Summary
Detta protokoll presenterar hur live bild och analysera de skjuta apical meristems från olika växtarter med laserscanning konfokalmikroskopi.
Abstract
Den skjuta apical meristem (SAM) fungerar som en reservoar som bevarade stamceller och det genererar nästan alla aboveground vävnader under postembryonic utveckling. Aktivitet och morfologi av SAMs avgöra viktiga agronomiska egenskaper, såsom skjuta arkitektur, storlek och antal reproduktiva organ, och viktigast av allt, korn avkastning. Här, tillhandahåller vi ett detaljerat protokoll för att analysera både ytan morfologi och inre cellstruktur levande SAMs från olika arter genom laserscanning confocal mikroskopet. Hela proceduren från provberedningen till förvärvet av högupplösta tredimensionella (3D) bilder kan åstadkommas inom så kort som 20 minuter. Vi visar att detta protokoll är mycket effektiv för att studera inte bara Blomställningen SAMs modell arter men också de vegetativa meristems från olika grödor, ger ett enkelt men kraftfullt verktyg för att studera organisation och utveckling av meristems över olika växtarter.
Introduction
Anläggningen meristemen innehåller en pool av odifferentierade stamceller och kontinuerligt upprätthåller växt orgel tillväxt och utveckling1. Under postembryonic utveckling härrör nästan alla aboveground vävnader av en växt som från den skjuta apical meristemen (SAM). I grödor är aktivitet och storlek av SAM och dess härledda blommig meristems tätt associerade med många agronomiska egenskaper såsom skjuta arkitektur, fruktodling och utsäde avkastning. Till exempel i tomat orsakar en utvidgad SAM en ökning av Skjut och Blomställning förgrening, och därmed resultat generera extra blomma och frukt organ2. I majs leder en ökning av SAM storlek till ett högre utsäde antal och totala avkastningen3,4. I sojabönor, den meristem obestämdhet är också nära associerat med shoot arkitekturen ger och5.
De morfologi och anatomi av SAMs kan kännetecknas av flera olika metoder, inklusive histologiska snittning/färgning och scanning electron microscopy (SEM)6, som båda har mycket avancerade meristem forskningen genom att tillhandahålla antingen avsnittsvy eller tredimensionella (3D) yta över SAMs. Men båda metoderna är tidskrävande, som inbegriper flera experimentella steg från provberedningen till dataförvärvet, och dessa metoder är främst beroende av fasta prover. Senaste framstegen inom laserscanning konfokalmikroskopi teknik har övervunnit dessa begränsningar och ger oss ett kraftfullt verktyg för att undersöka cellstruktur och utvecklingsprocess växt vävnader och organ7,8. Genom optisk snarare än fysiska vävnad snittning, confocal microscopy tillåter insamling av en serie z-stack bilder och den efterföljande 3D rekonstruktionen av provet genom bild analys programvara.
Här beskriver vi ett effektivt förfarande för att undersöka både inuti och ytstrukturer levande SAMs från olika växtarter med laserscanning konfokalmikroskopi, som potentiellt tillåter forskare att utföra alla de experimentella process inom så kort som 20 minuter. Skiljer sig från andra publicerade metoder för levande confocal avbildning av Arabidopsis Blomställning SAMs9,10,11,12,13,14, 15 och Arabidopsis blommor12,13, här visar vi att detta protokoll är mycket effektiv för att studera inte bara de Blomställning meristems av modell arter men också den vegetativa skott apical meristems från olika grödor, såsom tomat och sojabönor. Denna metod förlitar sig inte på transgena fluorescerande markörer och potentiellt kan användas för att studera de skjuta meristems från många olika arter och sorter. Dessutom introducerar vi också enkel bildbehandling steg för att visa och analysera olika SAMs i en 3D-vy. Sammantaget kommer den här enkla metoden att underlätta forskare bättre förståelse både struktur och utvecklande process för meristems från både modellorganismer och grödor.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Media och imaging rätter förberedelse
- MS plattor: Tillsätt 0,5 x Murashige & Skoog MS medium, 1% agar i avjoniserat vatten och sedan justera pH-värdet till 5,8 med kaliumhydroxid (valfritt: Lägg till 1% sackaros för den långsiktiga växt växer). Autoklav och häll plattor.
- Imaging rätter: Fyll petriskålar av plast (6 cm bred, 1,5 cm djup) till 0,5-0,8 cm med 1,5% smält agaros.
