Summary
Il metodo descrive lesioni cerebrali ipossichee-ischemiche e iperossiche ipossiche-iposiche e iperossiche nel furetto P17 per modellare la complessa interazione tra infiammazione prolungata e lesioni cerebrali ossidative sperimentate in un certo numero di neonati pretermine tardivi.
Abstract
Vi è una continua necessità di modelli clinicamente rilevanti di infezione peritale e ipossia-ischemia (HI) in cui testare gli interventi terapeutici per i neonati con la sequela neurologica della prematurità. I furetti sono candidati ideali per modellare il cervello umano pretermine, in quanto nascono lissencefalico e sviluppano cervelli gyrencephalic postnatally. Alla nascita, lo sviluppo del cervello del furetto è simile a un feto umano di 13 settimane, con 17 kit postnatali (P) considerati equivalenti a un neonato a 32-36 settimane di gestazione. Descriviamo un modello di lesione nel furetto P17, dove la somministrazione di lipopolioaccharide è seguita da ischemia cerebrale bilaterale, ipossia e iperossia. Questo simula la complessa interazione di infiammazione prolungata, ischemia, ipossia, e lo stress ossidativo sperimentato in un certo numero di neonati che sviluppano lesioni cerebrali. Gli animali feriti mostrano una serie di gravità grave delle lesioni, con cambiamenti morfologici nel cervello, tra cui restringimento di più gyri corticali e solci associati. Gli animali feriti mostrano anche un rallentamento dello sviluppo dei riflessi, una velocità di locomozione più lenta e variabile in una passerella automatizzata e una diminuzione dell'esplorazione in un campo aperto. Questo modello fornisce una piattaforma in cui testare le terapie putative per i neonati con encefalopatia neonatale associata a infiammazione e HI, studiare i meccanismi di lesione che influenzano lo sviluppo corticale e studiare le vie che forniscono resilienza animali inalterati.
Introduction
Vi è un continuo bisogno di modelli animali di grandi dimensioni che riflettano la fisiopatologia della prematurità e dell'ipossia-ischemia perinata in cui è possibile testare gli interventi terapeutici per i neonati. Nel 2017, il 9,93% dei 382.726 neonati nati negli Stati Uniti sono nati prima di termine, e l'84% di questi neonati sono nati tra 32 e 36 settimane di gestazione1. Nei neonati prematuri, l'esposizione perinatale a infezioni o infiammazioni è comune, dove l'attivazione immunitaria materna dovuta a patogeni virali o batterici può avviare il lavoro pretermine. Postnatalmente, i neonati pretermine sono ad alto rischio di sepsi di esordio precoce o tardivo2. I neonati pretermine spesso sperimentano anche periodi di ipossia, ipotensione ed iperossia a causa del loro sistema cardiorespiratorio immaturo, dell'elevata tensione dell'ossigeno nell'atmosfera rispetto a quelli sperimentati in utero e delle esposizioni iatrogeniche. Inoltre, nei neonati pretermine, le difese antiossidanti sono immature3 e i fattori pro-apoptotici sono naturalmente upregolati4. Lo stress ossidativo e la morte cellulare portano all'attivazione del sistema immunitario e della neuroinfiammazione. Questi fattori combinati sono pensati per contribuire alla vulnerabilità dello sviluppo e fisiologica del cervello, e provocare o esacerbare l'encefalopatia associata a scarsi esiti dello sviluppo nei neonati pretermine5,6,7.
A causa delle somiglianze fisiche e di sviluppo che il cervello del furetto condivide con il cervello umano, il furetto è una specie attraente in cui modellare le lesioni cerebrali8,9,10,11,12. I traghetti sono anche candidati ideali per modellare il cervello umano pretermine, in quanto nascono lissencefalico e sviluppare cervelli gyrencephalic postnatally, che fornisce una finestra in cui esporre il cervello in via di sviluppo agli insulti che imitano quelli sperimentati dai neonati nati pre-term. Alla nascita, lo sviluppo del cervello del furetto è simile a un feto umano di 13 settimane, con 17 kit postnatali (P) considerati equivalenti a un neonato a 32-36 settimane di gestazione13.
