Summary
Denne protokol præsenterer sådan live billede og analysere skyde yderste ildens fra forskellige plantearter ved hjælp af laser scanning Konfokal mikroskopi.
Abstract
Skyde yderste meristem (SAM) fungerer som en opbevaret stamceller reservoir og det genererer næsten alle overjordiske væv under den postembryonic udvikling. Aktivitet og morfologi af SAMs bestemme vigtige agronomiske egenskaber, såsom skyde arkitektur, størrelse og antal af reproduktive organer, og vigtigst, korn udbytte. Her give vi en detaljeret protokol til at analysere både overflade morfologi og den interne cellestruktur af levende SAM'er fra forskellige arter gennem laser scanning Konfokal mikroskop. Hele proceduren fra prøveforberedelsen til erhvervelse af billeder i høj opløsning tredimensional (3D) kan opnås inden for så kort som 20 minutter. Vi vise, at denne protokol er yderst effektiv til at studere ikke blot blomsterstand SAMs model arter, men også de vegetative ildens fra forskellige afgrøder, giver en simpel men kraftfulde værktøj til at studere organisation og udvikling af ildens på tværs af forskellige plantearter.
Introduction
Plante meristem indeholder en pulje af udifferentierede stamceller og løbende opretholder orgel plantevækst og udvikling1. Under den postembryonic udvikling stammer næsten alle overjordiske væv af en plante fra skyde yderste meristem (SAM). I afgrøder er aktivitet og størrelsen af SAM og dens afledte floral ildens tæt forbundet med mange agronomiske træk som skyde arkitektur, frugtproduktion og frø udbytte. For eksempel, i tomat forårsager et udvidet SAM en stigning i skuddet og blomsterstand forgrening, og dermed resultaterne i generere ekstra blomst og frugt organer2. I majs fører en stigning i SAM størrelse til en højere frøantal og samlede afkast3,4. I sojabønner, meristem indetermination er også tæt forbundet med skyde arkitektur og give5.
Morfologi og anatomi af SAMs kan være kendetegnet ved flere forskellige metoder, herunder histologiske skæring/farvning og scanning elektronmikroskopi (SEM)6, som begge har meget avancerede meristem forskning gennem at give enten den sektionsvisning eller en tre-dimensionelle (3D) overflade visning af SAMs. Men begge metoder er tidskrævende, der involverer flere eksperimenterende trin fra prøveforberedelsen til dataopsamling, og disse metoder afhænger hovedsagelig af faste prøver. De seneste fremskridt i laser scanning konfokalmikroskopi teknik har overvundet disse begrænsninger og give os et kraftfuldt værktøj til at undersøge de cellulære struktur og udviklingsmæssige proces af plante væv og organer7,8. Gennem optiske snarere end fysisk væv skæring, Konfokal mikroskopi tillader indsamling af en serie af z-stak billeder og den efterfølgende 3D rekonstruktion af prøven gennem billede analyse software.
Her beskriver vi en effektiv procedure for at undersøge både inde og overfladen strukturer af levende SAM'er fra forskellige plantearter ved hjælp af laser scanning Konfokal mikroskopi, som potentielt giver forskere til at udføre alle de eksperimentelle proces inden for så kort som 20 minutter. Forskellige fra andre offentliggjorte metoder til live Konfokal billeddannelse af Arabidopsis blomsterstand SAMs9,10,11,12,13,14, 15 og Arabidopsis blomster12,13, her vi vise, at denne protokol er yderst effektiv til at studere ikke blot blomsterstand ildens model arter, men også den vegetative skyde yderste ildens fra forskellige afgrøder som tomat og sojabønner. Denne metode er ikke afhængig af transgene fluorescerende markører, og potentielt kan anvendes til at studere skyde ildens fra mange forskellige arter og sorter. Derudover introducerer vi også den simple billedbehandling trin til visning og analyse af forskellige SAMs i en 3D-visning. Tilsammen, vil denne simple metode lette forskere bedre forståelse både struktur og udviklingsmæssige proces af ildens fra både modelorganismer og afgrøder.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. medier og imaging retter forberedelse
- MS plader: tilsæt 0,5 x Murashige & Skoog MS medium, 1% agar i deioniseret vand og derefter justere pH 5,8 ved hjælp af kaliumhydroxid-titrervæske (Valgfrit: tilføje 1% saccharose for den langsigtede plante vokser). Autoklave og hæld plader.