2. växternas tillväxt
-
Arabidopsis tillväxt
- Så steriliserade frön på MS tallrikar och placera plattorna under 4 ° C i två dagar. Flytta sedan MS plattor till en kort dag (8 h ljus / 16 h mörk), vid 22 ° C i två veckor.
- Fröplantorna till mark och odla dem i en kort dag (8 h ljus / 16 h mörk) vid 22 ° C i fyra veckor.
- Överföra anläggningar till kontinuerlig ljus, vid 22 ° C att inducera övergången från de vegetativa till könsmoget Stadium och för imaging Blomställningen SAMs.
- Tomat och sojabönor tillväxt
- Inkubera frön täcks med våta filterpapper under 28 ° C tills de gror.
- Fröplantorna till mark och odla dem i en lång dag (16 h ljus / 8 h mörk) vid 25 ° C under en vecka eller längre för imaging de vegetativa SAMs.
3. dissekering av skjuta apexen
- Dissektion av Blomställning skjuta apexen
- Skär Blomställning skjuta apexen tillsammans med 1-2 cm huvudstam från bultad Arabidopsis växterna med ett rakblad. Håll den basala delen av huvudstam och ta bort så många äldre blomma organ som möjligt från huvudstam av dissekera ut stjälkar med smycken pincett.
FÖRSIKTIGHET: Undvik skära fingrarna när du använder ett rakblad. Kassera de använda rakblad till en lämplig avfallsbehållare. - Håll skjuta apexen bifogade stam med smycken pincett eller fingrarna i fältet av stereomikroskopet, fortsätta att ta bort resten av blommorna tills nästan hela SAM kan ses från okularen. Ta bort stjälkar tydligt vid korsningen av huvudstam.
- Skär Blomställning skjuta apexen tillsammans med 1-2 cm huvudstam från bultad Arabidopsis växterna med ett rakblad. Håll den basala delen av huvudstam och ta bort så många äldre blomma organ som möjligt från huvudstam av dissekera ut stjälkar med smycken pincett.
- Dissektion av den vegetativa skott apexen
- Om du vill visa de vegetativa SAMs från tomat eller sojabönor, dissekera sig hjärtbladen, blad och rötter från växterna.
- Håll hypocotyls av växterna under stereomikroskopet och ytterligare dissekera ut de leaf primordia som täcker de vegetativa SAMs med smycken pincett.
4. färgning
- För att direkt visualisera cellerna i SAMs, Använd nyberedda propidium jodid (PI) lösning för att färga cellväggar. Lös upp PI pulver i steril, avjoniserat vatten, göra 1mL PI färglösningen vid koncentration av 1 mg/mL och lagra PI lösningen i mikrocentrifug rör täckt med aluminiumfolie.
- Överför med pipett 50 µL PI lösning i en ren och Tom petriskål och doppa hela dissekeras skjuta apex i färgen för 2 min. Skölj färgade skjuta apexen två gånger i steril, avjoniserat vatten. Sänk ner hela Blomställningen SAM eller vegetativt SAM i PI lösningen att uppnå enhetliga färgningen under processen färgning.
5. bildsamling
Obs: för denna metod, alla SAMs är avbildad med en upprätt confocal mikroskopet och med en 20 x vatten-doppning linsen. Som beskrivs i andra protokoll9,12,13,15, är det också möjligt att bilden SAMs med ett inverterat Mikroskop. Dessutom kan live bildtagning uppnås med olika märken av confocal Mikroskop, med de samma provberedningssteg. I denna studie beskrivs imaging stegen i detalj som ett exempel.
- Stick ett hål i mitten av en tänkbar maträtt med pincett och sticka den färgade skjuta apexen upprätt på medellång.
- Fyll imaging skålen med sterilt avjoniserat vatten helt fördjupa provet. Visning från stereomikroskopet, pipett upp och ner för att avlägsna luftbubblor fastnar runt meristemen. Sedan justera vinkeln på stammen i ägarn kontrollera att SAM är fullt synlig från direkt ovanför.
- Placera imaging skålen på prov scenen av mikroskopet confocal. Lägre vatten-doppning lins och höja Mikroskop prov scenen för att låta spetsen av linsen dopp i vattnet.
- Öppna programvaran confocal mikroskopet och SAM i brightfield i okularen. Flytta SAM prov rätt nedanför objektivet genom att justera XY handkontrollen och sedan fokusera på SAM från okular genom försiktigt justera Z handkontrollen.
