Summary
Questo protocollo presenta come immagine live e analizzare i meristemi apicali di sparare da specie diverse di piante mediante microscopia confocale a scansione laser.
Abstract
Le funzioni del meristema apicale (SAM) di sparare come un serbatoio di cellule staminali conservate ed esso genera aboveground quasi tutti i tessuti durante lo sviluppo postembrionale. L'attività e la morfologia dei Mas determinare importanti caratteristiche agronomiche, quali sparare architettura, dimensioni e numero di organi riproduttivi e soprattutto, la produzione di granella. Qui, forniamo un protocollo dettagliato per analizzare sia la morfologia superficiale e la struttura cellulare interna del vivente SAMs da specie diverse attraverso il microscopio confocale a scansione laser. L'intera procedura dalla preparazione del campione per l'acquisizione di immagini tridimensionali ad alta risoluzione (3D) può essere eseguita entro 20 minuti più breve. Dimostriamo che questo protocollo è altamente efficiente per studiare non solo l'infiorescenza SAMs delle specie modello ma anche meristemi vegetativi da colture diverse, fornendo uno strumento semplice ma potente per studiare l'organizzazione e lo sviluppo di Meristemi attraverso diverse specie vegetali.
Introduction
Il meristema pianta contiene un pool di cellule staminali indifferenziate e continuamente sostiene la crescita delle piante dell'organo e sviluppo1. Durante lo sviluppo postembrionale, quasi tutti i tessuti fuori terra di un impianto sono derivati da sparare meristema apicale (SAM). Nelle colture, l'attività e la dimensione del database SAM e sua derivati meristemi floreali sono strettamente associati con molte caratteristiche agronomiche come sparare architettura, produzione di frutta e il rendimento della semente. Ad esempio, nel pomodoro, una SAM allargato causa un aumento le riprese e la ramificazione di infiorescenza e così risultati nel generare extra fiore e frutta organi2. Nel mais, un aumento nella dimensione di SAM conduce ad un più alto numero di inizializzazione e la resa totale3,4. Nella soia, l'indeterminatezza del meristema è anche strettamente associato con l'architettura di sparare e resa5.
La morfologia e l'anatomia dei Mas può essere caratterizzate da diversi metodi, tra cui sezionamento/colorazione istologica e scansione microscopia elettronica (SEM)6, entrambi i quali notevolmente hanno avanzato la ricerca di meristema fornendo la vista in sezione o una vista tridimensionale (3D) superficie SAMs. Tuttavia, entrambi i metodi sono molto tempo, che coinvolge diversi passaggi sperimentale dalla preparazione del campione per l'acquisizione di dati, e questi metodi dipendono principalmente da campioni fissati. Gli avanzamenti recenti nella tecnica di microscopia confocale a scansione laser hanno superato questi limiti e ci forniscono un potente strumento per indagare la struttura cellulare e il processo di sviluppo di pianta tessuti e organi7,8. Attraverso ottico piuttosto che fisico tessuto microscopia confocale, sezionamento consente la raccolta di una serie di immagini dello stack z e le successive ricostruzioni 3D del campione attraverso software di analisi di immagine.
Qui, descriviamo una procedura efficace per indagare sia all'interno e strutture superficiali del vivente SAMs da diverse piante mediante microscopia confocale, che potenzialmente permette ai ricercatori di compiere la sperimentale di scansione laser processo all'interno di più breve 20 minuti. Diverso da altri metodi pubblicati per live imaging confocale di Arabidopsis infiorescenza SAMs9,10,11,12,13,14, 15 e Arabidopsis fiori12,13, Qui dimostriamo che questo protocollo è altamente efficiente per studiare non solo i meristemi infiorescenza delle specie modello, ma anche la ripresa vegetativa Meristemi apicali da diverse colture, come il pomodoro e soia. Questo metodo non si basa su marcatori fluorescenti transgenici e potenzialmente può essere applicato per studiare i meristemi sparare da molte diverse specie e cultivar. Inoltre, presentiamo anche passaggi per visualizzare e analizzare diverse SAMs in una vista 3D di elaborazione delle immagini semplici. Presi insieme, questo semplice metodo faciliterà i ricercatori a comprendere meglio la struttura e il processo di sviluppo di meristemi da organismi modello e colture.