- Imaging retter: fylde plastik petriskåle (6 cm lang, 1,5 cm dybde) til 0,5-0,8 cm med 1,5% smeltet agarosegelelektroforese.
2. planternes vækst
-
Arabidopsis vækst
- Steriliseret frø på MS plader og plader under 4 ° C for to dage. Derefter, flytte MS plader til en kort dag (8 h lys / 16 h mørke), ved 22 ° C i to uger.
- Transplant planter ned i jorden og dyrke dem i en kort dag (8 h lys / 16 h mørke) ved 22 ° C i fire uger.
- Overføre planter til kontinuerlig lys, ved 22 ° C til at fremkalde overgang fra den vegetative til reproduktive fase og for imaging blomsterstand SAM'er.
- Tomat og sojabønner vækst
- Inkuber frøene dækket med våde filtrerpapir under 28 ° C, indtil de spire.
- Transplant planter ned i jorden og dyrke dem i en lang dag (16 h lys / 8 h mørke) på 25 ° C i en uge eller længere for imaging de vegetative SAM'er.
3. dissektion af skyde apex
- Dissektion af blomsterstand skyde apex
- Skære blomsterstand skyde apex sammen med 1-2 cm vigtigste stilk fra de boltede Arabidopsis planter med et barberblad. Hold den basale del af de vigtigste stilk og fjerne så mange ældre blomst organer som muligt fra de vigtigste stilk af dissekere ud stilke med smykker pincet.
Forsigtig: Undgå skære fingrene, når du bruger et barberblad. Bortskaf de brugte barberblade til en ordentlig skarpe container. - Hold skyde apex vedlagte stilk med smykker pincet eller fingre i feltet af stereomikroskopet, fortsætte med at fjerne resten af blomster, indtil næsten den hele SAM kan ses fra okularerne. Fjern stilke klart ved krydset af de vigtigste stilk.
- Skære blomsterstand skyde apex sammen med 1-2 cm vigtigste stilk fra de boltede Arabidopsis planter med et barberblad. Hold den basale del af de vigtigste stilk og fjerne så mange ældre blomst organer som muligt fra de vigtigste stilk af dissekere ud stilke med smykker pincet.
- Dissektion af vegetativt skyde apex
- For at se de vegetative SAM'er fra enten tomat eller sojabønner, dissekere ud kimbladene, blade og rødder fra planter.
- Hold hypocotyls af planter under stereomikroskopet og yderligere dissekere ud blad primordia dækker de vegetative SAMs ved hjælp af smykker pincet.
4. farvning
- For at direkte visualisere celler i SAMs, bruge frisklavede propidium Iodid (PI) løsning til at pletten cellevægge. Opløse PI pulver i sterile, deioniseret vand, gøre 1mL PI Farvningsopløsningen i koncentration på 1 mg/mL og gemme PI løsning i microcentrifuge røret dækket med aluminiumsfolie.
- Tilsæt 50 µL PI opløsning i et rent og Tom petriskål og dukkert hele dissekeret skyde apex i farvestof i 2 min. Skyl farves skyde apex to gange i sterile, deioniseret vand. Under farvning processen, fordybe hele Blomsterstanden SAM eller vegetativt SAM i PI-løsning til at opnå ensartede farvning.
