Summary
Aqui, apresentamos um protocolo que simplifica a medição de luz electroretinogram evocado respostas de zebrafish larval. Um eletrodo de esponja-ponta cónica romance pode ajudar a tornar o estudo de desenvolvimento visual no zebrafish larval usando o electroretinogram ERG mais fácil de conseguir com resultados confiáveis e menor custo.
Abstract
O peixe-zebra (Danio rerio) é comumente usado como um modelo de vertebrados em estudos do desenvolvimento e é particularmente adequado para a neurociência visual. Para a medição funcional de desempenho visual, estudos de electroretinografia (ERG) é um método não-invasivo ideal, que tem sido bem estabelecido em espécies de vertebrados superiores. Esta abordagem é cada vez mais sendo usada para examinar a função visual no zebrafish, incluindo durante os estágios iniciais de desenvolvimento larvas. No entanto, o eletrodo de gravação mais comumente usados para larval zebrafish ERG até à data é o eléctrodo de micropipeta de vidro, que exige equipamentos especializados para sua fabricação, apresentando um desafio para os laboratórios com recursos limitados. Aqui, apresentamos um protocolo ERG zebrafish larval usando um eletrodo esponja-ponta cônica. O eléctrodo de romance é mais fácil fabricação e punho, mais econômico e menos susceptível de danificar o olho larval que a micropipeta de vidro. Como métodos ERG anteriormente publicados, o atual protocolo pode avaliar função da retina exterior através do fotoreceptor e respostas de célula bipolar, o a - e b-onda, respectivamente. O protocolo claramente pode ilustrar o refinamento da função visual ao longo do desenvolvimento precoce de larvas de peixe-zebra, apoiando o utilitário, sensibilidade e confiabilidade do eléctrodo romance. O eletrodo simplificado é particularmente útil quando estabelecer um novo sistema ERG ou modificação de aparelho ERG pequeno-animal existente para medição de zebrafish, auxiliando os pesquisadores em Neurociências visuais para usar o zebrafish do organismo modelo.
Introduction
O peixe-zebra (Danio rerio) tornou-se um modelo de vertebrados genético amplamente utilizado, incluindo estudos de Neurociências visuais. A crescente popularidade desta espécie pode ser atribuída ao vantagens, incluindo a facilidade de manipulação genética, o sistema de visual vertebrado altamente conservado (neurônio e tipos de morfologia anatômica e organização genética subjacente), alta fecundidade e menor custo de produção animal em comparação com modelos mamíferos1. O electroretinogram não-invasiva (ERG) tem sido muito utilizado clinicamente para avaliar a função visual humana e na configuração de laboratório para quantificar a visão em uma variedade de espécies de grandes e pequenas, incluindo roedores e larval zebrafish2,3 , 4 , 5. os componentes ERG mais comumente analisados são a uma onda e onda b, provenientes do sensor de luz fotorreceptores e interneurônios bipolares, respectivamente. No zebrafish larval, camadas distintas na retina são estabelecidas pela fertilização pós de 3 dias (dpf) e a morfologia do cone fotorreceptoras terminal sinapses maduro antes 4 dpf6,7. Função da retina exterior de zebrafish larval é assim estabelecida antes dpf 4, significando que o ERG é mensurável nesta idade precoce em diante. Por causa do curto ciclo experimental e as propriedades de alto rendimento do modelo, o ERG foi aplicado ao larval zebrafish para avaliação funcional dos modelos da doença, analisando o desenvolvimento de visão e da retina de cor, estudando visual dos ritmos circadianos e teste de drogas8,9,10,11,12.
No entanto, as abordagens atuais para zebrafish larval ERG tem algumas complexidades que podem dificultar a adoptar. Publicado zebrafish larval ERG protocolos geralmente usam uma micropipeta de vidro cheia com líquido condutor, como a gravação de eletrodo3,4,5,13, que exige uma micropipeta de alta qualidade Dica3. Equipamentos especializados, tais como um puxador de micropipeta e em alguns casos, um microforge, são necessários para o seu fabrico. Isto pode ser um desafio para os laboratórios com recursos limitados e leva a custos extras, mesmo quando adapta disponíveis pequenos animais ERG sistemas para medição de função visual zebrafish larval. Mesmo quando alisado, a ponta afiada micropipeta pode danificar a superfície do olho larval. Além disso, micropipeta comercial os suportes para eletrofisiologia são construídos com um fio de prata fixo. Estas fixa os fios se tornam passivadas após uso repetitivo, exigindo a compra de novos titulares, levando a manutenção do aumento dos custos.