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Protocol
1. preparazione di piatti Media e imaging
- MS Piastre: aggiungere 0,5 x Murashige & Skoog MS medi, 1% agar in acqua deionizzata e poi regolare il pH a 5,8 utilizzando la soluzione di idrossido di potassio (facoltativo: aggiungere 1% di saccarosio per la coltivazione di piante a lungo termine). Piastre di autoclave e versare.
- Piatti di imaging: riempire di plastica di Petri (6 cm di larghezza, profondità 1,5 cm) a 0,5-0,8 cm con 1,5% di agarosio fuso.
2. pianta crescita
-
Crescita di Arabidopsis
- Seminare i semi sterilizzati sulle piastre di MS e posizionare le piastre inferiori a 4 ° C per due giorni. Quindi, spostare MS Piastre un giorno breve (8 h luce / 16h scuro), a 22 ° C per due settimane.
- Trapiantare le piantine al suolo e farli crescere in una giornata breve (8 h luce / 16h scuro) a 22 ° C per quattro settimane.
- Trasferire gli impianti a luce continua, a 22 ° C per indurre la transizione dalla vegetativa alla fase riproduttiva e per l'infiorescenza SAMs di imaging.
- Crescita del pomodoro e della soia
- Incubare i semi coperti con carta da filtro bagnata sotto 28 ° C, finche ' non germinano.
- Trapiantare le piantine al suolo e farli crescere in una lunga giornata (16 h luce / buio 8h) a 25 ° C per una settimana o più per il SAMs vegetativo di imaging.
3. dissezione dell'apice del germoglio
- Dissezione dell'apice sparare infiorescenza
- Tagliare l'apice di sparare infiorescenza insieme con il gambo principale 1-2 cm dalle piante di Arabidopsis imbullonate con una lama di rasoio. Tenere la parte basale del fusto principale e togliere come molti più vecchi organi di fiore come possibile dal gambo principale dissecando fuori i peduncoli con il forcipe di gioielli.
Attenzione: Evitare le dita di taglio quando si utilizza una lama di rasoio. Smaltire l'usate lame di rasoio per una corretta dei taglienti. - Tenere il gambo allegato dell'apex sparare con gioielli forcipe o le dita nel campo dello stereomicroscopio, continuare a rimuovere il resto dei fiori fino a quasi l'intera SAM può essere vista dagli oculari. Rimuovere i peduncoli chiaramente alla giunzione del gambo principale.
- Tagliare l'apice di sparare infiorescenza insieme con il gambo principale 1-2 cm dalle piante di Arabidopsis imbullonate con una lama di rasoio. Tenere la parte basale del fusto principale e togliere come molti più vecchi organi di fiore come possibile dal gambo principale dissecando fuori i peduncoli con il forcipe di gioielli.
- Dissezione dell'apice vegetativo sparare
- Per visualizzare il SAMs vegetativo da pomodoro o soia, sezionare i cotiledoni, foglie e radici delle piante.
- Tenere gli ipocotili delle piante sotto lo stereomicroscopio e sezionare ulteriormente i primordi fogliari che copre il SAMs vegetativo utilizzando pinze gioielli.
4. colorazione
- Per visualizzare direttamente le cellule in SAMs, usare preparate propidio ioduro (PI) soluzione per macchiare le pareti cellulari. Sciogliere la polvere di PI in acqua deionizzata sterile, fare soluzione colorante 1mL PI alla concentrazione di 1 mg/mL e conservare la soluzione PI in tubo del microcentrifuge coperto con carta stagnola.
- Pipettare 50 µ l di soluzione di PI in un ambiente pulito e Petri vuota e tuffo tutta dissecato sparare apice in tintura per 2 min risciacquo all'apice macchiato sparare due volte in acqua deionizzata sterile. Durante il processo di colorazione, immergere l'infiorescenza intero SAM o SAM vegetativa nella soluzione PI per ottenere la colorazione uniforme.