5. billede samlingen
Bemærk: For denne metode, alle SAMs er afbildet ved hjælp af en opretstående Konfokal mikroskop og med en 20 x vand-dypning linse. Som beskrevet i andre protokoller9,12,13,15, er det også muligt at billedet SAMs ved hjælp af en omvendt mikroskop. Desuden kan live imaging opnås ved hjælp af forskellige mærker af Konfokal mikroskoper, med de samme prøve præparationstrin. I denne undersøgelse beskrives de billeddiagnostiske trin i detaljer som eksempel.
- Stikke et hul i midten af en billeddannelse parabol med pincet og holde farves skyde apex oprejst på mellemlang.
- Fylde de billeddiagnostiske parabol med sterile, deioniseret vand til helt fordybe prøven. Visning fra stereo-mikroskop, pipetteres op og ned for at fjerne luftbobler fanget omkring meristem. Derefter justere vinklen på stilken i agar for at sikre at SAM er fuldt synligt fra umiddelbart over.
- Sted imaging skålen på prøve scenen af en Konfokal mikroskop. Lavere vand-dypning linse og hæve mikroskop prøve scenen for at lade spidsen af linse dukkert i vandet.
- Åbn programmet Konfokal mikroskop og lokalisere SAM i brightfield i okularerne. Flytte SAM prøve lige under mål linse gennem justering XY-controller, så fokusere på SAM fra okularer gennem forsigtigt justering Z-controller.
- Fungerer funktionen erhvervelse i Konfokal mikroskop software (Se Tabel af materialer), start til Live mode at se eksemplet fra computerskærmen, og Angiv alle parametre for laser scanning eksperiment.
- Når du justerer parametrene, skal du bruge Rækkevidde indikator funktion til at definere, om signalet er mættet eller ikke.
- Du kan eventuelt anvende funktionen genbruge for at genindlæse alle parameterindstillingerne fra den valgte Konfokal fil.
Bemærk: Foreslog imaging parametre: Laser linje (excitation): 515 nm eller 561 nm; Emission 570-650 nm; pinhole: 1 luftige enhed (AU); Gevinst: 600-750, scanningstilstand: ramme; Ramme størrelse: enten 512 X 512 eller 1024 X 1024; scanning hastighed: fra 7 til Max; Scanning retning: bi-direction; Gennemsnit antal: 2-4; Gennemsnit metode: betyde; Bit-dybde: 16 Bit; Scanning Interval: 0,5-1 µM. Yderligere, optimere alle disse parametre, baseret på arten af forskellige vegetabilske prøver og de specifikke behov for kvalitetsbilleder.
6. billedbehandling
- Til at visualisere optisk ortogonale og tværgående afsnit visninger, skal du bruge den samme kommercielle software til billedbehandling erhvervelse. Åbn den oprindelige Konfokal fil, klik på ortho menu, Vælg ortho. Vælg derefter enten x-position, y position og z position af billedet, og opspare billeder som tiff-filer.
- Valgfrit vælge 3D afstand funktion til at definere den fysiske afstand mellem to punkter, der er blevet valgt fra stakken af Konfokal billederne.
- Alternativt kan du bruge Fiji/billede Jørgensen, Åbn ressourcepuljen billede behandling pakke til at visualisere visningerne ortogonale og tværgående sektion.
- Åbn den oprindelige Konfokal fil med Fiji, klik på billede menuen, Vælg stakke og derefter vælge ortogonale visninger.
- Vælg XY, YZ, og XZ fly i den midterste position og gemme som Tiff-format billeder.
- Visualisere en 3D gennemsigtig projektion, bruge den samme software.
- Åbn den oprindelige Konfokal fil, klik på 3D-menuenog vælg Transparent til at generere en 3D projektion visning.
- Du kan klikke på 3D-menuen, Vælg udseende, og vælg derefter gennemsigtighed til at justere tre parametre af projektionen herunder tærskel, rampe og maksimal gennemsigtighed af 3D billede.
