Summary
Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Induktion von murinen traumatischen Hirnverletzungen über einen offenkopfgesteuerten kortikalen Aufprall.
Abstract
Die Centers for Disease Control and Injury Prevention schätzen, dass in den Vereinigten Staaten jedes Jahr fast 2 Millionen Menschen eine traumatische Hirnverletzung (TBI) erleiden. Tatsächlich trägt TBI zu mehr als einem Drittel der verletzungsbedingten Sterblichkeit bei. Nichtsdestotrotz sind die zellulären und molekularen Mechanismen, die der Pathophysiologie von TBI zugrunde liegen, schlecht verstanden. Daher sind präklinische Modelle von TBI, die in der Lage sind, die für TBI relevanten Verletzungsmechanismen bei menschlichen Patienten zu replizieren, ein dringender Forschungsbedarf. Das Modell der kontrollierten kortikalen Schlagwirkung (CCI) von TBI nutzt ein mechanisches Gerät, um den exponierten Kortex direkt zu beeinflussen. Während kein Modell die unterschiedlichen Verletzungsmuster und die Heterogenität von TBI bei menschlichen Patienten vollständig rekapitulieren kann, ist CCI in der Lage, eine breite Palette klinisch anwendbarer TBI zu induzieren. Darüber hinaus ist die CCI leicht standardisiert, sodass die Forscher die Ergebnisse über Experimente hinweg und über Ermittlungsgruppen hinweg vergleichen können. Das folgende Protokoll ist eine detaillierte Beschreibung der Anwendung einer schweren CCI mit einem kommerziell erhältlichen Aufprallgerät in einem murinen Modell von TBI.
Introduction
Die Centers for Disease Control and Injury Prevention schätzen, dass etwa 2 Millionen Amerikaner jedes Jahr eine traumatische Hirnverletzung (TBI) erleiden1,2. Tatsächlich trägt TBI zu über 30 % aller verletzungsbedingten Todesfälle in den Vereinigten Staaten bei, wobei die Gesundheitskosten sich auf fast 80 Milliarden DOLLAR jährlich und fast 4 Millionen Dollar pro Person und Jahr belaufen und ein schweres TBI3,4,5überleben. Die Auswirkungen von TBI werden durch die signifikanten langfristigen neurokognitiven und neuropsychiatrischen Komplikationen hervorgehoben, die seine Überlebenden mit dem heimtückischen Beginn von Verhaltens-, kognitiven und motorischen Beeinträchtigungen erlitten haben, die als chronische traumatische Enzephalopathie (CTE) bezeichnet werden. 6 , 7 , 8 , 9 , 10. Selbst subklinische Gehirnerschütterungen – die Auswirkungen, die nicht zu klinischen Symptomen führen – können zu einer langfristigen neurologischen Dysfunktion führen11,12.
Tiermodelle für die Studie von TBI werden seit den späten 1800erJahren 13verwendet. In den 1980er Jahren wurde ein pneumatischer Schlagkraft zum Zweck der Modellierung von TBI entwickelt. Diese Methode wird jetzt als kontrollierte kortikale Auswirkung (KI)14bezeichnet. Die Kontrolle und Reproduzierbarkeit der CCI veranlasste die Forscher, das Modell für den Einsatz bei Nagetieren anzupassen15. Unser Labor verwendet dieses Modell, um TBI über einen handelsüblichen Schlagkraftunden und elektronisches Betätigungsgerät16,17zu induzieren. Dieses Modell ist in der Lage, eine breite Palette von klinisch anwendbaren TBI-Zuständen in Abhängigkeit von den verwendeten biomechanischen Parametern zu produzieren. Die histologische Bewertung von TBI-Gehirnen nach einer schweren Verletzung, die in unserem Labor induziert wurde, zeigt einen signifikanten ipsilateralen kortikalen und hippocampalen Verlust sowie kontralaterale Ödeme und Verzerrungen. Darüber hinaus erzeugt CCI eine konsistente Beeinträchtigung der motorischen und kognitiven Funktion, gemessen an Verhaltenstests18. Zu den Einschränkungen der CCI gehören die Notwendigkeit der Kraniotomie und die Kosten für den Erwerb des Schlag- und Betätigungsgeräts.