5. immagine collezione
Nota: per questo metodo, tutti i Sam sono Imaging utilizzando un microscopio confocale in posizione verticale e con un 20x lente di immersione in acqua. Come descritto in altri protocolli9,12,13,15, è anche possibile immagine SAMs utilizzando un microscopio invertito. Inoltre, l'imaging diretta può avvenire utilizzando diverse marche di microscopi confocali, con la stessa procedura di preparazione del campione. In questo studio, la procedura di imaging è descritti in dettaglio come un esempio.
- Perforare un foro al centro di un piatto di imaging utilizzando forcipe e bastone l'apice di sparare macchiato in posizione verticale nel mezzo.
- Riempire il piatto imaging con acqua deionizzata sterile per immergere completamente il campione. Osservazione dal microscopio stereo, pipetta su e giù per rimuovere le bolle d'aria intrappolate intorno il meristema. Quindi, regolare l'angolo del tronco in agar per assicurarsi che il SAM è completamente visibile dalla direttamente sopra.
- Mettere il piatto imaging sul palco campione del microscopio confocale. Acqua-immersione lente di abbassare e alzare il tavolino del microscopio campione per lasciare che la punta della lente tuffo in acqua.
- Aprire il software di microscopio confocale e localizzare il SAM il campo chiaro in oculari. Spostare il SAM campione a destra sotto la lente dell'obiettivo attraverso la regolazione del controller XY, quindi concentrarsi su SAM da oculari attraverso la regolazione con cautela il controller Z.
- Azionare la funzione di acquisizione del software microscopio confocale (Vedi Tabella materiali), avviare la modalità Live per visualizzare l'esempio dallo schermo del computer e impostare tutti i parametri per l'esperimento di scansione laser.
- Quando si regolano i parametri, è possibile utilizzare Gamma indicatore funzione per definire se il segnale è saturo o non.
- Facoltativamente, applicare la funzione di riutilizzare per ricaricare tutte le impostazioni di parametro dal file selezionato confocale.
Nota: Ha suggerito i parametri di imaging: Laser line (eccitazione): 515 nm o 561 nm; Emissione: 570-650 nm; Pinhole: 1 unità arioso (AU); Guadagno: 600-750, modalità di scansione: telaio; Misura telaio: 512 X 512 o 1024 X 1024; velocità di scansione: da 7 a Max; Direzione di scansione: bi-direzione; Media numero: 2-4; Con una media di metodo: dire; Profondità di bit: 16 Bit; Intervallo di scansione: 0,5-1 µM. Ottimizzare ulteriormente, tutti questi parametri in base alla natura dei campioni differenti della pianta e le specifiche esigenze di imaging.
6. image processing
- Per la visualizzazione di viste di sezione trasversale e ortogonali ottico, è necessario utilizzare lo stesso software commerciale per l'acquisizione di immagine. Aprire il file originale confocale, fai clic su menu ortho, selezionare ortho. Quindi selezionare una delle due posizioni x, z e y posizione posizione dell'immagine e salvare le immagini come file tiff.
- Facoltativamente selezionare funzione distanza 3D per definire la distanza fisica tra due punti che sono stati selezionati dallo stack delle immagini confocale.
- In alternativa, utilizzare Fiji/Image J, il pacchetto di elaborazione di immagine risorse open per visualizzare le viste di sezione trasversale e ortogonali.
- Aprire il file originale confocale con Fiji, fare clic sul menu immagine, selezionare stack e quindi selezionare viste ortogonali.
- Selezionare XY, YZe XZ piani in posizione centrale e salvare come immagini in formato Tiff.
- Per visualizzare una proiezione 3D trasparente, utilizzare lo stesso software.
- Aprire il file originale confocale, fai clic su menu 3De selezionate trasparente per generare una vista di proiezione 3D.
- Facoltativamente fare clic su menu 3D, selezionare aspettoe quindi selezionare trasparenza per regolare tre parametri della proiezione tra cui soglia, rampa e massimo per la trasparenza del 3D immagine.
- Fai clic su menu 3D, selezionare aspetto, quindi luce per regolare la luminosità dell'immagine in 3D.
