Summary

Ingeniería Genética de Organoides Intestinales de Ratón Primario utilizando Vectores Virales de Transducción de Nanopartículas Magnéticas para Seccionamiento Congelado

Published: May 10, 2019
doi:

Summary

Describimos instrucciones paso a paso para: 1) diseñar de manera eficiente organoides intestinales utilizando nanopartículas magnéticas para la transducción lenti- o retroviral, y, 2) generar secciones congeladas a partir de organoides diseñados. Este enfoque proporciona una poderosa herramienta para alterar eficientemente la expresión génica en organoides para la investigación de los efectos posteriores.

Abstract

Los cultivos organoides intestinales proporcionan una oportunidad única para investigar la biología intestinal de células madre y criptas in vitro, aunque los enfoques eficientes para manipular la expresión génica en organoides han hecho progresos limitados en esta arena. Si bien la tecnología CRISPR/Cas9 permite la edición precisa del genoma de las células para la generación de organoides, esta estrategia requiere una amplia selección y cribado por análisis de secuencia, que requiere mucho tiempo y es costoso. Aquí, proporcionamos un protocolo detallado para la transducción viral eficiente de organoides intestinales. Este enfoque es rápido y altamente eficiente, disminuyendo así el tiempo y los gastos inherentes a la tecnología CRISPR/Cas9. También presentamos un protocolo para generar secciones congeladas de cultivos organoides intactos para su posterior análisis con tinción inmunohistoquímica o inmunofluorescente, que se puede utilizar para confirmar la expresión génica o el silenciamiento. Después de lograr una transducción exitosa de vectores virales para la expresión génica o silenciamiento, se puede evaluar rápidamente la función de células madre intestinales y criptas. Aunque la mayoría de los estudios organoides emplean ensayos in vitro, los organoides también pueden ser entregados a ratones para análisis funcionales in vivo. Además, nuestros enfoques son ventajosos para predecir las respuestas terapéuticas a los fármacos porque las terapias disponibles actualmente generalmente funcionan modulando la expresión génica o la función proteica en lugar de alterar el genoma.

Introduction

La capacidad de cultivar células de ratones o criptas humanas como organoides tridimensionales (3D) desde el intestino delgado o el colon durante períodos de tiempo prolongados proporcionó un gran avance porque estos cultivos muestran características definitorias del epitelio intestinal in vivo 1 , 2 , 3. Los organoides derivados de las criptas primarias son capaces de auto-renovación y auto-organización, exhibiendo funciones celulares similares a sus tejidos de origen. De hecho, los organoides recapitulan no sólo la organización estructural de las criptas in vivo, sino también muchas características moleculares, proporcionando así herramientas útiles para estudiar la biología normal y los estados de enfermedad. Para ilustrar, estudios organoides han revelado nuevas vías moleculares implicadas en la regeneración tisular1,2,3,4,5 así como fármacos que podrían mejorar la función en ajustes patológicos6,7.

El estudio de las células madre intestinales es de particular interés porque el revestimiento intestinal se encuentra entre los tejidos de mamíferos más altamente regenerativos, renovándose cada 3-5 días para proteger el organismo de bacterias, toxinas y otros patógenos dentro de la lúmenes intestinales. Las células madre intestinales (ISC) son responsables de esta notable capacidad regenerativa y por lo tanto proporcionan un paradigma único para el estudio de la función de células madre adultas1,2. Los experimentos de trazado de linaje en ratones demostraron que se pueden cultivar células madre aisladas lgr5 positivas para generar organoides 3D o “mini-guts” in vitro donde reflejan de cerca sus contrapartes in vivo. Los cultivos organoides también pueden derivarse de aislados celulares de cripta intestinal compuestos por progenitores, ISC y células Depanet, los cuales constituyen las células de nicho epitelial in vivo. De hecho, el cultivo organoide a partir de células de cripta intestinal primaria ha evolucionado hasta convertirse en una técnica relativamente rutinaria que es fácil de implementar en la mayoría de los laboratorios utilizando reactivos ampliamente disponibles. Este modelo también es susceptible al análisis cuantitativo de la expresión génica mediante la secuenciación de ARN (RNA-Seq) y proteínas por espectrometría de masas, inmunohistoquímica o tinción inmunofluorescente2,4,8. Además, la genética funcional se puede estudiar utilizando enfoques de ganancia de función (sobreexpresión genética o expresión de un gen mutante activador) o pérdida de función (silenciamiento del gen o expresión de un mutante de pérdida de función)2.