Mehrere weitere Modelle von TBI existieren und sind in der Literatur gut etabliert, einschließlich der seitlichen Fluid Percussion Modell, Gewicht Drop Modell, und Blast Verletzung Modell19,20,21. Während jedes dieser Modelle seine eigenen Vorteile hat, sind ihre Hauptnachteile gemischte Verletzungen, hohe Sterblichkeit und fehlende Standardisierung, bzw.22. Darüber hinaus bietet keines dieser Modelle die Genauigkeit, Präzision und Reproduzierbarkeit von CCI. Durch die Anpassung der biomechanischen Parameter, die in das Betätigungsgerät eingegeben werden, ermöglicht das CCI-Modell dem Prüfer eine präzise Kontrolle über die Größe der Verletzung, die Tiefe der Verletzung und die kinetische Energie, die auf das Gehirn angewendet wird. Dies gibt den Forschern die Möglichkeit, das gesamte Spektrum von TBI auf bestimmte Bereiche des Gehirns anzuwenden. Es ermöglicht auch die größte Reproduzierbarkeit von Experiment zu Experiment.
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Protocol
Alle Verfahren wurden vom Northwestern University Institutional Animal Care and Use Committee genehmigt. C57BL/6 Mäuse wurden vom Jackson Laboratory gekauft und in einer Barriereanlage am Center for Comparative Medicine der Northwestern University (Chicago, IL) untergebracht. Alle Tiere wurden in 12/12 h Licht/Dunkel-Zyklus mit freiem Zugang zu Nahrung und Wasser untergebracht.
1. Anästhesie induzieren
- Anästhesisieren Sie die Maus mit Ketamin (125 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg) intraperitoneal injiziert.
2. Vitalzeichen Überwachung alle 15 min
- Überwachen Sie Temperatur, Atemfrequenz und Hautfarbe. Die Maus sollte sich warm anfühlen. Die Haut sollte rosa und gut durchlässig erscheinen. Die Atemfrequenz sollte 50–70 Atemzüge pro Minute reichen.
3. Prächirurgische Eingriffe
- Wiegen Sie alle Mäuse am Tag vor der Verletzungsinduktion.
- Sterilisieren Sie einen Satz chirurgischer Instrumente durch Autoklavieren für jedes Versuchsfach. Sterilisieren Sie das Aufprallgerät vor Gebrauch.
- Bereiten Sie einen Erholungskäfig vor, indem Sie einen sauberen Käfig über einem elektrischen Heizkissen platzieren, das auf "niedrig" eingestellt und so positioniert ist, dass sich die Mäuse nach dem Ambulanten von der Hitze entfernen können.
- Richten Sie den Operationssaal in einer sterilisierten laminaren Durchflusshaube ein.
- Positionieren Sie den stereotaxic-Betriebsrahmen.
- Befestigen Sie das Aufprallgerät am stereotaxic-Rahmen.
- Stellen Sie die Betätigungseinrichtung mit den gewünschten biomechanischen Parametern für Geschwindigkeit und Verweilzeit ein.
HINWEIS: In diesem Protokoll wird eine schwere Hirnverletzung beschrieben, bei der eine Aufprallspitze mit einem Durchmesser von 3 mm über eine Kraniektomie mit einem Durchmesser von 5 mm mit einer Geschwindigkeit von 2,5 m/s und einer Verweilzeit von 0,1 s verwendet wird. Eine breite Palette von biomechanischen Parametern kann verwendet werden, um das gesamte Spektrum von TBI zu induzieren.
- Verpassen Sie neue persönliche Schutzausrüstung und sterile Handschuhe.
- Rasieren Sie das Fell von der operativen Website mit elektrischen Clippers.