- Esportare le immagini proiettate e salvarli come file Tiff.
- Per visualizzare una proiezione 3D intensità massima, aprire i file confocale con lo stesso software e fare clic sul menu 3D.
- Selezionare menu 3D e massima.
- In alternativa, è possibile utilizzare J Fiji/immagine per visualizzare una proiezione 3D intensità massima.
- Aprire il file originale confocale con Fiji, fare clic sul menu immagine e selezionate pile.
- Selezionare progetto 3D e salvare come immagini in formato Tiff.
- Per visualizzare la profondità di visualizzazione delle immagini 3D di codifica, è possibile utilizzare lo stesso software.
- Fare clic su menu 3D e selezionare aspetto.
- Selezionare speciali e Profondità di codifica.
- In alternativa, è possibile utilizzare J Fiji/immagine per visualizzare la profondità di codifica vista.
- Aprire i file confocale, fare clic sul menu immagine, selezionare Hyperstack.
- Selezionare codice temporale-colore e salvare come immagini in formato Tiff.
Nota: La profondità z-stack codifica possono essere acquisiti anche attraverso il plugin Z codice Stack per Fiji.
- Per la visualizzazione 3D vista di rotazione come indicato (film 1 e 2 di film), utilizzare lo stesso software (Vedi la Tabella materiali).
- Aprire i file confocale, fai clic su menu 3De selezionare serie.
- Selezionare il rendering di seriee selezionare una delle quattro opzioni tra cui girare intorno a x, girare intorno a y, inizio e fineed elenco posizione.
- Salvare la serie di rendering dei file AVI.
- In alternativa, è possibile utilizzare J Fiji/immagine per visualizzare la vista di rotazione 3D.
- Aprire il file originale confocale con Fiji, fare clic sul menu immaginee selezionate pile.
- Selezionare progetto 3D e salvare come video in formato AVI.
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Representative Results
Per valutare l'efficienza del nostro protocollo e per esplorare la morfologia dei meristemi da specie diverse, abbiamo effettuato esperimenti dal vivo imaging confocale sul meristema infiorescenza da Arabidopsis e meristemi vegetativi da pomodoro e soia. In questo studio, Arabidopsis ecotipo Landsberg erecta, cultivar di pomodoro Micro-Tom e cultivar di soia 82 Williams sono stati usati come esempi.
Visto dalla sezione ortogonale nel mezzo di Arabidopsis SAM, è chiaro che il PI è stato in grado di macchiare le pareti orizzontali da quasi tutte le cellule presso i vari strati di cellule (Figura 1A). Illustrato da una sezione trasversa attraverso il corpus dell'infiorescenza SAM, le cellule dal piano XY sono anche chiaramente imaged (Figura 1B). Nella vista 3D proiezione, il meristema infiorescenza forma una cupola come la struttura ed è circondato dai primordi fiore in via di sviluppo, dove le cellule sono anche macchiate ed imaged (Figura 1 C-D), (1 film).
Visto dalla sezione ortogonale nel mezzo del pomodoro SAM, è chiaro che PI è stato in grado di macchiare le pareti orizzontali da celle a più strati di cellule, anche se il PI del segnale da regione interiore profonda è leggermente inferiore. Da una sezione trasversa attraverso gli strati profondi del SAM vegetativo, le cellule dai piani XY sono anche chiaramente ripreso, e il limite di formato tra il meristema vegetativo e primordi fogliari è anche imaged (Figura 2B). La vista 3D del progetto ulteriormente in grado di fornire una visione completa della forma e organizzazione del meristema vegetativo da pomodoro (Figura 2 C-D), (2 film).
Nella visualizzazione ortogonale nel mezzo della soia SAM, possiamo vedere il meristema vegetativo cupola-come e sua derivate primordi fogliari nuovi (Figura 3A). Nella vista 3D proiezione, sia il meristema vegetativo di soia e il meristema vegetativo pomodoro forma la cupola come struttura, tuttavia, la forma del meristema vegetativo soia è diversa da quella del meristema pomodoro e l'organizzazione e modelli di i primordi fogliari che circonda questi due SAMs sono distinti (Figura 3B-C).