- Klik på 3D-menuen, Vælg udseende, og vælg lys til at justere lysstyrken på 3D-billedet.
- Eksportere de projicerede billeder og gemme dem som Tiff-filer.
- Visualisere en 3D maksimal intensitet projektion, åbne Konfokal filer med det samme software og klikke på 3D-menuen.
- Vælg 3D-menuen og vælg maksimal.
- Alternativt bruge Fiji/billede Jørgensen til at visualisere en 3D maksimal intensitet projektion.
- Åbn den oprindelige Konfokal fil med Fiji, klik på billede menuen og vælge stakke.
- Vælg 3D-projekt og gemme som Tiff-format billeder.
- Visualisere dybden kodning visning af 3D-billeder, bruge den samme software.
- Klik på 3D-menuen og vælg udseende.
- Vælg speciel , og vælg Dybde kodning.
- Alternativt bruge Fiji/billede Jørgensen til at visualisere dybden kodning visning.
- Åbne Konfokal filer, klik på billede menuen, Vælg Hyperstack.
- Vælg frontal-farve kode og gemme som Tiff-format billeder.
Bemærk: Dybde kodning z-stakken også kan opnås gennem plugin Z kode stakken for Fiji.
- Til at visualisere 3D rotation visning som vist (film 1 og film 2), bruge den samme software (Se Tabel af materialer).
- Åbn Konfokal filerne, skal du klikke på 3D-menuen, og vælg serie.
- Vælg Render series, og vælg en af de fire muligheder, herunder vende x, vende rundt y, Start- og slutdato, og listen Billedplacering.
- Gem render serien som AVI-filer.
- Alternativt bruge Fiji/billede Jørgensen til at visualisere visningen 3D rotation.
- Åbn den oprindelige Konfokal fil med Fiji, klik på Image menu, og vælg stakke.
- Vælg 3D-projekt og gemme som AVI-format videoer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
At evaluere effektiviteten af vores protokol og udforske morfologi af ildens fra forskellige arter, har vi udført de Konfokal live imaging eksperimenter på blomsterstand meristem fra Arabidopsis og de vegetative ildens fra både tomat og sojabønner. I denne undersøgelse, Arabidopsis økotype Landsberg erecta, tomat sort Micro-Tom og sojabønner kultivar har Williams 82 været brugt som eksempler.
Set fra ortogonale del gennem midten af Arabidopsis SAM, er det klart, at PI var i stand til at plette de vandrette vægge fra næsten alle celler på de flere cellelag (figur 1A). Vist fra et tværsnit gennem corpus af blomsterstand SAM, celler fra XY-plan er også tydeligt afbildet (figur 1B). I visningen 3D projektion blomsterstand meristem danner en kuppel lignende struktur og er omgivet af de udvikle blomst primordia, hvor cellerne også farves og afbildet (Figur 1 C-D) (film 1).
Set fra ortogonale del gennem midten af tomat SAM, er det klart, at PI var i stand til at plette de vandrette vægge fra celler på de flere cellelag, selv om PI signal fra regionen dybt interiør er lidt lavere. Fra et tværsnit gennem de dybe lag af den vegetative SAM, celler fra XY-fly er også tydeligt afbildet, og grænsen dannet mellem vegetativ meristem og blad primordia er også afbildet (figur 2B). 3D project-visningen kan yderligere giver en omfattende visning af form og organisation af den vegetative meristem fra tomat (Figur 2 C-D) (Movie 2).
I visningen ortogonale gennem midten af sojabønner SAM kan vi se dome-lignende vegetativ meristem og dens afledte nye blad primordia (figur 3A). I visningen 3D projektion både sojabønner vegetativ meristem og tomat vegetativ meristem danne dome som struktur, form af sojabønner vegetativ meristem er imidlertid forskellig fra meristem tomat og organisation og mønstre af blad primordia omkring disse to SAMs er adskilte (Figur 3B-C).