- Tragen Sie eine schützende opthalmische Salbe auf die Augen der Maus auf, um Hornhautverletzungen und Trocknung zu verhindern.
- Legen Sie die Maus in den Operationssaal.
- Bereiten Sie die Haut mit einem Jod-basierten chirurgischen Peeling abwechselnd mit Alkohol dreimal.
4. Anwendung kontrollierter kortikaler Auswirkungen
- Incise die Kopfhaut 1 cm in der Mittellinie mit einem Skalpell, das den Schädel freilegt.
- Positionieren Sie die Maus innerhalb eines stereotaxic-Betriebsrahmens, indem Sie die bilateralen zeitlichen Knochen zwischen Miniatur-Ohrstangen sichern und die Schneidezähne innerhalb einer Schneidezähne verriegeln, wodurch ein stabiler Dreipunktgriff am Mauskopf entsteht.
- Ziehen Sie die Kopfhaut mit einem Hämostat oder Verriegelungszange von der Operationsstelle weg, um sicherzustellen, dass die Kopfhaut während der Kraniektomie nicht mit dem Bohrer in Kontakt kommt.
- Identifizieren Sie die sagittalen und koronalen Nähte auf dem exponierten Schädel.
HINWEIS: Dieses Protokoll zentriert die Kraniektomie 2 mm links der sagittalen Naht und 2 mm rostral zur koronalen Naht. - Führen Sie eine Kraniektomie mit einem Bohrer mit einem Trephin-Bohrer durch.
- Um die Kraniektomie durchzuführen, aktivieren Sie zuerst den Bohrer mit maximaler Geschwindigkeit und wenden Sie dann den Trephin-Bohrer senkrecht zum Schädel an der Stelle der Kraniektomie an.
- Tragen Sie sanften, gleichmäßigen Druck auf den Bohrer auf, sobald der Kontakt mit dem Schädel hergestellt wird. Ein leichtes "Geben" wird zu spüren sein, sobald der Bohrer durch den Schädel dringt. Nicht in die darunter liegende Dura eindringen.
HINWEIS: Dieses Protokoll verwendet einen 5 mm Trephin-Bohrer, um die Kraniektomie durchzuführen.
- Verwenden Sie Zangen und eine kleine Spur hypodermische Nadel, um die Knochenklappe zu entfernen, vollständig die zugrunde liegende Dura mater aussetzen.
- Drehen Sie die Stoßdämpferspitze in das Operationsfeld und senken Sie sie, bis sie mit der freiliegenden Dura mater in Kontakt tritt. Sobald der Kontakt hergestellt ist, wird der Kontaktsensor des Instruments einen hörbaren Ton machen, um den Chirurgen zu warnen, dass Kontakt hergestellt wurde. Dadurch wird der Nullpunkt markiert, von dem aus die Verformungstiefe festgelegt wird.
HINWEIS: Dieses Protokoll verwendet eine 3 mm Schlagspitze, um eine schwere Verletzung zu verursachen. Tipps von bis zu 1 mm können verwendet werden, um mehr lokalisierte Verletzungen anzuwenden. - Ziehen Sie die Aufprallspitze zurück und stellen Sie die gewünschte Aufpralltiefe ein, indem Sie die Stoßkraftposition auf dem stereotaxic-Rahmen senken.
HINWEIS: In diesem Protokoll beschreiben wir eine schwere Verletzung, indem wir die Verformungstiefe auf 2 mm einstellen. - Tragen Sie die Verletzung durch Aktivieren des Stoßeffekts auf das Betätigungsgerät auf.
- Drehen Sie die Schlagvorrichtung aus dem Feld und entfernen Sie das Tier aus dem stereotaxic Rahmen.
5. Schließung der Chirurgischen Stelle
- Kontrollieren Sie Blutungen aus dem Schädel und verletzte kortikale Oberfläche mit direktem Druck von einem sterilen Baumwolle gekippt Applikator.