Figura 1: Live imaging e analizzando l'infiorescenza SAM di Arabidopsis. A e B. ottica ortogonale (Orth) e viste in sezione trasversale (Trans) del piano intermedio dello stessa SAM, PI (ioduro di propidio) macchia (viola). C. una proiezione 3D dello stesso SAM, PI mordente (grigio). D. profondità codifica a colori della proiezione 3D, con il blu che indica il superiore strato superficiale e il rosso che rappresenta lo strato più profondo. Pareti cellulari sono state macchiate con PI. Scala bar: 20 µm (A, B); 50 µm (C, D). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Live imaging e analizzando il SAM vegetativo del pomodoro. A e B. ottica ortogonale (Orth) e trasversale (Trans) sezione vista piano intermedio del SAM stessa. C. una proiezione 3D del SAM stessa. D. profondità codifica a colori della proiezione 3D, con il blu che indica il superiore strato superficiale e il rosso che rappresenta lo strato più profondo. Pareti cellulari sono state macchiate con PI. Scala bar: 20 µm (A, B); 50 µm (C, D). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Live imaging e analizzando il SAM vegetativo della soia. A. una vista in sezione (Orth) ottica ortogonale del piano centrale del SAM vegetativa. B. una proiezione 3D del SAM stessa. C. profondità codifica a colori della proiezione 3D, con il blu che indica il superiore strato superficiale e il rosso che rappresenta lo strato più profondo. Pareti cellulari sono state macchiate con PI. Scala bar: 20 µm (A); 50 µm (B, C). Freccia: foglia primordio. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Video 1: rotazione 3D del meristema infiorescenza Arabidopsis nella Figura 1. Per favore clicca qui per vedere questo video. (Tasto destro per scaricare.)
Video 2: rotazione 3D del meristema vegetativo pomodoro nella Figura 2. Per favore clicca qui per vedere questo video. (Tasto destro per scaricare.)
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Discussion
Qui, descriviamo un semplice metodo di imaging che possa essere applicato allo studio dei meristemi apicali di sparare da diverse piante con piccole modifiche, aprendo una nuova strada per studiare la regolazione del meristema in fasi sia vegetativi e riproduttivi in piante modello e colture. In contrasto con il SEM e metodi di colorazione istologici, questo protocollo può aiutare a rivelare sia vista di superficie e interne strutture cellulari di SAMs, senza la necessità di alta intensità di lavoro esempio fissazione e/o tessuto passaggi di sezionamento. Questo protocollo è anche compatibile con il metodo di imaging stabilito per i giornalisti di fluorescenza basato nel SAMs, potenzialmente fornendo una buona risoluzione cellulare che permette di ottenere una vista 3D del pattern di espressione dei geni chiave e delle proteine nel database SAM16 ,17,18,19. Inoltre, l'immagine associata l'elaborazione di procedure descritte qui sarà in grado di notevolmente aiutare i ricercatori a analizzare e confrontare il SAMs da specie diverse in 3D, avanzando ricerca agricola e gli studi di biologia evolutiva dello sviluppo.
Ci sono pochi passaggi critici in questo semplice protocollo. Primo, la preparazione del campione e la dissezione. Una pianta SAM è solitamente nascosto sviluppando primordia e giovani organi sulla punta di sparare, e non può essere imaged direttamente sotto un microscopio confocale. Per realizzare l'immagine il vegetativo SAM, è necessario rimuovere tutte le foglie e i più anziani primordi fogliari che coprono in cima il SAM utilizzando pinze di alta gioielleria. Per realizzare l'immagine l'infiorescenza SAM, è necessario rimuovere con attenzione tutti i fiori giovani per esporre il SAM, anche usando il forcipe di alta gioielleria.