Il nostro gruppo ha recentemente pubblicato un modello di lesione cerebrale estremamente pretermine (<28 settimane di gestazione) nel furetto P10 combinando la sensibilizzazione infiammatoria con Escherichia coli lipopolysaccharide (LPS) con successiva esposizione all'ipossia e all'iperossia12. Nel seguente protocollo, ora descriviamo un modello pretermine tardivo nel furetto P17, dove la sensibilizzazione LPS è seguita da ischemia cerebrale bilaterale, ipossia e iperossia. Ciò si traduce in lesioni più gravi in un sottoinsieme di animali, e più da vicino modella la complessa interazione di infiammazione prolungata, ischemia, ipossia e stress ossidativo sperimentato in un certo numero di neonati pretermine che sviluppano lesioni cerebrali.
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Protocol
Le procedure sono state eseguite in conformità con la Guida NIH per la cura e l'uso degli animali da laboratorio e come parte di un protocollo approvato dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali dell'Università di Washington.
1. Preparazione e amministrazione LPS
NOT: Fare riferimento alla Figura 1 per una sequenza temporale delle procedure.
- Prima di iniziare la procedura, sigillare, sterilizzare e autoclave tutti gli strumenti chirurgici e tende chirurgiche. Preparare farmaci preoperatori in fiale sterili. Calcolare la portata necessaria per sostituire l'aria nella camera ipossia/iperossia con il gas sperimentale in 8-10 min.
- Preparare il lipopolissaccharide (LPS da E. coli 055:B5) in salina sterile per produrre una concentrazione di 1 mg/mL. Rimuovere i kit di furetto P17 dalle loro jill. Pesare e numerarli. Randomizzare gli animali per cucciolata e sesso ai gruppi di controllo o feriti (o trattamento).
- Utilizzando una siringa insulinica di 300 l, somministrare 3 mg/kg di LPS intraperitonealmente ai kit del gruppo di lesioni e un volume equivalente di veicolo saline sterile (3 l/g) per controllare gli animali.
- Collocare gli animali in una camera all'interno di un bagno d'acqua a 37-40 gradi centigradi al fine di mantenere una temperatura rettale bersaglio di 36-37 gradi centigradi durante tutte le procedure chirurgiche.
2. Anestesia
- Durante la procedura, monitorare continuamente la temperatura, la frequenza respiratoria e la frequenza cardiaca dell'animale.
- Somministrare buprenorfine (0,05 mg/kg) sottocutaneamente 30 min prima della procedura chirurgica. Indurre l'anestesia in una miscela di 3% isoflurane bilanciato con 100% di ossigeno. Togliere il kit dalla camera di induzione e posizionarlo supina su una coperta d'acqua chirurgica drappeggiata impostata a 37 gradi centigradi. Trasferire l'anestesia al cono del naso e ridurre il livello di isoflurane al 2-3%.
3. Preparazione chirurgica
- Utilizzando piccoli tagliacapelli rimuovere tutti i capelli sulla regione del collo ventrale. Rasare in un modello rettangolare con cura per evitare di intaccare la pelle o generare eruzione cutanea rasoio. Somministrare l'anestesia locale nell'area rasata utilizzando lidocaina intradermica (4 mg/kg) e bupivacaina (2,5 mg/kg).
- Preparare il collo alternando l'applicazione di povidone-iodio e 70% scrub etanolo con tamponi sterili di cotone. Ripetere lo scrub in modo che povidone-iodio e 70% etanolo sono applicati 3x in modo alternato.
- Confermare la profondità di anestesia in assenza di riflesso del pizzicotto. Mantenere il livello di isoflurane alla percentuale minima richiesta per un piano chirurgico di anestesia. Utilizzando sterili tende ritagliati usa e getta che espongono la regione del collo, drappeggiare l'animale.
