Summary
Qui descriviamo un protocollo per l'induzione di lesioni cerebrali traumatiche murine attraverso un impatto corticale controllato a testa aperta.
Abstract
I Centers for Disease Control e La Prevenzione degli Infortuni stimano che quasi 2 milioni di persone subiscano una lesione cerebrale traumatica (TBI) ogni anno negli Stati Uniti. Infatti, la TBI è un fattore che contribuisce a oltre un terzo di tutta la mortalità legata alle lesioni. Ciò nonostante, i meccanismi cellulari e molecolari alla base della fisiopatologia della TBI sono poco compresi. Pertanto, i modelli preclinici di TBI in grado di replicare i meccanismi di lesione pertinenti alla TBI nei pazienti umani sono un'esigenza critica di ricerca. Il modello a impatto corticale controllato (CCI) di TBI utilizza un dispositivo meccanico per avere un impatto diretto sulla corteccia esposta. Sebbene nessun modello possa riassumere pienamente i diversi modelli di lesione e la natura eterogenea della TBI nei pazienti umani, cCI è in grado di indurre un'ampia gamma di TBI clinicamente applicabili. Inoltre, il CCI è facilmente standardizzato, consentendo agli investigatori di confrontare i risultati tra esperimenti e gruppi investigativi. Il seguente protocollo è una descrizione dettagliata dell'applicazione di un CCI grave con un dispositivo di impatto disponibile in commercio in un modello murino di TBI.
Introduction
I Centers for Disease Control e Prevenzione degli infortuni stimano che circa 2 milioni di americani subiscano una lesione cerebrale traumatica (TBI) ogni anno1,2. Infatti, TBI contribuisce a oltre il 30% di tutti i decessi correlati alle lesioni negli Stati Uniti con costi sanitari prossimi a 80 miliardi di dollari all'anno e quasi 4 milioni di dollari a persona all'anno che sopravvivono a un grave TBI3,4,5. L'impatto della TBI è evidenziato dalle significative complicazioni neurocognitive e neuropsichiatriche a lungo termine subite dai suoi sopravvissuti con l'insidiosa insorgenza di disturbi comportamentali, cognitivi e motori chiamati Encefalopatia cronica traumatica (CTE) 6 È possibile: , 7 (in questo stato , 8 (IN vio , 9 (in vie , 10.Anche gli eventi concussivi subclinici, quegli impatti che non provocano sintomi clinici, possono portare a disfunzione neurologica a lungo termine11,12.
I modelli animali per lo studio della TBI sono statiimpiegati dalla fine del 1800 13 . Negli anni '80, è stato sviluppato un impattore pneumatico allo scopo di modellare TBI. Questo metodo è ora indicato come impatto corticale controllato (CCI)14. Il controllo e la riproducibilità del CCI hanno portato i ricercatori ad adattare il modello per l'uso nei roditori15. Il nostro laboratorio utilizza questo modello per indurre TBI tramite un impattonte disponibile in commercio e un dispositivo di azionamento elettronico16,17. Questo modello è in grado di produrre una vasta gamma di stati TBI clinicamente applicabili a seconda dei parametri biomeccanici utilizzati. La valutazione istologica dei cervelli TBI dopo una grave lesione indotta nel nostro laboratorio dimostra una significativa perdita corticale e ippocampale ipsilaterale, nonché edema e distorsione contralaterali. Inoltre, CCI produce un compromissione costante della funzione motoria e cognitiva misurata da analisi comportamentali18. Le limitazioni alla CCI includono la necessità di craniotomia e le spese per l'acquisizione dell'impactor e l'azionamento del dispositivo.