Es importante destacar que la baja eficiencia y la alta toxicidad del ADN plásmido estándar o los protocolos de transducción viral con polibrino siguen siendo un obstáculo importante en el campo. Aunque la tecnología CRISPR/Cas9 permite una edición precisa del genoma, este enfoque requiere una selección que requiere mucho tiempo seguida de la validación de secuencias9. Aquí, presentamos un protocolo de transducción viral para organoides intestinales primarios que optimiza la entrega de partículas virales por conjugación a nanopartículas magnéticas y aplicación de un campo magnético. Se proporcionan modificaciones clave a los protocolos anteriores4,5,10,11,12,13 y recomendaciones para mejorar la eficiencia. También describimos un enfoque para generar secciones congeladas a partir de organoides intactos cultivados en matrigael 3D (en adelante, matriz o matriz de membrana de sótano) para su posterior análisis con inmunohistoquímica o tinción inmunofluorescente.

Protocol

Este protocolo fue aprobado por el Comité de Cuidado y Uso de Animales de las Instituciones Médicas Johns Hopkins (IACUC). Este protocolo se modifica a partir de los métodos publicados anteriormente10,11,12,13. 1. Preparación de reactivos Preparar el medio 293T fresco varias horas de antelación y calentar a 37 oC en un baño de agua durante al menos 10…

Representative Results

Aquí, describimos una técnica de transducción rápida y altamente eficiente que aprovecha las nanopartículas magnéticas expuestas a un campo magnético para entregar lentivirus a las células de interés. Con las herramientas fácilmente disponibles, hemos aplicado este enfoque no sólo para transducir células criptopeticas recién aisladas (Figura1A),sino también para organoides (Figura2)y otras células que son refractar…

Discussion

El cultivo primario del epitelio intestinal adulto como organoides proporciona una poderosa herramienta para estudiar los mecanismos molecularesimplicados en la función de las células madre, la homeostasis epitelial intestinal y la patología 1,2,3, 4. Aunque la tecnología CRISPR/Cas9 se puede utilizarpara diseñar genéticamente organoides 9, está limitada por la n…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado por subvenciones del Instituto Nacional de Salud (R01DK102943, R03CA182679, R03CA191621), el Maryland Stem Cell Research Fund (2015-MSCRFE-1759, 2017-MSCRFD-3934), la Asociación Americana del Pulmón, la Red de Salud Allegheny – Johns Hopkins Research Fund y hopkins Digestive Diseases Basic Research Core Center.

Materials

DMEM Thermo Fisher Scientific 11965092 Base medium for 293T cells
DMEM/F12+ Thermo Fisher Scientific 12634010 Base medium for organoid culture medium and organoid digestion buffer
OPTI-MEM Thermo Fisher Scientific 11058021 Virus plasmids transfection medium
Fetal Bovine Serum Corning 35-011-CV Component of virus collection medium and 293T medium
Pen/Strep Thermo Fisher Scientific 15140122 Component of organoid culture medium and crypt dissociation buffer
PBS (without Ca2+, Mg2+) Thermo Fisher Scientific 10010049 A wash buffer and component of crypt dissociation buffer
Mem-NEAA Thermo Fisher Scientific 11140050 Component of organoid culture medium
GlutamaxII Thermo Fisher Scientific 35050061 Component of organoid culture medium
HEPES Thermo Fisher Scientific 15630080 Component of organoid culture medium
EGF Millipore Sigma E9644 Component of organoid culture medium
Noggin Peprotech 250-38 B Component of organoid culture medium
R-spondin R&D 7150-RS-025/CF Component of organoid culture medium
Human recombinant insulin Millipore Sigma I9278-5ml Component of organoid culture medium
Nicotinamide Millipore Sigma N3376-100G Component of Transduction medium
Wnt3A R&D 5036-WN-010 Component of Transduction medium
Y27632 Millipore Sigma Y0503-1MG Component of Transduction medium
0.5M EDTA Thermo Fisher Scientific 15575020 Component of Crypts dissociation buffer
DTT (dithiothreitol) Thermo Fisher Scientific R0861 Component of Crypts dissociation buffer
Dispase I Millipore Sigma D4818-2MG Component of organoid digestion buffer
DNase I Millipore Sigma 11284932001 Component of organoid digestion buffer
matrigel(Growth factor reduced) Corning 356231 Used as a matrix to embed organoids
Opti-MEM Thermo Fisher Scientific 31985070 Medium for transfection in viral production
ViralMag R/L Oz Biosiences RL40200 Magnetic particles of viral transduction
Magnetic plate Oz Biosiences MF10000 Magnetic plate to facilitate viral transduction
Lipofectamine 2000 Thermo Fisher Scientific 11668019 Transfection agent in viral production
Poly-D-Lysine Millipore Sigma A-003-E Coating for plates before seeding 293T cells
4% Formaldehyde Solution Boster AR1068 Solution to fix organoids
O.C.T embedding compound Thermo Fisher Scientific 4583S For embedding of the the organoids
5 mL Falcon polystyrene tubes Corning 352054
50 mL Falcon Tubes Sarstedt 62.547.100
Orbitron rotator II Rocker Shaker Boekel Scientific 260250
Olympus Inverted microscop CK30 Olympus CK30 for scanning and counting crypts
Zeiss Axiovert 200 inverted fluorescence Nikon Axiovert 200 for viewing fluorescence in the crypts
Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter unit with Ultracel-100 membrane Milipore Sigma UFC910024 For concentrating viruses
pluriStrainer 20 µm (Cell Strainer) pluriSelect SKU 43-50020 For preparing organoid fragments
Falcon Cell Strainer Fisher Scientific 352340 For preparing cyrpts of similar size after crypt isolation
Greiner CELLSTAR multiwell culture plates 48 wells (TC treated with lid) Millipore Sigma M8937-100EA ForD2:D37+D16:D37g organoid fragments
Animal strain: C57BL/6J Jackson Lab #000664 For organoid culture