4. Legatura bilaterale dell'arteria Carotide
- Con una lama bisturi monouso #11, fai un'incisione mediana di 1,5 cm al centro del collo. Usando emostati fini e pinze curve, sezionare smussatamente fino all'arteria carotide sinistra. Dissezionare l'arteria lontano dal fascio neurovascolare associato.
- Utilizzando un paio di pinze sottili curve, passare una lunghezza in loop di 10 cm di sutura di seta sterile 5-0 sotto l'arteria. Tagliare la sutura a metà. Ligate l'arteria legando saldamente entrambe le lunghezze di sutura, lasciando almeno 2 mm tra i nodi. Transettale l'arteria carotide sinistra tra le suture, avendo cura di lasciare il nervo intatto.
- Ripetere la dissezione sul lato destro. Ricorrerla reversibilmente l'arteria carotide destra con una singola cravatta ombelicale sterile da 1/8 di pollice. Chiudere la ferita con clip chirurgiche della pelle.
- Lasciare all'animale il recupero in un bagno d'acqua a temperatura controllata per almeno 30 min prima dell'ipossia.
NOT: Se le arterie non sono completamente isolate dal resto del fascio neurovascolare, l'aumento della mortalità può essere visto prima o durante l'ipossia successiva.
5. Ipossia sequenziale, iperossia e ipossia
- Durante l'ipossia e l'iperossia, alterare la temperatura del bagno d'acqua, se necessario, per mantenere la temperatura rettale durante l'ipossia a 37 gradi centigradi nell'animale sentinella.
- Posizionare gli animali nel gruppo delle lesioni in una camera ermetica all'interno di un bagno d'acqua. Monitorare continuamente la concentrazione di ossigeno all'interno della camera, così come la temperatura rettale in almeno un animale sentinella. Sciacquare la camera con ossigeno umido 9% (91% di azoto) quindi mantenere una portata di 3-5 L/min, a seconda delle dimensioni della camera. Una volta che la concentrazione di ossigeno nella camera ha raggiunto il 9%, continuare per 30 min.
- Dopo 30 min, passare alla fornitura di gas all'80% di ossigeno umidizzato (20% di azoto) e consentire alla camera di raggiungere la concentrazione obiettivo in base alla portata e alle dimensioni della camera. Continuare per 30 min di iperossia. Aprire la camera per consentirgli di raggiungere più rapidamente la normossia con un'aria ambiente.
- Sigillare la camera e lavare con il 9% di ossigeno umidizzato. Monitorare continuamente tutti gli animali visivamente, prendendo nota di animali che mostrano bradypnea. Una volta che la concentrazione di ossigeno nella camera ha raggiunto il 9%, continuare per 30 min. Se la mortalità intra-ipossica (arresto respiratorio) in uno qualsiasi degli animali è osservata prima della fine del periodo di 30 min, terminare immediatamente l'ipossia.
6. Inversione della ligazione arteriosa Carotide Destra
- Riportare gli animali nell'area chirurgica e indurre l'anestesia in una miscela del 3% di isoflurane bilanciata con 100% di ossigeno. Trasferire l'anestesia al cono naso e ridurre il livello di isoflurane al 2-3%. Rimuovere le clip chirurgiche della ferita e ripreparare l'area della ferita con povidone-iodio. Confermare la profondità di anestesia in assenza di riflesso del pizzicotto. Mantenere il livello di isoflurane alla percentuale minima richiesta per un piano chirurgico di anestesia. Utilizzando sterili tende ritagliati usa e getta che espongono la regione del collo, drappeggiare l'animale.
- Utilizzando pinze curve, identificare e slegare il nastro ombelicale dall'arteria carotide destra. Chiudere la ferita con clip chirurgiche della pelle.
7. Recupero e gestione della temperatura
- Restituire tutti i kit alle loro jill per 60 min, per l'assistenza infermieristica e il recupero. Dopo 60 min, riportare gli animali feriti ai bagni d'acqua a 37-40 gradi centigradi per 6 h, regolando la temperatura dell'acqua in base alle esigenze al fine di mantenere la temperatura rettale a 36-37 gradi centigradi. Riporta i kit alle loro jill.