- Använda funktionen förvärv i confocal Mikroskop mjukvaran (se Tabell för material), start i Live-läge att Visa provet från datorskärmen och ställa in alla parametrar för laser scanning experiment.
- När du justerar parametrarna, funktionen Utbud indikator för att definiera huruvida signalen är mättad eller inte.
- Du kan också tillämpa funktionen återanvända för att ladda alla parameterinställningar från den valda confocal filen.
Obs: Föreslog imaging parametrar: Laser linje (excitation): 515 nm eller 561 nm. Utsläpp 570-650 nm. hål: 1 luftiga enhet (AU); Vinst: 600-750, skanningsläge: ram; RAM storlek: 512 X 512 eller 1024 X 1024; skanningshastighet: från 7 till Max; Scanning riktningen: bi-riktning; Genomsnitt antal: 2-4; Genomsnitt metod: menar; Bitdjup: 16 Bit; Scanning intervall: 0,5-1 µM. Ytterligare, optimera alla dessa parametrar baserat på olika växtprover och de specifika bildbehov.
6. bildbehandling
- För att visualisera optiska ortogonala och tvärgående avsnittet visningar, använda samma kommersiella programvara för bildbehandling förvärvet. Öppna den ursprungliga confocal filen, ortho-menyn, Välj ortho. Välj sedan antingen x-position, y-position och z placera bilden och spara bilder som en tiff-filer.
- Alternativt välja 3D-distansen funktion att definiera fysiska avståndet mellan två punkter som har valts från stacken confocal bilder.
- Alternativt använda Fiji/bild J, öppna resurs avbildningspaketet bearbetning att visualisera vyerna ortogonala och tvärgående avsnittet.
- Öppna den ursprungliga confocal filen med Fiji, klicka på bild-menyn, Välj stackar och välj sedan ortogonala visningar.
- Välj XY, YZoch XZ flygplan i mittläget och spara som Tiff-format bilder.
- För att visualisera en 3D genomskinliga projektion, använda samma programvara.
- Öppna den ursprungliga confocal filen och klicka på 3D-menyn, Välj genomskinlig att generera en 3D projektion vy.
- Alternativt klickar du på 3D-menyn, Välj utseendeoch välj sedan öppenhet att justera tre parametrar av projektionen inklusive tröskel, Ramp och maximal för tydlighet i 3D bild.
- Klicka på 3D-menynoch välj utseende, Välj ljus för att justera ljusstyrkan i 3D-bilden.
- Exportera de projicerade bilderna och spara dem som Tiff-filer.
- För att visualisera en 3D maximalstyrkan projektion, öppna confocal filer med samma programvara, och klicka på 3D-menyn.
- Välj 3D-menyn och välj maximal.
- Alternativt använda Fiji/bild J för att visualisera en 3D maximalstyrkan projektion.
- Öppna den ursprungliga confocal filen med Fiji, klicka på Bild-menyn och välj staplar.
- Välj 3D projekt och spara som Tiff-format bilder.
- För att visualisera djupet kodning vyn av 3D-bilder, använda samma programvara.
- Klicka på 3D-menyn och välj utseende.
- Välj Special och markera Djup kodning.
- Alternativt använda Fiji/bild J för att visualisera djupet kodning Visa.
- Öppna de confocal filerna, klicka på Bild-menyn, Välj Hyperstack.
- Välj temporala - färgkod och spara som Tiff-format bilder.
Obs: Djup kodning z-stacken också kan uppnås genom plugin Z kod Stack för Fiji.
- För att visualisera 3D rotation vyn som visas (film 1 och film 2), använda samma programvara (se Tabell för material).
- Öppna confocal filerna och klicka på 3D-menyn, Välj serie.
- Välj Render serieoch välj en av de fyra alternativen bland annat vända x vända y, Start- och slutdatumoch Position lista.
- Spara render serien som AVI-filer.
- Alternativt använda Fiji/bild J för att visualisera vyn 3D-rotation.
- Öppna den ursprungliga confocal filen med Fiji, klicka på Bild-menynoch välj staplar.
- Välj 3D projekt och spara som AVI-format videor.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
För att bedöma effektiviteten av våra protokoll och utforska av meristems morfologi från olika arter, har vi utfört de confocal levande imaging experiment på Blomställning meristemen från Arabidopsis och de vegetativa meristems från både tomat och sojabönor. I denna studie, Arabidopsis ekotyp Landsberg erecta, tomat av sorten Micro-Tom och sojaböna sort har Williams 82 använts som exempel.