Secondo, la tensione delle cellule che macchia usando la soluzione PI. In questo protocollo, utilizziamo la soluzione preparata di PI (1 mg/mL) per macchiare le pareti cellulari per visualizzare direttamente dal vivo SAMs, che è veloce, efficiente e facile da eseguire. Anche se la soluzione di PI può essere conservata a 4 ° C per diverse settimane, una soluzione preparata di solito dà il migliore risultato per i meristemi apicali di sparare la macchiatura. Sebbene PI principalmente non attraversa la membrana delle cellule viventi e si macchia di cellule intatte con il contorno chiaro cellulare, può facilmente penetrare le cellule danneggiate/morti e fortemente macchia i nuclei e altri sistemi di membrana interna in quelle aree danneggiate, potrebbero compromettere la qualità delle immagini confocale. Pertanto, è indispensabile per evitare qualsiasi danno fisico mentre si prepara il SAM campioni per la colorazione e immagini dal vivo. D'altra parte, PI alta concentrazione Mostra un effetto tossico per le cellule della pianta, e così, FM4-64 utilizzabile come un sostituto per PI a macchiare il vivente SAM cellule9. Tuttavia, FM4-64 etichette membrana plasmatica, che potrebbe potenzialmente essere presi nella cella interiore attraverso endocitosi, rendendo difficile a macchiare i campioni con alta risoluzione cellulare.
In terzo luogo, acquisizione di imaging. 1). alte aperture numeriche (NA), la lente di immersione in acqua è fondamentale per l'imaging dal vivo di SAMs. L'acqua ha un più alto indice di rifrazione dell'aria e l'alta NA della lente dell'obiettivo aiuta a raccogliere fotoni segnale sparsi attraverso strati profondi delle cellule di SAMs. 2). le impostazioni della potenza del laser (watt o watt per superficie) possono essere altamente variabile tra differenti microscopi confocali. Aumento della potenza laser può consentire migliore segnale collection ma conduce a più photodamage / photobleaching sui campioni. Ci sono trade-off tra risoluzione, candeggio e tempo di imaging. In generale, selezionando una dimensione fotogramma maggiore conduce a risoluzione migliore di XY, ma più tempo di imaging e selezionando un intervallo più piccolo scansione conduce ad una migliore risoluzione di Z ma anche più tempo di imaging. Tempo più imaging causa potenzialmente più photodamage / photobleaching
Con questo metodo, a volte non è facile osservare dettagli cellulare negli strati più profondi del tessuto, probabilmente a causa della limitazione il rilevamento confocale e la macchiatura di PI inefficiente in tessuti interni. Base alle nostre esperienze, aumentando la concentrazione della soluzione di PI e/o il tempo di colorazione può aiutare a ottenere un migliore macchia. In alternativa, la procedura di colorazione può subire modifiche. Ad esempio, il metodo di pseudo-Schiff modificate propidio ioduro (mPS-PI) funziona bene per i tessuti fissi20. Ed è ancora necessario trovare coloranti alternativi con colorazione migliore per i tessuti viventi in futuro. Inoltre, è anche interessante verificare se il metodo descritto qui può essere generalmente applicato allo studio di SAMs da tutte le altre piante di fioritura, in considerazione del fatto che alcune specie di piante hanno contenuti cellulari speciali o parete cellulare diverso composizioni.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla a rivelare.
Acknowledgments
Gli autori riconoscono Purdue Bindley Bioscience centro Imaging Facility per accedere al microscopio confocale a scansione laser e per il supporto tecnico, e gli autori apprezzano l'aiuto da Andy Schaber nella Purdue Bindley Imaging struttura. Questa attività è stata finanziata dalla Purdue University come parte di crocevia di AgSEED fondi per sostenere l'agricoltura e lo sviluppo rurale dell'Indiana.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Agar Phyto | Dot Scientific Inc. | DSA20300-1000 | |
| Agarose | Dot Scientific Inc. | AGLE-500 | |
| Forceps | ROBOZ | RS-4955 | Dumont #5SF Super Fine Forceps Inox Tip Size .025 X .005mm, for dissecting shoot apices. |
| LSM 880 Upright Confocal Microscope | Zeiss | ||
| Murashige & Skoog MS medium | Dot Scientific Inc. | DSM10200-50 | |
| Plan APO 20x/1.1 water dipping lens | Zeiss | ||
| Plastic petri dishes 100 mm X 15 mm | CELLTREAT Scientific Products | 229694 | Use as making MS plates |
| Plastic petri dishes60 mm X 15 | CELLTREAT Scientific Products | 229665 | Use as imaging dishes |
| Propagation Mix | Sungro Horticulture | ||
| Propidium iodide | Acros Organics | 440300250 | 1 mg/mL solution in water, to stain the cell walls |
| Razor blade | PERSONNA | 62-0179 | For cutting shoot apex from plants |
| Stereomicroscope | Nikon | SMZ1000 | |
| Tissue | VWR | 82003-820 | |
| Zen black | Zeiss | Image acquisition software |
References
- Meyerowitz, E. M. Genetic control of cell division patterns in developing plants. Cell. 88 (3), 299-308 (1997).