Esistono diversi modelli aggiuntivi di TBI e sono ben consolidati nella letteratura, tra cui il modello di percussioni fluide laterali, il modello di goccia di peso e il modello di lesione esplosiva19,20,21. Mentre ognuno di questi modelli ha i loro vantaggi distinti i loro principali inconvenienti sono lesioni miste, alta mortalità e mancanza di standardizzazione, rispettivamente22. Inoltre, nessuno di questi modelli offre l'accuratezza, la precisione e la riproducibilità del CCI. Regolando i parametri biomeccanici inseriti nel dispositivo azionante, il modello CCI consente allo sperimentatore un controllo preciso sulle dimensioni della lesione, sulla profondità della lesione e sull'energia cinetica applicata al cervello. Questo dà agli investigatori la capacità di applicare l'intero spettro di TBI ad aree specifiche del cervello. Permette anche la più grande riproducibilità dall'esperimento alla sperimentazione.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tutte le procedure sono state approvate dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali della Northwestern University. I topi C57BL/6 sono stati acquistati presso il Jackson Laboratory e il gruppo ospitato in una struttura di barriera presso il Center for Comparative Medicine presso la Northwestern University (Chicago, IL). Tutti gli animali erano alloggiati in ciclo di luce/buio 12/12 h con libero accesso al cibo e all'acqua.
1. Indurre l'anestesia
- Anestesizzare il topo con ketamina (125 mg/kg) e xylazina (10 mg/kg) iniettata per via intraperitonele.
2. Monitoraggio dei segni vitali ogni 15 min
- Monitorare la temperatura, la frequenza respiratoria e il colore della pelle. Il mouse dovrebbe sentire caldo al tatto. La pelle dovrebbe apparire rosa e ben perfusa. La velocità respiratoria dovrebbe variare 50-70 respiri al minuto.
3. Procedure pre-chirurgiche
- Pesare tutti i topi il giorno prima dell'induzione delle lesioni.
- Sterilizzare una serie di strumenti chirurgici automatizzando ogni soggetto sperimentale. Sterilizzare il dispositivo di impatto prima dell'uso.
- Preparare una gabbia di recupero posizionando una gabbia pulita su un pad di riscaldamento elettrico impostato su impostazione "bassa" e posizionato in modo tale che i topi possono allontanarsi dal calore una volta ambulatoriale.
- Impostare la sala operatoria all'interno di un cappuccio sterile a flusso laminare.
- Posizionare il telaio di funzionamento stereotaxic.
- Collegare il dispositivo d'urto al telaio stereotassico.
- Impostare il dispositivo di azionamento con i parametri biomeccanici desiderati per la velocità e il tempo di dimora.
NOTA: In questo protocollo viene descritta una grave lesione cerebrale utilizzando una punta di impatto di 3 mm di diametro tramite una craniectomia di diametro di 5 mm con la velocità impostata a 2,5 m/s e un tempo di perdono di 0,1 s. Un'ampia gamma di parametri biomeccanici può essere utilizzata per indurre l'intero spettro di TBI.
- Indossa nuove attrezzature protettive personali e guanti sterili.
- Rasare la pelliccia dal sito operativo utilizzando clipper elettrici.
- Applicare unguento opamico opfalico protettivo agli occhi del topo per evitare lesioni corneali e asciugatura.
- Posizionare il mouse nella sala operatoria.
- Preparare la pelle con uno scrub chirurgico a base di iodio alternato ad alcool tre volte.
4. Applicazione dell'impatto corticale controllato
- Incise il cuoio capelluto 1 cm nella linea mediana con un bisturi esponendo il cranio.
- Posizionare il mouse all'interno di un telaio operativo stereotassico fissando le ossa temporali bilaterali tra le barre delle orecchie in miniatura e bloccando gli incisivi all'interno di un morsetto incisivo creando una stabile presa a tre punti sulla testa del mouse.
- Ritirare il cuoio capelluto lontano dal sito operativo con un emostatico o pinze di bloccaggio per garantire che il cuoio capelluto non entri in contatto con la punta di perforazione durante la craniectomia.
- Identificare le suture sagittali e coronali sul cranio esposto.