Figur 1: Live imaging og analysere blomsterstand SAM i Arabidopsis. A og B. optisk ortogonale (Orth) og tværgående (Trans) afsnit udsigt over midten fly af den samme SAM, PI (propidium Iodid) pletten (lilla). C. en 3D projektion af den samme SAM, PI pletten (grå). D. dybde farvekodning af 3D projektion, med blå med angivelse af øverste overflade lag og rød repræsenterer de dybeste lag. Cellevægge var plettet med PI. Skalere barer: 20 µm (A, B); 50 µm (C, D). Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: Live imaging og analysere den vegetative SAM af tomat. A og B. optisk ortogonale (Orth) og tværgående (Trans) afsnit udsigt over midten fly af den samme SAM. C. en 3D projektion af den samme SAM. D. dybde farvekodning af 3D projektion, med blå med angivelse af øverste overflade lag og rød repræsenterer de dybeste lag. Cellevægge var plettet med PI. Skalere barer: 20 µm (A, B); 50 µm (C, D). Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: Live imaging og analysere den vegetative SAM soja. A. en optisk ortogonale (Orth) afsnit visning af det midterste plan af de vegetative SAM. B. en 3D projektion af den samme SAM. C. dybde farvekodning af 3D projektion, med blå med angivelse af øverste overflade lag og rød repræsenterer de dybeste lag. Cellevægge var plettet med PI. Skalere barer: 20 µm (A); 50 µm (B, C). Pil: leaf primordium. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Video 1: 3D rotation af Arabidopsis blomsterstand meristem i figur 1. Venligst klik her for at se denne video. (Højreklik for at hente.)
Video 2: 3D rotation af tomat vegetativ meristem i figur 2. Venligst klik her for at se denne video. (Højreklik for at hente.)
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Her, vi beskriver en simpel billedbehandling metode, der kan anvendes til studiet af skyde yderste ildens fra forskellige planter med mindre modifikation, åbne en ny avenue for at studere meristem regulering på både vegetative og reproduktive stadier i model planter og afgrøder. I modsætning til SEM og histologiske farvning metoder, kan denne protokol hjælpe afsløre både overflade Se og intern cellulære strukturer af SAMs, uden behov for arbejdskrævende prøve fiksering og/eller væv skæring trin. Denne protokol er også kompatibel med den etablerede billedmetoden til fluorescens baseret journalister i SAMs, potentielt giver en god cellulære løsning, som tillader os at få en 3D-visning af udtryk mønstre af centrale gener og proteiner i SAM16 ,17,18,19. Derudover vil de tilknyttede billedbehandling proceduren beskrevet her kunne højlig hjælpe forskerne med at analysere og sammenligne SAM'er fra forskellige arter i 3D, fremme både evolutionære-udviklingsmæssige biologi undersøgelser og landbrugsforskning.
Der er et par kritiske trin i denne simple protokol. Første, forberedelse af prøver og dissektion. En plante SAM er normalt skjult ved at udvikle primordia og unge organer på skyde spids, og det kan ikke være direkte afbildet under en Konfokal mikroskop. For at billed den vegetative SAM, er det nødvendigt at fjerne alle de blade og ældre blade primordia, der dækker på toppen af SAM ved hjælp af fine smykker pincet. For at billede blomsterstand SAM, er det nødvendigt omhyggeligt at fjerne alle de unge blomster for at udsætte SAM, også ved hjælp af fine smykker pincet.