- Rimuovere le clip chirurgiche 10–14 giorni dopo l'intervento chirurgico (P27–P31).
8. Test di riflesso
- Eseguire tutti i test di riflesso ogni giorno da P21-P28 e almeno 3 volte a settimana da P28-P42, pur rimanendo accecati al gruppo di esposizione (o trattamento). Prima della prova di riflesso, posizionare i kit in una camera con assistenza termica (bagno d'acqua, terrima, ecc.) per 1 ora. Per ogni test, completare tutte le prove per kit prima di testare il kit successivo.
- Geotaxis negativi (25o)
- Posizionare una tavola piatta (16 1/2 in. x 12 in.) avvolta in un protettore da parte assorbente contro un oggetto in modo che la tavola formi un angolo di 25 gradi con il tavolo. Posizionare un kit sul tavolo incline e rivolto in discesa, circa il 75% della salita della scheda.
- Assicurarsi che il corpo del kit sia dritto e che abbia tutte e quattro le zampe afferrate contro la tavola prima di rilasciarla. Non appena il kit è posizionato, avviare la valutazione del tempo.
- Registrare il momento in cui il kit riesce a ruotare il suo corpo di 90 gradi rispetto alla sua posizione di partenza. Registrare il momento in cui il kit ruota il suo corpo di 180 gradi e fa un passo completo verso la parte superiore della scheda. Esegui 3 prove alla pendenza di 25 gradi prima di passare al test successivo.
- Geotaxis negativi (45o)
- Eseguire 3 prove del test di geotassi negativo descritto in precedenza di nuovo, questa volta con la scheda impostata su un angolo di 45 gradi.
- Avversione della scogliera
- Posizionare una piattaforma imbottita intorno a 1 piede sotto la sporgenza per ridurre al minimo le lesioni ai kit se cadono.
- Posizionare un kit rivolto verso il secondo, e perpendicolare al bordo del banco di laboratorio. Assicurarsi che il corpo del kit sia dritto, con le zampe anteriori a filo con il bordo. Iniziare la valutazione dell'ora dal momento in cui il kit viene posizionato. Fare attenzione a distinguere tra il movimento cosciente lontano dalla scogliera e altri movimenti spontanei che non comportano camminata coordinata.
- Registrare il momento in cui il kit allontana il suo corpo dal bordo (definito come il kit che esegue il backup, girando il suo corpo o spostando gli arti anteriori lontano dal bordo). Registrare il tempo di completamento del kit nella direzione opposta del bordo (definito come qualsiasi direzione o angolo oltre una rotazione di 90 gradi dalla sua posizione iniziale verso il bordo).
- Esegui 3 prove di avversione sulla scogliera per kit prima di passare alla prova successiva.
- Riflesso di raddaddoramento
- Posizionare un kit supine sulla panca, tenendolo delicatamente in quella posizione prima di rilasciarlo e contemporaneamente iniziando il cronometro. Registrare il tempo in cui il kit si ferma con tutte e quattro le zampe contemporaneamente piatte contro la panca in posizioni di peso. Registrare il tempo in cui il kit fa un passo completo in qualsiasi direzione (definito come il posizionamento di tutte e quattro le zampe per ottenere progressi in una determinata direzione senza rotazione o trascinamento del corpo).
- Eseguire 5 prove del test riflesso di raddalquio per animale.
- Dopo che ogni kit ha completato le 5 prove reflex di raddendamento, restituisci la cucciolata alla Jill.
9. Test in passerella
- Su P42, rimuovi i kit dalla Jill. Mettere i kit in gabbie di plastica circa 10 min prima del test, in modo che possano acclimatarsi all'ambiente. Spegnere le luci nella sala prove per assicurarsi che la luce ambientale non influisca sulla funzione della passerella.