- Trocknen Sie den Schädel mit einem sterilen Baumwolle gekippt Applikator.
- Schließen Sie die Kopfhaut über der Kraniektomie mit einem handelsüblichen chirurgischen Klebstoff oder Monofilament-Nähte.
HINWEIS: In diesem Protokoll wird ein veterinärchirurgischer Klebstoff verwendet, um die Kopfhaut zu schließen. Die Knochenklappe wird nicht ersetzt und verworfen.
6. Postoperative Pflege und Überwachung
- Verabreichen Sie postoperative Analgesie (z. B. anhaltende FreisetzungBuprenorphin 0,1–0,5 mg/kg subkutan verabreicht, die 72 h anhaltende Analgesie zur Verfügung stellt).
- Legen Sie das Tier in der seitlichen Dekubitus-Regenerationsposition in einen sauberen vorgewärmten Käfig.
- Beobachten Sie die Tiere, bis sie wach und mobil sind, und bringen Sie dann jede Maus in ihren Heimischenkäfig zurück.
- Sorgen Sie für freien Zugang zu Nahrungsmitteln und Wasser. Normale Nahrungs- und Wasseraufnahme werden in der Regel innerhalb von ein bis zwei Stunden nach der Verletzung wieder aufgenommen.
- Messen Sie das Körpergewicht alle drei Tage während des Experiments.
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Representative Results
Der Stoßsoper wird direkt am stereotaxic-Rahmen montiert und ermöglicht eine Auflösung von bis zu 10 m für die Steuerung des Aufprallpunkts, der Tiefe und des Eindringens. Die eingesetzten elektromagnetischen Kräfte können Aufprallgeschwindigkeiten von 1,5 bis 6 m/s vermitteln. Dies ermöglicht eine unvergleichliche Präzision und Reproduzierbarkeit über die gesamte Bandbreite des klinisch relevanten TBI. Die Forscher können Pilotexperimente durchführen, die die Verletzungsparameter wie Aufprallspitzengröße, Aufprallgeschwindigkeit und Aufpralltiefe ändern, um die Parameter zu bestimmen, die am besten den gewünschten Verletzungsgrad erzeugen. Dieses Protokoll beschreibt ein schweres TBI im linken parietotemporalen Bereich, indem eine 5 mm Kraniektomie 2 mm links von der sagittalen Naht und 2 mm rostral zur koronalen Naht (Abbildung1A) ausgeführt wird. Ein kontrollierter kortikaler Aufprall wird mit einer 3 mm Schlagspitze bei 2,5 m/s und einer Verformungstiefe von 2 mm geliefert (Abbildung2). Die Schädigung besteht aus subduraler, intraparenchymaler und subarachnoider Blutung (Abbildung 3). Neurokognitive Tests einen Monat nach dieser Verletzung zeigt anhaltende Defizite im Arbeitsgedächtnis, Fähigkeiten Erwerb, und motorische Koordination18. Die histologische Bewertung von TBI-Gehirnen nach einer schweren Verletzung, die in unserem Labor induziert wurde, zeigt einen signifikanten ipsilateralen kortikalen und hippocampalen Verlust sowie kontralaterale Ödeme und Verzerrungen. Die MRT-Untersuchung schwer verletzter Gehirne mit diesem Modell zeigt einen fortschreitenden Gewebeverlust und Ersatz durch Zerebrospinalflüssigkeit (Abbildung 4)23. Schließlich zeigt die zytometrische Flussanalyse von verletzten und Scheinhirnen einen deutlichen Unterschied bei der Infiltrierung von entzündlichen Zellen im Verlauf der Verletzung17,18.
Abbildung 1: Ausrüstungsaufbau für das murine Modell der kontrollierten kortikalen Einschlagsart.