Andet, levende celle farvning bruge løsningen i PI. I denne protokol bruger vi frisklavede PI løsning (1 mg/mL) til at plette cellevægge for at direkte visualisere live SAM'er, som er hurtig, effektiv og nem at udføre. Selv om PI løsning kan opbevares ved 4 ° C i flere uger, giver en frisk fremstillet opløsning normalt det bedste farvning resultat for skyde yderste ildens. Selv om PI hovedsagelig ikke passere membranen af levende celler og det pletter intakt celler med den klare cellulære kontur, kan det let trænge ind beskadiget/døde celler og stærkt pletten atomkerner og andre indre membran systemer i de beskadigede områder, potentielt påvirker kvaliteten af de Konfokal billeder. Det vil således være afgørende for at undgå eventuelle fysiske skader mens forberedelserne SAM prøver til farvning og live imaging. På den anden side PI på en høj koncentration viser en toksisk virkning at plante celler, og dermed, FM4-64 kan bruges som en erstatning for PI til at plette levende SAM celler9. Dog etiketter FM4-64 plasma membran, som kan potentielt tages i celle indvendige gennem endocytose, at gøre det udfordrende for at plette prøver med høj cellulære opløsning.
For det tredje imaging erhvervelse. 1). høj numeriske åbninger (NA), vand-dypning linsen er afgørende for den levende billedbehandling af SAMs. Vand har en højere indeks i brydning end luft og de høje NA af formålet objektivet hjælper med at indsamle signal fotoner spredt gennem dybe cellelag af SAMs. 2). indstillingerne for laser power (watt og watt pr overflade) kan være meget varierende mellem forskellige Konfokal mikroskoper. Højere laser power kan give mulighed for bedre signal samling men fører til flere solskader / photobleaching på prøverne. Der er tale om afvejninger mellem opløsning, blegning og imaging tid. I almindelighed, at vælge en større rammestørrelse fører til bedre XY opløsning men mere imaging tid, og at vælge en mindre scanning interval fører til en bedre Z opløsning, men også mere imaging tid. Længere imaging tid potentielt forårsager flere solskader / photobleaching
Med denne metode, kan nogle gange det ikke være let at observere cellulære detaljer i dybere væv lag, sandsynligvis på grund af begrænsningen af Konfokal påvisning og ineffektive PI farvning i indre væv. Baseret på vores erfaringer, kan øger koncentrationen af PI løsning og/eller farvning tid hjælpe får en bedre plet. Alternativt kan foretages ændringer til farvning proceduren. For eksempel fungerer ændrede pseudo-Schiff propidium Iodid (mPS-PI) metode godt for de faste væv20. Og det er stadig nødvendigt at finde alternative farvestoffer med bedre farvning for levende væv i fremtiden. Derudover er det også interessant at teste, om metoden beskrevet her kan anvendes generelt til studiet af SAMs fra alle andre blomsterplanter overvejer det faktum, at nogle plantearter har særlige cellular indholdet eller forskellige cellevæg kompositioner.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ikke noget at oplyse.
Acknowledgments
Forfatterne anerkender Purdue Bindley Bioscience Center Imaging facilitet for adgang til laser scanning Konfokal mikroskop og den tekniske støtte, og forfatterne sætter pris på hjælp fra Andy Schaber i Purdue Bindley Imaging facilitet. Denne aktivitet blev finansieret af Purdue University som en del af AgSEED korsvej finansiering til støtte for Indianas landbrug og udvikling af landdistrikter.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Agar Phyto | Dot Scientific Inc. | DSA20300-1000 | |
| Agarose | Dot Scientific Inc. | AGLE-500 | |
| Forceps | ROBOZ | RS-4955 | Dumont #5SF Super Fine Forceps Inox Tip Size .025 X .005mm, for dissecting shoot apices. |
| LSM 880 Upright Confocal Microscope | Zeiss | ||
| Murashige & Skoog MS medium | Dot Scientific Inc. | DSM10200-50 | |
| Plan APO 20x/1.1 water dipping lens | Zeiss | ||
| Plastic petri dishes 100 mm X 15 mm | CELLTREAT Scientific Products | 229694 | Use as making MS plates |
| Plastic petri dishes60 mm X 15 | CELLTREAT Scientific Products | 229665 | Use as imaging dishes |
| Propagation Mix | Sungro Horticulture | ||
| Propidium iodide | Acros Organics | 440300250 | 1 mg/mL solution in water, to stain the cell walls |
| Razor blade | PERSONNA | 62-0179 | For cutting shoot apex from plants |
| Stereomicroscope | Nikon | SMZ1000 | |
| Tissue | VWR | 82003-820 | |
| Zen black | Zeiss | Image acquisition software |
References
- Meyerowitz, E. M. Genetic control of cell division patterns in developing plants. Cell. 88 (3), 299-308 (1997).