- Creare un nuovo esperimento nel software pertinente. Regolare le impostazioni sperimentali in modo che la durata massima di esecuzione non superi 10,00 s e la durata minima di esecuzione non sia inferiore a 1,50 s. Impostare la variazione di velocità massima in modo che non superi il 60%. Impostare un requisito minimo di tre esecuzioni conformi per ogni animale.
- Regolare la larghezza della passerella rispetto alle dimensioni dell'animale in modo che sia in grado di locomote liberamente senza toccare le pareti pur rimanendo abbastanza stretto da scoraggiare la svolta. Aggiungere una nuova impostazione di rilevamento nella scheda Profili impostazioni di rilevamento utilizzando il rilevamento automatico. Utilizzare le stesse impostazioni di rilevamento per tutte le cucciolate e gli animali di una determinata età.
- Pulire accuratamente la passerella con un tessuto di carta basso e 70% di etanolo prima e dopo ogni animale. Pulire regolarmente le zampe del furetto per migliorare la precisione di rilevamento e classificazione. Una volta che la passerella e l'animale sono preparati, iniziare l'acquisizione di prova.
- Sospendere l'acquisizione per pulire la passerella se le impronte si accumulano sul vetro o se gli animali passano urina o feci. Interrompere l'acquisizione una volta che il software passerella ha riconosciuto tre esecuzioni conformi in base alle impostazioni dell'esperimento predeterminate.
10. Test sul campo aperto (P42)
- Utilizzare una scatola acrilica non porosa (55 cm x 55 cm x 40 cm di altezza) verniciata di bianco opaco. Posizionare la fotocamera in modo che sia centrata direttamente sopra la casella e tutte e quattro le pareti vengano catturate. Pulire l'arena di prova con il 70% di etanolo prima del primo utilizzo e tra gli animali.
- Nel relativo software, selezionare Nuovo modello da e Applica un modello predefinito. Continuare la procedura di configurazione selezionando in sequenza Oggetto Tipo: Altro; modello Arena: Campo aperto, quadrato; Modello di zona: Centro, bordo, angoli; Caratteristiche da tracciare: Punto centrale.
- Apri Impostazioni arena e prendi l'immagine di sfondo dall'ingresso della telecamera, assicurandoti che le cime delle pareti dell'arena siano visibili. Calibrare le dimensioni dell'arena utilizzando lo strumento scala.
- Regolare le zone di arena predefinite ridimensionando i contorni per adattarli alle zone del muro (NW, NE, SW, SE) e alle zone del pavimento (in alto a sinistra, in alto al centro, in alto a destra, al centro sinistro, al centro, al centro destro, in basso a sinistra, in basso, in basso, in basso a destra). Convalidare l'impostazione per verificare che nessuna zona si sovrapponga.
- Aprire la finestra Acquisizione e premere Avvia acquisizione. Posizionare il furetto al centro dell'arena di prova orientata in modo tale da essere coerente per ogni soggetto di prova. Lasciare che il furetto si muova liberamente in tutta l'arena per un periodo di 5 min. Al termine del periodo di test, premere Interrompi acquisizione. Ripetere la procedura con il furetto successivo.
NOT: Tutti gli sperimentatori nella stanza dovrebbero posizionarsi inosservabili dal furetto e rimanere in silenzio durante il periodo di prova.
11. Fissazione-perfusione
- Su P42, anetizzare profondamente i kit con il 5% di isoflurane. Somministrare un sovradosaggio pentobarbitale (120-150 mg/kg i.p.). Garantire l'anestesia profonda per mancanza di risposta al pizzico e alla perdita dei movimenti respiratori.
- Trasferire l'animale in una cappa di fumi. Aprire il torace e bloccare l'aorta discendente con gli emostati fini. Taglia l'atrio destro. Utilizzando una pompa di perfusione, perfedire il ventricolo sinistro con 60 mL di salina sterile ad una velocità di 30 mL/min.
- Decapitare la carcassa, e rimuovere il cervello dal cranio utilizzando forbici, pinze, rongeurs, e una spatola. Scatta fotografie ad alta risoluzione degli aspetti dorsali, ventrali e laterali di ogni cervello. Post-fissare il cervello in formalina per almeno 48 h.