(A) Die Betätigungseinrichtung wird mit einer Geschwindigkeit von 2,5 m/s und einer Verweilzeit von 0,1 s eingestellt. (B) Der Stoßsoper mit einer 3 mm Schlagspitze ist am stereotaxic-Rahmen befestigt. (C) Eine Maus mit 5 mm Kraniektomie ist in den stereotaxic-Betriebsrahmen mit Ohrstangen und Schneidestift gesichert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Schweres TBI über offenkopfgesteuerte kortikale Stöße.
(A) Das Erdungskabel wird in den Hinterbereich der Maus geklemmt und die Aufprallspitze auf die Dura mater abgesenkt, bis der Kontaktsensor alarmiert ist. Das ist der Nullpunkt. (B) Die Aufprallspitze wird eingefahren, eine Verletzungstiefe von 2 mm wird in den stereotaxic-Rahmen eingewählt und der Aufprall angewendet. (C) Nachdem die CCI angewendet wurde, wird die Schlagspitze aus dem Feld gedreht und die Maus aus dem stereotaxic-Rahmen wiederhergestellt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Bruttountersuchung von Mausgehirnen nach schweren TBI-Induzierten durch kontrollierte kortikale Einwirkung.
(A) Gehirn aus einer 12 Wochen alten naiven Maus. (B) Gehirn einer 12 Wochen alten Maus 24 h nach der Aufrechterhaltung eines schweren TBI durch kontrollierte kortikale Wirkung. (C) Gehirn einer 12 Wochen alten Maus 7 Tage nach der Aufrechterhaltung eines schweren TBI durch kontrollierte kortikale Wirkung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Histologische und MRT-Bewertung schwerer TBI nach kontrollierten kortikalen Auswirkungen.
Hämatoxylin und Eosin (H&E) gebekoronierte Schnitte und repräsentative koronale T1-gewichtete MR-Bilder. (A) Scheinverletzung, die nur aus Kraniotomie besteht. (B) CCI führt zu einem schweren TBI mit großem Volumenverlust von Kortex (Ctx) an der Einschlagsstelle sowie zu Verlust und Verzerrung der zugrunde liegenden Hippocampusbildung (HF) und Thalamus (TH). (C) Die MRT bei 1 Tagen nach Dem TBI zeigt Gewebetrauma und Ödem über dem linken parietotemporalen Kortex. (D–E) Repräsentative Bilder von den Tagen 7 und 14 nach der Verletzung zeigen erhöhte Hyperattenuationsbereiche, die einen progressiven Ersatz von devitalisiertem Gewebe durch Zerebrospinalflüssigkeit darstellen. Figur wurde von Makinde, et al.23angepasst. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Es gibt mehrere Schritte, die für die Anwendung einer zuverlässigen und konsistenten Verletzung entscheidend sind. Zuerst muss die Maus eine tiefe Ebene der chirurgischen Anästhesie erreichen, die keine Bewegung während der Durchführung der Kraniektomie gewährleistet. Während zahlreiche Anästhesie-Therapien verwendet werden können, um Vollnarkose bei Nagetieren zu induzieren, Anästhetika, die Atemdepression enden, wie inhalative Anästhetika, kann zu Atemstillstand führen, wenn sie mit einem schweren TBI kombiniert. Dieses Protokoll verwendet Ketamin (125 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg) intraperitoneal injiziert. Diese Kombination von Medikamenten produziert eine chirurgische Ebene der Anästhesie innerhalb von 5 min der Verabreichung für eine Dauer von etwa 30-45 min. Darüber hinaus führt diese Kombination von Medikamenten nicht zu Atemdepressionen. Der nächste kritische Schritt ist die Leistung der Kraniektomie. Die Kraniektomie sollte immer mit einem frischen Trephin-Bohrer mit hoher Geschwindigkeit durchgeführt werden, um sicherzustellen, dass minimale Hitze und Vibrationen auf das Gehirn der Maus übertragen werden. Hitze und Vibrationen können zu Schäden an angrenzendem Hirngewebe außerhalb des Bereichs der CCI führen, was zu inkonsistenter Größe und Verletzungsmechanismus zwischen Probanden und Experimenten führt. Als nächstes muss der Mauskopf vor der Anwendung der CCI fest im stereotaxic-Rahmen befestigt werden, um sicherzustellen, dass die Tiefe und die Ortung der Verletzung zwischen den Verletzungsanwendungen konsistent sind. Miniatur-Ohrstangen und eine Schneidezähne sind wesentliche Bestandteile bei der richtigen Befestigung des Mauskopfes innerhalb des stereotaxic Rahmens. Schließlich ist es wichtig, ein Gerät mit einem Kontaktsensor zu verwenden. Der Sensor zeigt den genauen Kontaktpunkt zwischen der Aufprallspitze und der freiliegenden Dura mater an. Auf diese Weise kann der Prüfer den genauen Nullpunkt notieren, von dem aus die Verletzungstiefe mit dem stereotaxic-Rahmen eingestellt werden kann, der einen präzisen und reproduzierbaren Verletzungsgrad gewährleistet.