Aqui nós descrevemos um método de ERG usando um eletrodo gravação de esponja-ponta em forma de cone, que é particularmente útil para configurações ERG pequeno-animal estabelecidas para medições de ERG zebrafish larval a adaptação. O eletrodo é feito facilmente usando a esponja comum de acetato de polivinila (PVA) e fio de prata fino sem outros equipamentos especializados. Nossos dados mostram que este romance eletrodo é sensível e confiável o suficiente para demonstrar o desenvolvimento funcional de circuitos neurais da retina no zebrafish larval entre 4 e 7 dpf. O eletrodo de ponta em esponja econômico e prático pode ser útil para pesquisadores, o estabelecimento de novos sistemas ERG ou modificando os sistemas existentes de pequenos animais, para estudos de zebrafish.
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Protocol
Electroretinogram (ERG) todos os procedimentos foram realizados de acordo com as disposições do código de prática para o cuidado da saúde nacional australiano e o Medical Research Council e o uso de animais e foram aprovados pelo Comitê de ética animal institucional na Universidade de Melbourne.
1. preparação buffer
- Preparar o 10x buffer de peixinho Ringer (1.25 M NaCl, 26 mM KCl, 25 mm CaCl2, 10mm MgCl2, glicose de 100 mM, 100 mM HEPES) usando água de osmose reversa (RO). Ajuste o buffer para pH 7,8 e esterilizar o buffer usando filtro de 0,22 μm. Armazene o buffer 10x a 4 ° C como o estoque de solução3.
Nota: O 10x buffer de Ringer deve ser usado dentro de 3 meses. - No dia do experimento, fazer tampão peixinho Ringer 1x diluindo o 10x buffer de peixinho Ringer usando água de osmose reversa.
Nota: O tampão de peixinho Ringer 1x é usado para saturar a esponja do PVA, incluindo a esponja usada para a colocação de zebrafish larval e a esponja na ponta do eletrodo de gravação.
2. eletrodo preparação
-
Prepare o eletrodo gravação de esponja em forma de cone.
- Corte a extremidade macho da extensão de chumbo eléctrodo de platina e retire da extremidade 10mm do revestimento exterior de politetrafluoroetileno isolamento usando uma lâmina de bisturi. Tomar cuidado para não danificar o fio interno de chumbo o eletrodo.
- Corte um comprimento de 40 mm de fio de prata (0,3 mm de diâmetro) e aparafuse-a firmemente para o eletrodo de chumbo por entrelaçando-se o fio de prata com o fio interno. Encase articulação usando fita isolante, deixando uma ~ 15 mm de comprimento de fio de prata exposto (figura 1A).
- Galvanize o fio prateado com cloreto de usando uma fonte de 9 V DC para 60 s para melhorar a condução do sinal. Mergulhe a ponta de prata exposta em solução salina normal e ligue a outra extremidade ao terminal positivo da bateria. Conecte o outro fio ao terminal negativo da bateria e mergulhe a outra extremidade do fio na salina2.
Nota: Alternativamente, cloração o fio de prata por imersão durante 1 hora numa solução de água sanitária (ingrediente ativo hipoclorito de sódio de 42 g/L). - Corte um quadrado de ~ 20 mm x 20 mm de PVA esponja usando uma tesoura para fazer um cone (figura 1A). Sature a esponja usando 1 x buffer de Ringer. Sob um microscópio com uma barra de escala na ocular, use uma lâmina de bisturi para moldar o ápice do cone de ~ 40 µm de diâmetro. Ar seco a esponja cônica em tecido de papel absorvente até que seja sólido.
Nota: A esponja PVA expande significativamente quando saturado, assim é importante que a esponja primeiro é saturada com soro fisiológico antes de moldar o ápice do cone. - Após cloração d', ar seco o fio de prata sobre um tecido absorvente 5 min. inserir o fio de prata para a seca, sólida, em forma de cone de esponja PVA através da base do cone. Isole qualquer excesso metal exposto usando fita de máscara para reduzir artefatos fotovoltaicos (Figura 1B-C).
Nota: Após cada sessão experimental, retire a esponja o fio de prata. Lave a esponja usando água de osmose reversa e ar seco para reutilização. Para garantir a coleta de sinal ideal, recomenda-se a única utilização de fio de prata. Esponjas PVA não devem ser reutilizadas mais de 5 vezes. - No dia do experimento, mergulhe a esponja-ponta do eletrodo gravação em 1x buffer de Ringer pelo menos 15 min saturar totalmente a esponja.