NOTA: Questo protocollo centra la craniectomia 2 mm a sinistra della sutura sagittale e 2 mm rostral alla sutura coronale. - Eseguire una craniectomia utilizzando un trapano con una punta di perforazione trephine.
- Per eseguire la craniectomia, prima attivare il trapano alla massima velocità e quindi applicare la punta di perforazione trephine perpendicolare al cranio nel sito di craniectomia.
- Applicare una pressione delicata e uniforme al trapano una volta che il contatto è fatto con il cranio. Un leggero "dare" si farà sentire una volta che il trapano penetra attraverso il cranio. Non penetrare la dura sottostante.
NOTA: Questo protocollo utilizza una punta di perforazione trephine da 5 mm per eseguire la craniectomia.
- Utilizzare pinze e un piccolo ago ipodermico calibro per rimuovere il lembo osseo, esponendo completamente la dura mater sottostante.
- Ruotare la punta dell'impattante nel campo operativo e abbassarla fino a quando non entra in contatto con la dura mater esposta. Una volta effettuato il contatto, il sensore di contatto dello strumento emetterà un tono udibile per avvisare il chirurgo che il contatto è stato effettuato. Questo contrassegnerà il punto zero da cui è impostata la profondità di deformazione.
NOTA: Questo protocollo utilizza una punta di impatto di 3 mm per generare una grave lesione. Per applicare lesioni più localizzate, possono essere utilizzate punte piccole come 1 mm. - Ritirare la punta di impatto e impostare la profondità di impatto desiderata abbassando la posizione dell'impatto sul telaio stereotassico.
NOTA: In questo protocollo viene descritta una lesione grave impostando la profondità di deformazione su 2 mm. - Applicare la lesione attivando l'impatto sul dispositivo azionante.
- Ruotare il dispositivo di impatto fuori dal campo e rimuovere l'animale dal telaio stereotassico.
5. Chiusura di siti chirurgici
- Controllare il sanguinamento dal cranio e la superficie corticale ferita con la pressione diretta di un applicatore sterile in cotone con punta.
- Asciugare il cranio con un applicatore sterile con punta di cotone.
- Chiudere il cuoio capelluto sopra la craniectomia utilizzando un adesivo chirurgico o sutura monofilamento disponibile in commercio.
NOTA: In questo protocollo viene utilizzato un adesivo chirurgico veterinario per chiudere il cuoio capelluto. Il lembo osseo non viene sostituito e viene scartato.
6. Assistenza e monitoraggio post-operatorii
- Somministrare l'analgesia post-operatoria (ad esempio, il rilascio prolungato di buprenorphine 0,1–0,5 mg/kg somministrato sottocutaneamente fornendo 72 h di analgesia sostenuta).
- Posizionare l'animale nella posizione di recupero del decubito laterale in una gabbia preriscaldata pulita.
- Osservare gli animali fino a quando sveglio e mobile, quindi restituire ogni topo alla sua gabbia di casa.
- Garantire l'accesso gratuito al cibo e all'acqua. L'assunzione normale di cibo e acqua in genere riprende entro una o due ore dall'infortunio.