Um sicherzustellen, dass die eingeschnittene Kopfhaut zum Zeitpunkt der CCI außerhalb des Feldes ist, ist es oft notwendig, einen Retraktor wie Klemme oder Zange zu verwenden, um die Kopfhaut von der Stelle der Kraniektomie wegzuziehen. Sollte die Kopfhaut zurück in das CCI-Feld fallen, wie die Verletzung angewendet wird, wird die Größe und Schwere der Verletzung unzuverlässig sein. Darüber hinaus muss der Prüfer sicherstellen, dass die Fixierung die Atmung nicht beeinträchtigt, obwohl unbedingt sichergestellt werden muss, dass der Mauskopf innerhalb des stereotaxic-Rahmens immobilisiert ist. Hypoxie zum Zeitpunkt der Verletzung sekundäre eingeschränkte Atmung wird eine sekundäre Form der Verletzung einführen, die den Grad, die Schwere und den Mechanismus der Verletzung unzuverlässig zwischen versuchsweisen Probanden.
Angesichts der Fähigkeit, mehrere biomechanische Parameter genau zu spezifizieren, ist CCI eine der konsistentesten und zuverlässigsten Methoden zur Induzieren traumatischehirnverletzungen in Nagetiermodellen15. Es gibt jedoch eine Reihe von Einschränkungen, die der Prüfer beachten sollte, wenn er wählt, welches TBI-Modell für die Beantwortung seiner wissenschaftlichen Frage am besten geeignet ist22. CCI leidet an den gleichen Einschränkungen wie alle präklinischen Modelle von Hirnverletzungen, da es Anästhesie und einen chirurgischen Eingriff (Kraniektomie) vor der Induktion von Verletzungen erfordert. Sowohl Anästhesie als auch Kraniektomie sind in der Lage, eine Entzündungsreaktion zu erzeugen und müssen bei der Datenanalyse als potenzielle Störfaktoren betrachtet werden24. Darüber hinaus, obwohl CCI produziert eine zuverlässige und konsistente Verletzung, die meisten TBI bei menschlichen Patienten sind diffus und auftreten durch mehrere gleichzeitige Mechanismen25. Dies kann eine direkte Übersetzung an menschliche TBI-Patienten problematisch machen, da CCI je nach Schwere der angewendeten Verletzung eine fokale Verletzung mit unterschiedlichen diffusen Effekten erzeugt. Schließlich verlangt die CCI den Kauf und die Wartung mehrerer mechanischer Komponenten, die sich für einige Forschungsgruppen als kostenunerschwinglich erweisen können. Ohne ordnungsgemäße Wartung der mechanischen Komponenten kann es zu einer erheblichen Drift der tatsächlichen biomechanischen Parameter kommen, die von Experiment zu Experiment24angewendet werden.
