciene, R., Vangreon, T., Tanila, H. Longitudinal observation on CSF Aβ42 levels in young to middle-aged amyloid precursor protein/presenilin-1 doubly transgenic mice. Neurobiol. Dis. 17 (3), 516-523 (2004).
- Schelle, J., et al. Prevention of tau increase in cerebrospinal fluid of APP transgenic mice suggests downstream effect of BACE1 inhibition. Alzheimer's Dement. , (2016).
- You, J. -S., Gelfanova, V., Knierman, M. D., Witzmann, F. A., Wang, M., Hale, J. E. The impact of blood contamination on the proteome of cerebrospinal fluid. Proteomics. 5 (1), 290-296 (2005).
- Liu, L., Duff, K. A Technique for Serial Collection of Cerebrospinal Fluid from the Cisterna Magna in Mouse. J. Vis. Exp. (21), (2008).
- Maia, L. F., et al. Changes in amyloid-β and Tau in the cerebrospinal fluid of transgenic mice overexpressing amyloid precursor protein. Sci. Transl. Med. 5 (194), 194re2 (2013).
- Oshio, K. Reduced cerebrospinal fluid production and intracranial pressure in mice lacking choroid plexus water channel Aquaporin-1. FASEB J. , (2004).