- Prepare eletrodos de referência, conforme descrito acima, mas sem anexar a ponta de esponja.
- Obter o eléctrodo de terra comercialmente.
3. Zebrafish preparação
- Escuro adaptar zebrafish larvas durante a noite (> 8h) antes de gravações, colocando o zebrafish em um tubo de 15 mL (< 20 larvas por tubo) envolto em folha de alumínio em uma incubadora escura. Retire a tampa para garantir o suprimento de oxigênio adequado.
- No dia da gravação, aperte a tampa para o tubo de Falcão enrolado da folha contendo larvas e certifique-se de que o tubo é à prova de luz. Larvas de transporte para o laboratório ERG.
- Coloque o peixe em caixas de Petri no escuro com o auxílio de fraca iluminação vermelha de um diodo emissor de luz (LED; 17.4 cd.m-2, λmáx 600 nm). Cobrir os pratos de Petri usando toalhas à prova de luz para minimizar a exposição à luz.
4. esponja plataforma preparação
- Corte um retângulo de esponja seca de PVA para caber confortavelmente em uma placa de Petri de 35mm. Certifique-se que a espessura da esponja deve ser aproximadamente igual à profundidade da caixa de Petri.
- Faça um pequeno corte na vertical através de uma extremidade da esponja para acomodar o fio de prata do eletrodo de referência.
- Mergulhe a esponja PVA em tampão de peixinho Ringer até saturado 1x. Em seguida, coloque a esponja em um prato de petri limpa 35-mm. Use uma toalha de papel para absorver o líquido extra até que nenhuma solução exala de esponja em resposta a uma imprensa de dedo leve.
5. animal e o posicionamento do eletrodo
- Anestesia as larvas usando metanosulfonato de 0,02%, diluído em tampão de peixinho Ringer 1x.
- Use um 3 mL pipeta Pasteur para transferir uma larva anestesiada em um quadrado de papel toalha (~ 3 cm2).
- Coloque a toalha de papel contendo a larva na esponja úmida utilizando a pinça. Use um pincel fino embebido em buffer de Ringer para ajustar a posição da larva. Certifique-se de que um olho virado para cima, isolados de qualquer líquido nas proximidades no quadrado de papel toalha por baixo da larva.
- Esmalte do corpo larval, excluindo a cabeça, com olhos gel para manter a larva húmida durante a gravação de ERG hidratante.
- Posicione a placa de Petri com plataforma de esponja em uma plataforma pequena de água aquecida na frente do estímulo de luz Ganzfeld tigela situado dentro de uma gaiola de Faraday (Figura 1).
Nota: A manutenção da temperatura da esponja e do corpo larval garante estável ERG de sinais. - Introduza o eléctrodo de referência o corte feito na esponja plataforma (Figura 1).
- Conecte o eléctrodo de terra obtidos comercialmente para a gaiola de Faraday.
- Anexar o eletrodo gravação a um eléctrodo e fixe o suporte para o braço estereotáxica de um micromanipulador (Figura 1). Use um 3 mL pipeta Pasteur para pingar uma gota de solução de Ringer na ponta do eletrodo para re-saturação de esponja de 1x.
- Posicione o microscópio na gaiola de Faraday sobre a plataforma ERG para colocação do eletrodo.
Nota: Iluminação deve ser fornecida por um LED vermelho ofuscante (17,4 cd.m-2, λmáx 600 nm) para permitir a observação da larva e a colocação do eletrodo ativo, mantendo-se dark-adaptation. - Ajuste a posição da plataforma de esponja para permitir a observação da larva sob o microscópio. Em seguida, use o tecido absorvente para remover o excesso de líquido de ponta de esponja do eletrodo.
- Coloque o eletrodo ativo que toca suavemente a superfície da córnea central do olho larval zebrafish (Figura 1E).
- Movendo a panela Ganzfeld para a plataforma de esponja e certifique-se de que a larva é coberta pela bacia.
- Feche a gaiola de Faraday para reduzir ruído electromagnético estranho.
6. Electroretinogram gravação
-
Use o software de computador do sistema particular de ERG (consulte tabela de materiais para obter detalhes) acionar o estímulo e aquisição de dados baseado nas configurações recomendadas abaixo2.
- Defina a taxa de amostragem do sistema de 4kHz sobre um ms 650 gravação janela (2.560 pontos) do software de aquisição.
- Defina o ganho do sistema a × 1.000.