Sett från avsnittet ortogonala genom mitten av den Arabidopsis SAM, är det tydligt att PI skulle kunna färga de horisontella väggarna från nästan alla celler på flera cell lager (figur 1A). Visas från ett tvärsnitt genom corpus av Blomställningen SAM, cellerna från XY-planet är också tydligt avbildad (figur 1B). I vyn 3D projektion Blomställning meristemen bildar en kupol liknande struktur och omges av de framkallande blomma primordia, där cellerna färgas också och avbildas (Figur 1 C-D), (film 1).
Sett från avsnittet ortogonala genom mitten av tomat SAM, är det tydligt att PI kunde färga de horisontella väggarna från celler på flera cell lager, även om PI signal från regionen djupt interiör är något lägre. Från ett tvärsnitt genom de djupa skikten av vegetativa SAM, cellerna från de XY-plan är också tydligt avbildade, och den gränsen som bildas mellan de vegetativa meristem och leaf primordia är också avbildad (figur 2B). 3D projektvyn kan vidare ge en helhetsbild av formen och organisation av vegetativa meristemen från tomat (Figur 2 C-D), (Movie 2).
I vyn ortogonala genom mitten av sojabönor SAM kan vi se dome-liknande vegetativt meristemen och dess härledda nya leaf primordia (figur 3A). I vyn 3D projektion både av sojabönor vegetativt meristem och tomat vegetativt meristemen form kupolen som struktur, form av sojabönor vegetativt meristemen är dock annorlunda från tomat meristemen, och den organisation och mönster de leaf primordia kring dessa två SAMs är distinkt (Figur 3B-C).
Figur 1: Levande imaging och analysera Blomställningen SAM av Arabidopsis. A och B. optiska ortogonala (Orth) och tvärgående (Trans) avsnitt utsikt över mellersta plan av samma SAM, PI (propidium jodid) fläcken (lila). C. en 3D projektion av samma SAM, PI fläcken (grå). D. djup färgkodning 3D projektionen, med blå som anger de översta ytskiktet och röda som representerar det djupaste lagret. Cellväggar var fläckad med PI. Skala barer: 20 µm (A, B); 50 µm (C, D). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: Live imaging och analysera den vegetativa SAM av tomat. A och B. avsnittet utsikt över mellersta plan av samma SAM optiska ortogonala (Orth) och tvärgående (Trans). C. en 3D projektion av samma SAM. D. djup färgkodning 3D projektionen, med blå som anger de översta ytskiktet och röda som representerar det djupaste lagret. Cellväggar var fläckad med PI. Skala barer: 20 µm (A, B); 50 µm (C, D). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: Live imaging och analysera den vegetativa SAM sojabönor. A. en optisk ortogonala (Orth) avsnitt utsikt över vegetativt SAM mellersta plan. B. en 3D projektion av samma SAM. C. djup färgkodning 3D projektionen, med blå som anger de översta ytskiktet och röda som representerar det djupaste lagret. Cellväggar var fläckad med PI. Skala barer: 20 µm (A). 50 µm (B, C). Pil: leaf primordium. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Video 1: 3D-rotation av Arabidopsis Blomställning meristemen i figur 1. Vänligen klicka här för att se denna video. (Högerklicka för att ladda ner.)
Video 2: 3D-rotation av tomat vegetativt meristemen i figur 2. Vänligen klicka här för att se denna video. (Högerklicka för att ladda ner.)
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Här, vi beskriver en enkel bildgivande metod som kan tillämpas på studiet av skjuta apical meristems från olika växter med mindre modifiering, öppnar en ny väg för att studera meristem förordningen vid både vegetativ och reproduktiva faser i modell växter och grödor. I motsats till den SEM och histologiska färgning metoder, kan detta protokoll hjälpa avslöja både ytan och inre cellulära strukturer av SAMs, utan behov av arbetsintensiva prov fixering och/eller vävnad snittning steg. Detta protokoll är också förenlig till etablerade imaging metoden för fluorescens baserat reportrar i de SAMs, potentiellt ge en bra cellulära lösning som tillåter oss att få en 3D-vy av uttrycksmönster av viktiga gener och proteiner i SAM16 ,17,18,19. Dessutom kommer den associera bildbehandling proceduren som beskrivs här kunna kraftigt hjälper forskare att analysera och jämföra SAMs från olika arter i 3D, främja både evolutions-utvecklingsbiologi studier och jordbruksforskning.