- Xu, C., et al. A cascade of arabinosyltransferases controls shoot meristem size in tomato. Nature Genetics. 47 (7), 784-792 (2015).
- Bommert, P., Nagasawa, N. S., Jackson, D. Quantitative variation in maize kernel row number is controlled by the FASCIATED EAR2 locus. Nature Genetics. 45 (3), 334-337 (2013).
- Je, B. I., et al. Signaling from maize organ primordia via FASCIATED EAR3 regulates stem cell proliferation and yield traits. Nature Genetics. 48 (7), 785-791 (2016).
- Ping, J., et al. Dt2 is a gain-of-function MADS-domain factor gene that specifies semideterminacy in soybean. Plant Cell. 26 (7), 2831-2842 (2014).
- Vaughan, J. G., Jones, F. R.
- Sijacic, P., Liu, Z. Novel insights from live-imaging in shoot meristem development. Journal of Integrative Plant Biology. 52 (4), 393-399 (2010).
- Tax, F. E., Durbak, A. Meristems in the movies: live imaging as a tool for decoding intercellular signaling in shoot apical meristems. Plant Cell. 18 (6), 1331 (2006).
- Grandjean, O., et al. In vivo analysis of cell division, cell growth, and differentiation at the shoot apical meristem in Arabidopsis. Plant Cell. 16 (1), 74-87 (2004).
- Heisler, M. G., Ohno, C.
- Tobin, C. J., Meyerowitz, E. M. Real-time lineage analysis to study cell division orientation in the Arabidopsis shoot meristem. Methods in Molecular Biology. 1370, 147-167 (2016).
- Prunet, N. Live confocal Imaging of developing Arabidopsis flowers. Journal of Visualized Experiments. (122), e55156 (2017).
- Prunet, N., et al. Live confocal imaging of Arabidopsis flower buds. Developmental Biology. 419, 114-120 (2016).
- Reddy, G. V., Heisler, M. G., Ehrhardt, D. W., Meyerowitz, E. M. Real-time lineage analysis reveals oriented cell divisions associated with morphogenesis at the shoot apex of Arabidopsis thaliana. Development. 131, 4225-4237 (2004).
- Nimchuk, Z. L., Perdue, T. D. Live Imaging of Shoot Meristems on an Inverted Confocal Microscope Using an Objective Lens Inverter Attachment. Frontiers in Plant Science. 8, 773 (2017).
- Zhou, Y., et al. HAIRY MERISTEM with WUSCHEL confines CLAVATA3 expression to the outer apical meristem layers. Science. 361 (6401), 502-506 (2018).
- Zhou, Y., et al. Control of plant stem cell function by conserved interacting transcriptional regulators. Nature. 517 (7534), 377-380 (2015).
- Nimchuk, Z. L., Zhou, Y., Tarr, P. T., Peterson, B. A., Meyerowitz, E. M. Plant stem cell maintenance by transcriptional cross-regulation of related receptor kinases. Development. 142 (6), 1043 (2015).
- Li, W., et al. LEAFY Controls Auxin Response Pathways in Floral Primordium Formation. Science Signaling. 6 (270), ra23 (2013).
- Truernit, E., et al. High-resolution whole-mount imaging of three-dimensional tissue organization and gene expression enables the study of phloem development and structure in Arabidopsis. Plant Cell. 20 (6), 1494-1503 (2008).