- Configurar a filtragem de passa-banda do sistema 1 – 300 Hz.
- Use um filtro de entalhe para reduzir a 60 Hz (ou 50 Hz, dependendo da frequência de utilidade local) ruído.
Nota: O nível de ruído ideal deve ser não mais do que ± 10 µV.
-
Inicie a coleta de dados utilizando o procedimento descrito abaixo.
- Use um único teste-flash (0.06 log cd.s/m2) para medir uma teste de resposta do olho para avaliar o posicionamento dos eletrodos.
Nota: Esta intensidade de flash de teste deve resultar em uma amplitude de onda b maior que 25 µV em larvas de 4-dpf. Se uma resposta robusta não pode ser medida, então reposicionar os eléctrodos e fazer outro teste flash para confirmar que os eléctrodos estão bem posicionados. - Após o teste-flash, permitir que o animal a escuridão se adaptar por 3 min em completa escuridão antes de gravações.
- Apresentar flashes do regulador de intensidade de luz mais brilhante.
- Médios sinais através de repetições de acordo com o nível de sinal-ruído.
Nota: Geralmente, média mais sinais nos níveis de luz mais não ofuscantes (não menos de 3 repetições) e menos nos níveis de luz mais brilhantes (geralmente 1 repetição). Aumentar gradualmente o intervalo inter estímulo de 10 a 60 s do nível de luz mais não ofuscante para mais brilhantes. Um protocolo de exemplo é mostrado na tabela 1. - Após as gravações, humanamente mate as larvas usando metanosulfonato de 0,1%.
- Use um único teste-flash (0.06 log cd.s/m2) para medir uma teste de resposta do olho para avaliar o posicionamento dos eletrodos.
7. análise
- Medir a amplitude de uma onda da linha de base para o negativo através de uma onda e a amplitude da onda-b do negativo através de uma onda até ao pico da onda-b positivo.
- Medir os tempos de a - e b-onda implícitos desde início de estímulo para a calha de um-onda e o pico da onda-b, respectivamente.
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Representative Results
Esta seção fornece resultados representativos para medições de ERG tomadas diariamente de 4 a 7 dpf. De 4 dpf, ERG respostas show robustos componentes a e b-onda, que surgem de fotorreceptores e células bipolares, respectivamente. Em cada idade testada, a amplitude da onda-b aumentou com a intensidade de luz (Figura 2-; Figura 3). Notavelmente, a sensibilidade da retina larval zebrafish para flashes redutor aumentada com a idade. O a - e b-onda não eram reconhecível em intensidades inferiores-1.61 log cd.s/m2 no dpf 4, enquanto sinais claros eram detectáveis nestas intensidades para larvas mais velhas (Figura 2). A resposta de b-onda cresceu substancialmente entre 4 e 5 do dpf (P < 0,0001; Figura 2A -B; Figura 3B). Embora a onda-b em intensidades inferiores mostrou pouca mudança entre 5 e 7 dpf, o sinal a 2,48 log cd.s/m2 foi maior no dpf 7 comparado com dpf 5 e 6 (P < 0,0001; Figura 2; Figura 3B). Vezes implícita uma - e b-onda tornou-se significativamente mais rápidos após 5 dpf (P < 0,0001; Figura 3 -D). Em geral, estes resultados demonstram a maturação da função da retina de zebrafish entre 4 a 7 dpf. Curiosamente, a amplitude de uma onda apareceu para diminuir de 5 a 7 dpf (Figura 3A). Isto pode ser porque a maturação das conexões sinápticas na retina exterior reduz a latência de respostas de células bipolares, resultando no aparecimento de b-onda mais rápido que mascara a onda de um. Aqueles que desejam estudar a onda de um podem empregar o tratamento farmacológico para bloquear respostas pós-photoreceptoral (ou seja, o componente b-onda).