Det finns några kritiska steg i detta enkla protokoll. Första, provberedning och dissektion. En växt SAM döljs oftast genom att utveckla primordia och unga organ vid skjuta spets och det inte kan avbildas direkt under en confocal Mikroskop. För att bild vegetativt SAM, är det nödvändigt att ta bort alla blad och äldre blad primordia som täcker ovanpå SAM med fina smycken pincett. För att bild Blomställningen SAM, är det nödvändigt att ta försiktigt bort alla unga blommor för att exponera SAM, också med fina smycken pincett.
Andra, levande cell färgningen med hjälp av PI-lösning. I detta protokoll använder vi nylagade PI lösning (1 mg/mL) att färga cellväggarna för att direkt visualisera levande SAMs, som är snabb, effektiv och enkel att utföra. Även om PI lösningen kan förvaras vid 4 ° C i flera veckor, ger nyberedd oftast de bästa färgning resultat för de skjuta apical meristems. Även om PI främst inte korsar membranet i levande celler och det fläckar intakta celler med tydlig cellulära kontur, kan den lätt tränga in de skadade/döda cellerna och starkt fläckar atomkärnor och andra inre membransystem i de skadade områdena, kan påverka kvaliteten på de confocal bilderna. Det blir således viktigt för att undvika eventuella fysiska skador medan du förbereder SAM prover för färgningen och live imaging. Däremot, PI på en hög koncentration visar en toxisk effekt att plantera celler, och således FM4-64 kan användas som ett substitut för PI för att färga levande SAM celler9. Dock etiketter FM4-64 plasma membran, som kan potentiellt tas i cellen interiör genom endocytos, vilket gör det utmanande för att färga proverna cellulära med hög upplösning.
Tredje, imaging förvärv. 1). höga numeriska öppningar (NA), vatten-doppning linsen är avgörande för den levande avbildning av SAMs. Vatten har en högre brytningsindex än luft och höga NA av objektivet hjälper samla signal fotoner utspridda genom djupa celllagrar av SAMs. 2). inställningarna för lasereffekt (watt eller watt per yta) kan vara mycket varierande mellan olika confocal Mikroskop. Högre lasereffekt medge bättre signal collection men leder till mer åldrad hud / fotoblekning på proverna. I området i närheten finns det avvägningar mellan upplösning, blekning och imaging tid. I allmänhet, att välja en större bildrutestorlek leder till bättre XY upplösning men mer imaging tid, och att välja en mindre skanning intervall leder till en bättre Z-upplösning men också mer tänkbar tid. Längre imaging tid potentiellt orsakar mer åldrad hud / fotoblekning
Med denna metod, kan ibland det inte vara lätt att observera cellulära detaljer i djupare vävnaderna, sannolikt på grund av begränsningen av de confocal upptäckten och ineffektiva PI färgningen i inre vävnader. Baserat på våra erfarenheter, hjälper öka koncentrationen av PI lösningen och/eller färgning tiden dig få en bättre fläck. Alternativt, färgningsproceduren ändringar kan göras. Till exempel fungerar metoden modifierad pseudo-Schiff propidium jodid (mPS-PI) bra för de fasta vävnader20. Och det är fortfarande nödvändigt att hitta alternativa färgämnen med bättre färgning för levande vävnader i framtiden. Dessutom är det också intressant att testa om den metod som beskrivs här kan tillämpas generellt på studiet av SAMs från alla de andra blommande växterna, med tanke på det faktum att vissa växtarter har särskilda cellulära innehållet eller olika cellväggen kompositioner.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har något att avslöja.