- Xu, C., et al. A cascade of arabinosyltransferases controls shoot meristem size in tomato. Nature Genetics. 47 (7), 784-792 (2015).
- Bommert, P., Nagasawa, N. S., Jackson, D. Quantitative variation in maize kernel row number is controlled by the FASCIATED EAR2 locus. Nature Genetics. 45 (3), 334-337 (2013).
- Je, B. I., et al. Signaling from maize organ primordia via FASCIATED EAR3 regulates stem cell proliferation and yield traits. Nature Genetics. 48 (7), 785-791 (2016).
- Ping, J., et al. Dt2 is a gain-of-function MADS-domain factor gene that specifies semideterminacy in soybean. Plant Cell. 26 (7), 2831-2842 (2014).
- Vaughan, J. G., Jones, F. R.
- Sijacic, P., Liu, Z. Novel insights from live-imaging in shoot meristem development. Journal of Integrative Plant Biology. 52 (4), 393-399 (2010).
- Tax, F. E., Durbak, A. Meristems in the movies: live imaging as a tool for decoding intercellular signaling in shoot apical meristems. Plant Cell. 18 (6), 1331 (2006).
- Grandjean, O., et al. In vivo analysis of cell division, cell growth, and differentiation at the shoot apical meristem in Arabidopsis. Plant Cell. 16 (1), 74-87 (2004).
- Heisler, M. G., Ohno, C.
- Tobin, C. J., Meyerowitz, E. M. Real-time lineage analysis to study cell division orientation in the Arabidopsis shoot meristem. Methods in Molecular Biology. 1370, 147-167 (2016).
- Prunet, N. Live confocal Imaging of developing Arabidopsis flowers. Journal of Visualized Experiments. (122), e55156 (2017).
- Prunet, N., et al. Live confocal imaging of Arabidopsis flower buds. Developmental Biology. 419, 114-120 (2016).
- Reddy, G. V., Heisler, M. G., Ehrhardt, D. W., Meyerowitz, E. M. Real-time lineage analysis reveals oriented cell divisions associated with morphogenesis at the shoot apex of Arabidopsis thaliana. Development. 131, 4225-4237 (2004).
- Nimchuk, Z. L., Perdue, T. D. Live Imaging of Shoot Meristems on an Inverted Confocal Microscope Using an Objective Lens Inverter Attachment. Frontiers in Plant Science. 8, 773 (2017).
- Zhou, Y., et al. HAIRY MERISTEM with WUSCHEL confines CLAVATA3 expression to the outer apical meristem layers. Science. 361 (6401), 502-506 (2018).
- Zhou, Y., et al. Control of plant stem cell function by conserved interacting transcriptional regulators. Nature. 517 (7534), 377-380 (2015).
- Nimchuk, Z. L., Zhou, Y., Tarr, P. T., Peterson, B. A., Meyerowitz, E. M. Plant stem cell maintenance by transcriptional cross-regulation of related receptor kinases. Development. 142 (6), 1043 (2015).
- Li, W., et al. LEAFY Controls Auxin Response Pathways in Floral Primordium Formation. Science Signaling. 6 (270), ra23 (2013).
- Truernit, E., et al. High-resolution whole-mount imaging of three-dimensional tissue organization and gene expression enables the study of phloem development and structure in Arabidopsis. Plant Cell. 20 (6), 1494-1503 (2008).