Das Identifizieren geeigneter Steuerelemente für jedes Experiment ist von entscheidender Bedeutung. Scheinverletzte Mäuse sind ein wichtiges Kontrollsystem in jedem Experiment. Die Scheinverletzungsgruppe sollte Anästhesie, Kopfhautschnitt, Platzierung in den stereotaxic-Rahmen und postoperative Analgesie erhalten. Die Gruppe der Scheinverletzungen sollte sich jedoch keiner Kraniektomie unterziehen. Die Vibration und Wärmeübertragung von Kraniektomie, auch wenn schnell mit fachkundiger Präzision durchgeführt, führt zu einem leichten traumatischen Hirnverletzungen. Obwohl diese Verletzung schwer grob zu erkennen ist, ist sie leicht mikroskopisch zu erkennen. Schließlich sollten die Forscher erwägen, eine Gruppe altersgerechter naiver Mäuse zu verwenden, um normale Veränderungen auszuschließen, die im Gehirn auftreten, wenn die Mäuse älter werden.
Trotz Einschränkungen bleibt ccI das konsistenteste und reproduzierbarste Modell für die Induktion von TBI bei Nagetieren. CCI ist im Vergleich zu alternativen Methoden zur Induktion von TBI leicht über Themen und Experimente hinweg zu standardisieren und ermöglicht es den Forschern, das gesamte Spektrum von TBI auf genau definierte anatomische Regionen des Gehirns anzuwenden. Das obige Protokoll beschreibt die Anwendung eines schweren TBI auf den linken parietotemporalen Kortex in einer Maus. Dieses Modell verwendet eine 5 mm Kraniektomie mit einem Trephin-Bohrer bei hoher Geschwindigkeit durchgeführt. Eine 3 mm Schlagspitze wird mit einer Verletzungstiefe von 2 mm bei einer Geschwindigkeit von 2,5 m/s und einer Verweilzeit von 0,1 s verwendet. Bei angemessener Anwendung und bei ordnungsgemäßer Wiederherstellung des Versuchsgegenstands kann eine langfristige Überlebensrate von 100 % erreicht werden, die kurz-, mittel- und langfristige Studien mit muriner TBI ermöglicht.
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Disclosures
Die Autoren haben keine finanziellen Interessenkonflikte.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde von den National Institutes of Health Grant GM117341 und dem American College of Surgeons C. James Carrico Research Fellowship an S.J.S. unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| AnaSed Injection Xylazine Sterile Solution | LLOYD, Inc. | 5939911020 | |
| Buprenorphine SR Lab 0.5mg/mL | Zoopharm-Wildlife Pharmaceuticals USA | BSRLAB0.5-182012 | |
| High Speed Rotary Micromotor KiT0 | Foredom Electric Company | K.1070 | |
| Imapact one for Stereotaxix CCI | Leica Biosystems Nussloch GmbH | 39463920 | |
| Ketathesia Ketamine HCl Injection USP | Henry Schein, Inc | 56344 | |
| Mouse Specific Stereotaxic Base | Leica Biosystems Nussloch GmbH | 39462980 | |
| Trephines for Micro Drill | Fine Science Tools, Inc | 18004-50 |
References
- Faul, M. Traumatic Brain Injury in the United States: Emergency Department Visits, Hospitalizations and Deaths 2002-2006. , Centers for Disease Control and Prevention, National Center for Injury Prevention and Control. Atlanta (GA). (2010).
- Roozenbeek, B., Maas, A. I., Menon, D. K. Changing patterns in the epidemiology of traumatic brain injury. Nature Reviews Neurology. 9 (4), 231-236 (2013).
- Corso, P., Finkelstein, E., Miller, T., Fiebelkorn, I., Zaloshnja, E. Incidence and lifetime costs of injuries in the United States. Injury Prevention. 12 (4), 212-218 (2006).
- Pearson, W. S., Sugerman, D. E., McGuire, L. C., Coronado, V. G. Emergency department visits for traumatic brain injury in older adults in the United States: 2006-08. Western Journal of Emergency Medicine. 13 (3), 289-293 (2012).