- Misurare il peso corporeo ogni tre giorni durante l'esperimento.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
L'impattore si monta direttamente sul telaio stereotassico consentendo fino a 10 m di risoluzione per il controllo del punto di impatto, profondità e penetrazione. Le forze elettromagnetiche impiegate possono impartire velocità di impatto che vanno da 1,5 a 6 m/s. Ciò consente una precisione e una riproducibilità senza precedenti su tutta la gamma di TBI clinicamente rilevanti. I ricercatori possono eseguire esperimenti pilota modificando i parametri della lesione, come la dimensione della punta dell'impatto, la velocità di impatto e la profondità di impatto, per determinare i parametri che meglio producono il grado di lesione desiderato. Questo protocollo descrive un Grave TBI alla regione parietotemporale sinistra eseguendo una craniectomia di 5 mm a sinistra della sutura sagittale e una rostrale di 2 mm alla sutura coronale (Figura 1A). Un impatto corticale controllato viene fornito con una punta di impatto di 3 mm a 2,5 m/s e una profondità di deformazione di 2 mm (Figura 2). Le lesioni sono costituite da emorragia subdurale, intraarenschimale e subaracnoidea (Figura 3). I test neurocognitivi un mese dopo questa lesione dimostrano deficit persistenti nella memoria di lavoro, nell'acquisizione delle abilità e nella coordinazione motoria18. La valutazione istologica dei cervelli TBI dopo una grave lesione indotta nel nostro laboratorio dimostra una significativa perdita corticale e ippocampale ipsilaterale, nonché edema e distorsione contralaterali. L'esame della risonanza magnetica del cervello gravemente ferito con questo modello dimostra la perdita progressiva dei tessuti e la sostituzione con liquido cerebrospinale (Figura 4)23. Infine, l'analisi citometrica del flusso di cervelli feriti e farsi mostra una marcata differenza nell'infiltrazione delle cellule infiammatorie nel corso della lesione17,18.
Figura 1: Impostazione dell'attrezzatura per il modello murino di impatto corticale controllato.
(A) Il dispositivo azionante è impostato una velocità di 2,5 m/s e un tempo di permanente di 0,1 s. (B) L'impattore con una punta di impatto di 3 mm è fissato al telaio stereotassico. (C) Un mouse con craniectomia da 5 mm è fissato nel telaio di funzionamento stereotassico con barre auricolari e una barra di incisivo. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Grave TBI tramite impatto corticale a testa aperta.
(A) Il cavo di messa a terra viene ritagliato nella regione posteriore del mouse e la punta d'urto viene abbassata sul dura mater fino a quando il sensore di contatto non si allarma. Questo è il punto zero. (B) La punta d'urto viene ritratta, una profondità di lesione di 2 mm viene composta nel telaio stereotassico e viene applicato l'impatto. (C) Dopo l'applicazione del CCI, la punta d'urto viene ruotata fuori dal campo e il mouse viene recuperato dal telaio stereotaxic. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Esame lordo del cervello del topo dopo un grave TBI indotto dall'impatto corticale controllato.
(A) Cervello da un topo ingenuo di 12 settimane. (B) Cervello da un topo di 12 settimane 24 h dopo aver sostenuto un grave TBI tramite impatto corticale controllato. (C) Cervello da un topo di 12 settimane 7 giorni dopo aver sostenuto un grave TBI tramite impatto corticale controllato. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Valutazione istologica e RM di una TBI grave dopo un impatto corticale controllato.
Ematossilina e eosina (H&E) sezioni coronale macchiate e immagini rappresentative coronale T1-pesato MR. (A) Lesione di Ham, costituita solo da craniotomia. (B) CCI si traduce in un Grave TBI con perdita di grande volume di corteccia (Ctx) nel sito dell'impatto, nonché perdita e distorsione della formazione di ippocampali sottostante (HF) e talamo (TH). (C) La risonanza magnetica a 1 giorno dopo la TBI dimostra un trauma tissutale e un edema sulla corteccia parietotemporale sinistra. (D-E) Le immagini rappresentative dei giorni successivi alla lesione dei giorni 7 e 14 dimostrano un aumento delle aree di iperattenuazione che rappresentano la sostituzione progressiva del tessuto devitalizzato con il liquido cerebrospinale. La figura è stata adattata da Makinde, etal. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Ci sono diversi passaggi che sono fondamentali per l'applicazione di un infortunio affidabile e coerente. In primo luogo, il topo deve raggiungere un piano profondo di anestesia chirurgica garantendo nessun movimento durante l'esecuzione della craniectomia. Mentre numerosi regimi anestetici possono essere utilizzati per indurre l'anestesia generale nei roditori, gli anestetici che inducono depressione respiratoria come anestetici inalazionali possono provocare l'arresto respiratorio quando combinato con un Grave TBI. Questo protocollo utilizza ketamina (125 mg/kg) e xylazina (10 mg/kg) iniettata per via intraperitamente. Questa combinazione di farmaci produce un piano chirurgico di anestesia entro 5 min dalla somministrazione per una durata di circa 30-45 min. Inoltre, questa combinazione di farmaci non provoca depressione respiratoria. Il prossimo passo critico è la performance della craniectomia. La craniectomia deve sempre essere eseguita con una punta di perforazione trephine fresca ad alta velocità per garantire che il calore minimo e le vibrazioni vengano trasmessi al cervello del topo. Il calore e le vibrazioni possono causare danni al tessuto cerebrale adiacente al di fuori dell'area del CCI che portano a dimensioni incoerenti e meccanismo di lesioni tra soggetti ed esperimenti. Successivamente, la testa del topo deve essere saldamente fissata all'interno del telaio stereotassico prima dell'applicazione del CCI per garantire che la profondità e la posizione della lesione siano coerenti tra le applicazioni di lesioni. Le barre auricolari in miniatura e un morsetto incisivo sono componenti essenziali per fissare correttamente la testa del mouse all'interno del telaio stereotassico. Infine, è fondamentale utilizzare un dispositivo con un sensore di contatto. Il sensore indicherà il punto esatto di contatto tra la punta d'impatto e la dura mater esposta. Questo permette allo sperimentatore di notare l'esatto punto zero da cui è possibile impostare la profondità della lesione con il telaio stereotassico garantendo un grado di lesione preciso e riproducibile.
Per garantire che il cuoio capelluto inciso sia al di fuori del campo al momento della CCI, è spesso necessario utilizzare un retrattore come morsetto o pinze per tirare il cuoio capelluto lontano dal sito di craniectomia. Se il cuoio capelluto ricadrà nel campo CCI quando viene applicata la lesione, la dimensione e la gravità della lesione saranno inaffidabili. Inoltre, anche se è imperativo assicurarsi che la testa del topo sia immobilizzata all'interno del telaio stereotassico, lo sperimentatore deve assicurarsi che la fissazione non comprovia la respirazione. L'ipossia al momento della lesione secondaria alla respirazione limitata introdurrà una forma secondaria di lesione rendendo il grado, la gravità e il meccanismo della lesione inaffidabili tra soggetti sperimentali.
Data la capacità di specificare con precisione più parametri biomeccanici, CCI è uno dei metodi più coerenti e affidabili per indurre lesioni cerebrali traumatiche nei modelli di roditori15. Tuttavia, ci sono una serie di limitazioni che lo sperimentatore dovrebbe essere a conoscenza quando si sceglie quale modello di TBI è più appropriato per rispondere alla loro domanda scientifica22. CCI soffre delle stesse limitazioni di tutti i modelli preclinici di lesione cerebrale in quanto richiede l'anestesia e una procedura chirurgica (craniectomia) prima dell'induzione della lesione. Sia l'anestesia che la craniectomia sono in grado di generare una risposta infiammatoria e devono essere considerate come potenziali fattori di confondazione durante l'analisi dei dati24. Inoltre, anche se il CCI produce una lesione affidabile e coerente, la maggior parte delle TBI nei pazienti umani sono diffuse e si verificano attraverso più meccanismi simultanei25. Questo può rendere problematica la traduzione diretta ai pazienti affetti da TBI umano, poiché la CCI produce una lesione focale con vari gradi di effetti diffusi a seconda della gravità della lesione applicata. Infine, CCI richiede l'acquisto e la manutenzione di diversi componenti meccanici che possono rivelarsi proibitivi per alcuni gruppi di ricerca. Senza un'adeguata manutenzione dei componenti meccanici, ci può essere una deriva sostanziale nei parametri biomeccanici effettivi applicati dall'esperimento all'esperimento24.