References

  1. Cheung, E. C., et al. TIGAR is required for efficient intestinal regeneration and tumorigenesis. Dev Cell. 25 (5), 463-477 (2013).
  2. Xian, L., et al. HMGA1 amplifies Wnt signalling and expands the intestinal stem cell compartment and Paneth cell niche. Nature Comm. , (2017).
  3. Sato, T., et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 459 (7244), 262-265 (2009).
  4. Koo, B. K., et al. Controlled gene expression in primary Lgr5 organoid cultures. Nature Methods. 9 (1), 81-83 (2012).
  5. Kabiri, Z., et al. Stroma provides an intestinal stem cell niche in the absence of epithelial Wnts. Development. 141, 2206-2215 (2014).
  6. Boj, S. F., et al. Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer. Cell. 160 (1-2), 324-338 (2015).
  7. Boj, S. F., et al. Forskolin-induced Swelling in Intestinal Organoids: An In Vitro Assay for Assessing Drug Response in Cystic Fibrosis Patients. J Vis Exp. (120), (2017).
  8. Muñoz, J., et al. The Lgr5 intestinal stem cell signature: robust expression of proposed quiescent ‘+4’ cellmarkers. EMBO J. 31 (14), 3079-3091 (2012).
  9. Schwank, G., et al. Functional repair of CFTR by CRISPR/Cas9 in intestinal stem cell organoids of cystic fibrosis patients. Cell Stem Cell. 13 (6), 653-658 (2014).
  10. Andersson-Rolf, A., Fink, J., Mustata, R. C., Koo, B. K. A video protocol of retroviral infection in primary intestinal organoid culture. J Vis Exp. (90), e51765 (2014).
  11. Sato, T., Clevers, H. Primary mouse small intestinal epithelial cell cultures. Methods Mol Biol. 945, 319-328 (2013).
  12. Ye, Z., Yu, X., Cheng, L. Lentiviral gene transduction of mouse and human stem cells. Methods Mol Biol. 430, 243-253 (2008).
  13. Cheung, K. J., Gabrielson, E., Werb, Z., Ewald, A. J. Collective invasion in breast cancer requires a conserved basal epithelial program. Cell. 155 (7), 1639-1651 (2013).
  14. Tesfaye, A., et al. The High-Mobility Group A1 gene up-regulates Cyclooxygenase-2 expression in uterine tumorigenesis. Cancer Res. 67 (9), 3998-4004 (2007).
  15. Haim, H., et al. Synchronized infection of cell cultures by magnetically controlled virus. J. Virol. 79 (1), 622-625 (2005).
  16. Xue, X., Shah, Y. M. In vitro organoid culture of primary mouse colon tumors. J Vis Exp. (75), e50210 (2013).

Play Video

Cite This Article
Xian, L., Chia, L., Georgess, D., Luo, L., Shuai, S., Ewald, A. J., Resar, L. M. Genetic Engineering of Primary Mouse Intestinal Organoids Using Magnetic Nanoparticle Transduction Viral Vectors for Frozen Sectioning. J. Vis. Exp. (147), e57040, doi:10.3791/57040 (2019).

View Video