Figura 1: Zebrafish G anzfeld ERG configurar com o eletrodo de ponta em esponja cônica. (A), a esponja em forma de cone de ponta e o eléctrodo de prata clorado são ar secado antes de construir o eletrodo de ponta em esponja. (B-C) Posteriormente, o fio de prata clorado é inserido no cone da esponja através da base para formar o eletrodo completo. (D) na configuração do ERG Ganzfeld típico zebrafish larval, o eletrodo de referência é inserido na plataforma a esponja e a larva de zebrafish é coberta pela bacia de Ganzfeld. (E), a dica de esponja eletrodo toca suavemente a superfície da córnea central do olho larval. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: traços ERG médios representativa do selvagem-tipo larval zebrafish. Média de ERG traços de sua zebrafish no (A) 4 dpf (n = 8), (B) 5 dpf (n = 8), (C) 6 dpf (n = 7) e (D) 7 dpf (n = 9). Respostas foram eliciadas usando flashes de LEDs brancos. Em cada idade, os traços mostram respostas para flashes do (de baixo para cima)-2.75,-2.11,-1.61,-0.81, 0.06, 0.72, 1,55, 1.89, 2.18, 2,48 log cd.s/m2. Barra de escala = 50 µV. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: ERG a-b-onda e amplitudes e tempos implícitos para 4 a 7 dpf zebrafish. (A) grupo média (± erro padrão da média) uma onda de amplitude aumentou com a intensidade do flash, mas diminuiu com a idade de 4 – 7 dpf larvas. (B) b-onda média amplitude em larvas de 4 – 7 dpf aumentada com a intensidade do flash; amplitude cresceu entre 4 e 5 do dpf. (C) média por ondas tempo implícito e (D) b-onda média implícito tempo tornou-se mais rápida entre 5, 6 e 7 dpf. Linhas de melhor ajuste são derivadas de regressão não-linear. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Intensidade de luz de estímulo (registro cd.s.m-2) | Número de repetições | Intervalo entre estímulo (s) |
| -2.75 | 3 a 6 | 10 |
| (30 s antes próximo) | ||
| -2.11 | 3 a 6 | 10 |
| (30 s antes próximo) | ||
| -1.61 | 3 a 6 | 10 |
| (30 s antes próximo) | ||
| -0.81 | 3 a 6 | 10 |
| (60 s antes próximo) | ||
| 0,06 | 3 a 6 | 10 |
| (60 s antes próximo) | ||
| 0.72 | 1 a 3 | 60 |
| 1,55 | 1 a 3 | 60 |
| 1.89 | 1 a 3 | 60 |
| 2.18 | 1 a 3 | 60 |
| 2.48 | 1 a 3 | 60 |
Tabela 1: Protocolo de exemplo de gravações de ERG. Apresentações de estímulo começam do mais escuro (topo) e o progresso, a mais brilhante (inferior) níveis de luz, com intervalos de estímulos inter progressivamente mais para garantir que a adaptação escura é mantida. O número de sinais em média em cada intensidade depende do nível de sinal-ruído.
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Discussion
Leituras funcionais como o ERG tornaram-se cada vez mais importantes na suíte de ferramentas usadas para estudar o zebrafish larval8,9,12,14. Devido ao pequeno tamanho do olho zebrafish larval, micropipetas de vidro foram adaptadas como gravação eletrodos em protocolos mais publicado3,4,5,8,9 , 12 , 13 , 14. aqui descrevemos um protocolo ERG zebrafish larval usando um eletrodo esponja-ponta cónica mais simples. O romance eletrodo pode ser usado para modificar os sistemas ERG pequeno animal padrão para medir a função da retina de zebrafish larval sem qualquer equipamento adicional. Os materiais para fazer o eletrodo de ponta em esponja são simplesmente comercial esponja PVA e fio de 0,3 mm de prata, que torna este mais econômico do que abordagens anteriores. Outra vantagem é que, em contraste com a ponta da micropipeta duro e afiado, ponta de esponja suave do eletrodo é menos susceptível de prejudicar o olho larval. Finalmente, a esponja PVA ajuda a manter a umidade ao olho larval durante a gravação.
A chave para uma aplicação bem sucedida do eletrodo esponja-dica é para garantir a saturação completa da esponja. Isto normalmente leva nada menos do que 15 minutos de imersão em tampão peixinho Ringer 1x. Saturação incompleta da esponja pode aumentar o nível de ruído devido a secagem mais rápida do eletrodo. Para a melhor coleção de sinal, fazendo novos eletrodos para cada sessão experimental (geralmente < 8h) é altamente recomendado. Uso de repetição pode levar a sinais ERG reduzidos, dificultando as comparações inter sessão.
Quando se posiciona o zebrafish larval na plataforma de esponja, deve ter cuidado para garantir que o olho a ser medido não está em contacto com qualquer solução circundante ou a toalha de papel por baixo do peixe. Tal contato calções o circuito elétrico, como o eletrodo de referência é incorporado na plataforma de esponja e reduz o ERG.