- Whitlock, J. A. Jr, Hamilton, B. B. Functional outcome after rehabilitation for severe traumatic brain injury. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 76 (12), 1103-1112 (1995).
- Schwarzbold, M., et al. Psychiatric disorders and traumatic brain injury. Neuropsychiatric Disease and Treatment. 4 (4), 797-816 (2008).
- Whelan-Goodinson, R., Ponsford, J., Johnston, L., Grant, F. Psychiatric disorders following traumatic brain injury: their nature and frequency. Journal of Head Trauma Rehabilitation. 24 (5), 324-332 (2009).
- Peskind, E. R., Brody, D., Cernak, I., McKee, A., Ruff, R. L. Military- and sports-related mild traumatic brain injury: clinical presentation, management, and long-term consequences. Journal of Clinical Psychiatry. 74 (2), 180-188 (2013).
- Martin, L. A., Neighbors, H. W., Griffith, D. M. The experience of symptoms of depression in men vs women: analysis of the National Comorbidity Survey Replication. JAMA Psychiatry. 70 (10), 1100-1106 (2013).
- Makinde, H. M., Just, T. B., Cuda, C. M., Perlman, H., Schwulst, S. J. The Role of Microglia in the Etiology and Evolution of Chronic Traumatic Encephalopathy. Shock. 48 (3), 276-283 (2017).
- Belanger, H. G., Vanderploeg, R. D., McAllister, T. Subconcussive Blows to the Head: A Formative Review of Short-term Clinical Outcomes. Journal of Head Trauma Rehabilitation. 31 (3), 159-166 (2016).
- Carman, A. J., et al. Expert consensus document: Mind the gaps-advancing research into short-term and long-term neuropsychological outcomes of youth sports-related concussions. Nature Reviews Neurology. 11 (4), 230-244 (2015).
- Kramer, S. P. A Contribution to the Theory of Cerebral Concussion. Annals of Surgery. 23 (2), 163-173 (1896).
- Lighthall, J. W. Controlled cortical impact: a new experimental brain injury model. Journal of Neurotrauma. 5 (1), 1-15 (1988).
- Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 39 (3), 253-262 (1991).
- Schwulst, S. J., Trahanas, D. M., Saber, R., Perlman, H. Traumatic brain injury-induced alterations in peripheral immunity. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 75 (5), 780-788 (2013).
- Trahanas, D. M., Cuda, C. M., Perlman, H., Schwulst, S. J. Differential Activation of Infiltrating Monocyte-Derived Cells After Mild and Severe Traumatic Brain Injury. Shock. 43 (3), 255-260 (2015).
- Makinde, H. M., Cuda, C. M., Just, T. B., Perlman, H. R., Schwulst, S. J. Nonclassical Monocytes Mediate Secondary Injury, Neurocognitive Outcome, and Neutrophil Infiltration after Traumatic Brain Injury. Journal of Immunology. 199 (10), 3583-3591 (2017).
- Thompson, H. J., et al. Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation. Journal of Neurotrauma. 22 (1), 42-75 (2005).
- Marmarou, A., et al. A new model of diffuse brain injury in rats. Part I: Pathophysiology and biomechanics. Journal of Neurosurgery. 80 (2), 291-300 (1994).
- Reneer, D. V., et al. A multi-mode shock tube for investigation of blast-induced traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 28 (1), 95-104 (2011).
- Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. Animal Models of Traumatic Brain Injury and Assessment of Injury Severity. Molecular Neurobiology. , (2019).
- Makinde, H. M., et al. Monocyte depletion attenuates the development of posttraumatic hydrocephalus and preserves white matter integrity after traumatic brain injury. PLoS One. 13 (11), e0202722 (2018).
- Osier, N. D., Dixon, C. E. The Controlled Cortical Impact Model: Applications, Considerations for Researchers, and Future Directions. Frontiers in Neurology. 7, 134 (2016).
- Iaccarino, C., Carretta, A., Nicolosi, F., Morselli, C.