Acknowledgments
Författarna erkänner Purdue Bindley Bioscience Center Imaging anläggning för att komma åt lasern skanning confocal Mikroskop och tekniskt stöd, och författarna uppskattar hjälpen från Andy Schaber i Purdue Bindley Imaging anläggningen. Denna aktivitet finansierades av Purdue University som en del av AgSEED vägskäl finansiering för att stödja Indianas jordbruk och landsbygdens utveckling.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Agar Phyto | Dot Scientific Inc. | DSA20300-1000 | |
| Agarose | Dot Scientific Inc. | AGLE-500 | |
| Forceps | ROBOZ | RS-4955 | Dumont #5SF Super Fine Forceps Inox Tip Size .025 X .005mm, for dissecting shoot apices. |
| LSM 880 Upright Confocal Microscope | Zeiss | ||
| Murashige & Skoog MS medium | Dot Scientific Inc. | DSM10200-50 | |
| Plan APO 20x/1.1 water dipping lens | Zeiss | ||
| Plastic petri dishes 100 mm X 15 mm | CELLTREAT Scientific Products | 229694 | Use as making MS plates |
| Plastic petri dishes60 mm X 15 | CELLTREAT Scientific Products | 229665 | Use as imaging dishes |
| Propagation Mix | Sungro Horticulture | ||
| Propidium iodide | Acros Organics | 440300250 | 1 mg/mL solution in water, to stain the cell walls |
| Razor blade | PERSONNA | 62-0179 | For cutting shoot apex from plants |
| Stereomicroscope | Nikon | SMZ1000 | |
| Tissue | VWR | 82003-820 | |
| Zen black | Zeiss | Image acquisition software |
References
- Meyerowitz, E. M. Genetic control of cell division patterns in developing plants. Cell. 88 (3), 299-308 (1997).
- Xu, C., et al. A cascade of arabinosyltransferases controls shoot meristem size in tomato. Nature Genetics. 47 (7), 784-792 (2015).
- Bommert, P., Nagasawa, N. S., Jackson, D. Quantitative variation in maize kernel row number is controlled by the FASCIATED EAR2 locus. Nature Genetics. 45 (3), 334-337 (2013).
- Je, B. I., et al. Signaling from maize organ primordia via FASCIATED EAR3 regulates stem cell proliferation and yield traits. Nature Genetics. 48 (7), 785-791 (2016).
- Ping, J., et al. Dt2 is a gain-of-function MADS-domain factor gene that specifies semideterminacy in soybean. Plant Cell. 26 (7), 2831-2842 (2014).
- Vaughan, J. G., Jones, F. R.
- Sijacic, P., Liu, Z. Novel insights from live-imaging in shoot meristem development. Journal of Integrative Plant Biology. 52 (4), 393-399 (2010).
- Tax, F. E., Durbak, A. Meristems in the movies: live imaging as a tool for decoding intercellular signaling in shoot apical meristems. Plant Cell. 18 (6), 1331 (2006).
- Grandjean, O., et al. In vivo analysis of cell division, cell growth, and differentiation at the shoot apical meristem in Arabidopsis. Plant Cell. 16 (1), 74-87 (2004).
- Heisler, M. G., Ohno, C.
- Tobin, C. J., Meyerowitz, E. M. Real-time lineage analysis to study cell division orientation in the Arabidopsis shoot meristem. Methods in Molecular Biology. 1370, 147-167 (2016).
- Prunet, N. Live confocal Imaging of developing Arabidopsis flowers. Journal of Visualized Experiments. (122), e55156 (2017).
- Prunet, N., et al. Live confocal imaging of Arabidopsis flower buds. Developmental Biology. 419, 114-120 (2016).
- Reddy, G. V., Heisler, M. G., Ehrhardt, D. W., Meyerowitz, E. M. Real-time lineage analysis reveals oriented cell divisions associated with morphogenesis at the shoot apex of Arabidopsis thaliana. Development. 131, 4225-4237 (2004).
- Nimchuk, Z. L., Perdue, T. D. Live Imaging of Shoot Meristems on an Inverted Confocal Microscope Using an Objective Lens Inverter Attachment. Frontiers in Plant Science. 8, 773 (2017).
- Zhou, Y., et al. HAIRY MERISTEM with WUSCHEL confines CLAVATA3 expression to the outer apical meristem layers. Science. 361 (6401), 502-506 (2018).
- Zhou, Y., et al. Control of plant stem cell function by conserved interacting transcriptional regulators. Nature. 517 (7534), 377-380 (2015).
- Nimchuk, Z. L., Zhou, Y., Tarr, P. T., Peterson, B. A., Meyerowitz, E. M. Plant stem cell maintenance by transcriptional cross-regulation of related receptor kinases. Development. 142 (6), 1043 (2015).
- Li, W., et al. LEAFY Controls Auxin Response Pathways in Floral Primordium Formation. Science Signaling. 6 (270), ra23 (2013).
- Truernit, E., et al. High-resolution whole-mount imaging of three-dimensional tissue organization and gene expression enables the study of phloem development and structure in Arabidopsis. Plant Cell. 20 (6), 1494-1503 (2008).