Mesmo com dicas de esponja de eletrodo bem saturado, secagem gradual ocorre, que é evidente o aumento ruído em sinais ERG. Se isto ocorrer, pinga uma gota de peixinho 1 x Ringer até à base do cone usando a seringa de 1 mL e uma agulha 30 x ½". Se adicionar que a solução para a ponta de esponja não reduz o nível de ruído, verifique se o olho não está em contato com um fluido circundante e certifique-se de que a ponta do eletrodo é centrada no ápice da córnea.
As gravações nos resultados representativos relatados aqui foram feitas com uma configuração de bandpass de 1-300 Hz, que não permite a amostragem dos potenciais oscilatórios (OP) — as wavelets na onda-b derivado os neurônios de terceira ordem da retina incluindo amacrine e gânglio células 15,16,17. Um ajuste maior lowpass (por exemplo, 500 ou 1.000 Hz) pode ser mais adequado para a gravação de OP.
Em resumo, o eletrodo de ponta em esponja cônica ajuda a simplificar a gravação de ERG zebrafish larval com sistemas existentes de ERG de pequenos animais, fornecendo resultados confiáveis. Resultados representativos demonstram que a amplitude ERG cresce entre dpf 4 e 5, com mais maturação entre 5 e 7 dpf manifestando mais rápido vezes implícita. Nosso protocolo ERG simples com o eletrodo econômico e prático em forma de cone de esponja-dica pode beneficiar pesquisadores estudando zebrafish função retiniana. A técnica também pode ser adaptada para avaliar zebrafish adulto ou outros modelos de vertebrados com olhos pequenos.
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Disclosures
Os autores têm sem divulgações relevantes para este trabalho.
Acknowledgments
Financiamento para este projeto foi fornecido por uma concessão do Instituto de neurociência de Melbourne (a PTG, PRJ & BVB).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.22 µm filter | Millex GP | SLGP033RS | Filters the 10× goldfish ringer's buffer for sterilizatio |
| 1 mL syringe | Terumo | DVR-5175 | With a 30G × ½" needle to add drops of saline to the electrode sponge tip to prevent drying and increased noisein the ERG signals. |
| 30 G × ½" needle | Terumo | NN*3013R | For adding saline toteh sopnge tip electrode. |
| Bioamplifier | ADInstruments | ML135 | For amplifying ERG signals. |
| Bleach solution | King White | 9333441000973 | For an alternative method of sliver electrode chlorination. Active ingredient: 42 g/L sodium hypochlorite. |
| Circulation water bath | Lauda-Ko?nigshoffen | MGW Lauda | Used to make the water-heated platfrom. |
| Electrode lead | Grass Telefactor | F-E2-30 | Platinum cables for connecting silver wire electrodes to the amplifier. |
| Faraday Cage | Photometric Solution International | For maintianing dark adaptation and enclosing the Ganzfeld setup to improve signal-to-noise ratio. | |
| Ganzfeld Bowl | Photometric Solution International | Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size. | |
| Luxeon LEDs | Phillips Light Co. | For light stimulation twenty 5W and one 1W LEDs. | |
| Micromanipulator | Harvard Apparatus | BS4 50-2625 | Holds the recording electrode during experiments. |
| Microsoft Office Excel | Microsoft | version 2010 | Spreadsheet software for data analysis. |
| Moisturizing eye gel | GenTeal Gel | 9319099315560 | Used to cover zebrafish larvae during recordings to avoiding dehydration. Active ingredient: 0.3 % Hypromellose and 0.22 % carbomer 980. |
| Pasteur pipette | Copan | 200C | Used to caredully transfer larval zebrafish. |
| Powerlab data acquisition system | ADInstruments | ML785 | Controls the LEDs to generate stimuli. |
| PVA sponge | MeiCheLe | R-1675 | For the placement of larval zebrafish and making the cone-shaped electrode ti |
| Saline solution | Aaxis Pacific | 13317002 | For electroplating silver wire electrode. |
| Scope Software | ADInstruments | version 3.7.6 | Simultaneously triggers the stimulus through the Powerlab system and collects data |
| Silver (fine round wire) | A&E metal | 0.3 mm | Used to make recording and reference ERG electrodes. |
| Stereo microscope | Leica | M80 | Used to shape and measure the cone-shaped sponge apex (with scale bar on eyepiece). Positioned in the Faraday cage for electrode placement. |
| Tricaine | Sigma-aldrich | E10521-50G | For anaethetizing larval zebrafish. |
| Water-heated platform | custom-made | For maintianing the temperature of the sponge platform and the larval body during ERG recordings |
References
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