L'identificazione dei controlli appropriati per ogni esperimento è fondamentale. I topi feriti da Sham sono un controllo importante in ogni esperimento. Il gruppo di lesioni sham dovrebbe ricevere anestesia, incisione del cuoio capelluto, posizionamento nel telaio stereotassico e analgesia post-operatoria. Tuttavia, il gruppo di farsi male non dovrebbe subire craniectomia. Il trasferimento di vibrazioni e calore dalla craniectomia, anche se eseguita rapidamente con precisione esperta, provoca una lieve lesione cerebrale traumatica. Anche se questa lesione è difficile da vedere grossolanamente, è facilmente identificabile microscopicamente. Infine, gli sperimentatori dovrebbero considerare l'utilizzo di un gruppo di topi ingenui a corrispondenza di età per escludere eventuali cambiamenti normali che si verificano all'interno del cervello come l'età dei topi.
Nonostante le limitazioni, CCI rimane il modello più coerente e riproducibile per indurre TBI nei roditori. CCI è facile da standardizzare tra soggetti ed esperimenti rispetto ai metodi alternativi di indurre TBI e consente ai ricercatori di applicare l'intero spettro di TBI alle regioni anatomiche definite con precisione del cervello. Il protocollo precedente descrive l'applicazione di un grave TBI alla corteccia parietotemporale sinistra in un mouse. Questo modello utilizza una craniectomia da 5 mm eseguita con una punta di perforazione trephine ad alta velocità. Una punta di impatto di 3 mm viene utilizzata con una profondità di lesione di 2 mm ad una velocità di 2,5 m/s e un tempo di permaneo di 0,1 s. Se applicato in modo appropriato, e quando il soggetto sperimentale è adeguatamente recuperato, è possibile ottenere un tasso di sopravvivenza a lungo termine che si avvicina al 100% consentendo di eseguire studi a breve, intermedio e a lungo termine di Murine TBI da eseguire.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Gli autori non hanno conflitti di interesse finanziari.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato supportato dal National Institutes of Health Grant GM117341 e dall'American College of Surgeons C. James Carrico Research Fellowship a S.J.S.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| AnaSed Injection Xylazine Sterile Solution | LLOYD, Inc. | 5939911020 | |
| Buprenorphine SR Lab 0.5mg/mL | Zoopharm-Wildlife Pharmaceuticals USA | BSRLAB0.5-182012 | |
| High Speed Rotary Micromotor KiT0 | Foredom Electric Company | K.1070 | |
| Imapact one for Stereotaxix CCI | Leica Biosystems Nussloch GmbH | 39463920 | |
| Ketathesia Ketamine HCl Injection USP | Henry Schein, Inc | 56344 | |
| Mouse Specific Stereotaxic Base | Leica Biosystems Nussloch GmbH | 39462980 | |
| Trephines for Micro Drill | Fine Science Tools, Inc | 18004-50 |
References
- Faul, M. Traumatic Brain Injury in the United States: Emergency Department Visits, Hospitalizations and Deaths 2002-2006. , Centers for Disease Control and Prevention, National Center for Injury Prevention and Control. Atlanta (GA). (2010).
- Roozenbeek, B., Maas, A. I., Menon, D. K. Changing patterns in the epidemiology of traumatic brain injury. Nature Reviews Neurology. 9 (4), 231-236 (2013).
- Corso, P., Finkelstein, E., Miller, T., Fiebelkorn, I., Zaloshnja, E. Incidence and lifetime costs of injuries in the United States. Injury Prevention. 12 (4), 212-218 (2006).
- Pearson, W. S., Sugerman, D. E., McGuire, L. C., Coronado, V. G. Emergency department visits for traumatic brain injury in older adults in the United States: 2006-08. Western Journal of Emergency Medicine. 13 (3), 289-293 (2012).
- Whitlock, J. A. Jr, Hamilton, B. B. Functional outcome after rehabilitation for severe traumatic brain injury. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 76 (12), 1103-1112 (1995).
- Schwarzbold, M., et al. Psychiatric disorders and traumatic brain injury. Neuropsychiatric Disease and Treatment. 4 (4), 797-816 (2008).
- Whelan-Goodinson, R., Ponsford, J., Johnston, L., Grant, F. Psychiatric disorders following traumatic brain injury: their nature and frequency. Journal of Head Trauma Rehabilitation. 24 (5), 324-332 (2009).
- Peskind, E. R., Brody, D., Cernak, I., McKee, A., Ruff, R. L. Military- and sports-related mild traumatic brain injury: clinical presentation, management, and long-term consequences. Journal of Clinical Psychiatry. 74 (2), 180-188 (2013).
- Martin, L. A., Neighbors, H. W., Griffith, D. M. The experience of symptoms of depression in men vs women: analysis of the National Comorbidity Survey Replication. JAMA Psychiatry. 70 (10), 1100-1106 (2013).
- Makinde, H. M., Just, T. B., Cuda, C. M., Perlman, H., Schwulst, S. J. The Role of Microglia in the Etiology and Evolution of Chronic Traumatic Encephalopathy. Shock. 48 (3), 276-283 (2017).
- Belanger, H. G., Vanderploeg, R. D., McAllister, T. Subconcussive Blows to the Head: A Formative Review of Short-term Clinical Outcomes. Journal of Head Trauma Rehabilitation. 31 (3), 159-166 (2016).
- Carman, A. J., et al. Expert consensus document: Mind the gaps-advancing research into short-term and long-term neuropsychological outcomes of youth sports-related concussions. Nature Reviews Neurology. 11 (4), 230-244 (2015).
- Kramer, S. P. A Contribution to the Theory of Cerebral Concussion. Annals of Surgery. 23 (2), 163-173 (1896).
- Lighthall, J. W. Controlled cortical impact: a new experimental brain injury model. Journal of Neurotrauma. 5 (1), 1-15 (1988).
- Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 39 (3), 253-262 (1991).
- Schwulst, S. J., Trahanas, D. M., Saber, R., Perlman, H. Traumatic brain injury-induced alterations in peripheral immunity. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 75 (5), 780-788 (2013).
- Trahanas, D. M., Cuda, C. M., Perlman, H., Schwulst, S. J. Differential Activation of Infiltrating Monocyte-Derived Cells After Mild and Severe Traumatic Brain Injury. Shock. 43 (3), 255-260 (2015).
- Makinde, H. M., Cuda, C. M., Just, T. B., Perlman, H. R., Schwulst, S. J. Nonclassical Monocytes Mediate Secondary Injury, Neurocognitive Outcome, and Neutrophil Infiltration after Traumatic Brain Injury. Journal of Immunology. 199 (10), 3583-3591 (2017).
- Thompson, H. J., et al. Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation. Journal of Neurotrauma. 22 (1), 42-75 (2005).
- Marmarou, A., et al. A new model of diffuse brain injury in rats. Part I: Pathophysiology and biomechanics. Journal of Neurosurgery. 80 (2), 291-300 (1994).
- Reneer, D. V., et al. A multi-mode shock tube for investigation of blast-induced traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 28 (1), 95-104 (2011).
- Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. Animal Models of Traumatic Brain Injury and Assessment of Injury Severity. Molecular Neurobiology. , (2019).
- Makinde, H. M., et al. Monocyte depletion attenuates the development of posttraumatic hydrocephalus and preserves white matter integrity after traumatic brain injury. PLoS One. 13 (11), e0202722 (2018).
- Osier, N. D., Dixon, C. E. The Controlled Cortical Impact Model: Applications, Considerations for Researchers, and Future Directions. Frontiers in Neurology. 7, 134 (2016).
- Iaccarino, C., Carretta, A., Nicolosi, F., Morselli, C.