12. Misurazione del cervello Ex Vivo
- Togliere il cervello dalla formalina (passaggio 11.3) e posizionare su un tovagliolo di carta per assorbire il liquido in eccesso.
- Utilizzando una pinza elettronica, misurare l'altezza del cervello posizionando le punte della pinza negli aspetti dorsali e ventrali del cervello. Misurare la lunghezza del cervello posizionando le punte della pinza al bulbo olfattivo e il bordo più posteriore del lobo occipitale. Misurare la larghezza del cervello posizionando le punte della pinza nelle porzioni più laterali dei lobi temporali. Pesare il cervello.
- Misurare la fessura longitudinale (anteriore e posteriore al solco crociato), ilzo laterale, suprasylvian sulci, coronal sulci, pseudosilvian sulci, ansinate sulci, cruciato sulci, presilvian sulci, gyri laterale, suprasylvian gyri, sigmoide gyri ( anteriore e posteriore), gyri coronale, gyri ectosylvian (anteriore e posteriore) e giro orbitale. Misurare tutti i sulci dall'inizio e dalla fine della porzione più distinta del solco corrispondente. Misurare tutti i gyri dall'aspetto più ampio di ogni giro corrispondente.
- Misurare la quantità di cervelletto esposto posizionando una punta della pinza nel punto più posteriore della fessura longitudinale e posizionando l'altra punta della pinza nella parte più posteriore del cervelletto.
NOT: L'atlante del cervello del furetto, come si trova in Biologia e Malattie del Ferret14, è stato utilizzato per sviluppare le misurazioni del cervello del furetto ex vivo.
13. Punteggio di infortunio lordo
- Utilizzando le fotografie scattate nel passaggio 11.3., applicare i criteri di punteggio nei passaggi 13.2–13.4 per valutare le lesioni cerebrali lorde (scala 0–9) pur rimanendo accecate a gruppi di esposizione (o trattamento).
- Valutare la fessura longitudinale. Se sembra normale, assegnare un punteggio pari a 0. Se è leggermente allargato (circa 2x larghezza normale), ma l'aumento della larghezza è incompleto lungo la lunghezza della fessura, assegnare un punteggio di 1. Se è moderatamente allargato (circa 2-3 volte normale), assegnare un punteggio di 2. Se è notevolmente allargato, con uno spazio visibile >3x larghezza normale lungo la maggior parte della lunghezza della fessura, applicare un punteggio di 3.
- Valutare il solco laterale. Se mostrano una definizione normale, con separazione del gyri laterale e del gyri suprasylvian, assegnare un punteggio pari a 0. Se si osserva una lieve definizione ridotta unilaterale o bilaterale del solco, in particolare nella porzione caudale, con un restringimento minimo dei lobi frontali e temporali rispetto ai lobi occipitali, assegnare un punteggio di 1.
- Se si vede una definizione moderatamente ridotta dei sulci, con depressione del giroi soprasilviano, restringimento dei gyri coronale ed ectosilviani e lieve restringimento dei lobi frontali e temporali rispetto ai lobi occipitali, assegnare un punteggio di 2. Se si vede la degenerazione cistica unilaterale, con un minimo cambiamento dell'emisfero contralaterale, assegnare un punteggio di 3. Se è presente una cattiva definizione dei solci laterali, con degenerazione cistica o grave bilaterale dei lobi occipiali e temporali, assegnare un punteggio di 4.
- Valutare la parte visibile del cervelletto. Se sembra normale, con (<75% dei vermi e <66% degli emisferi visibili, assegnare un punteggio pari a 0. Se il 75-90% dei vermi e il 66% degli emisferi sono visibili, assegnare un punteggio pari a 1. Se la maggior parte del cervelletto è visibile, mostrando tutti i vermi e il 66% degli emisferi, assegna un punteggio di 2.
14. Analisi dei dati
- Per i dati di test dei riflessi, assegnare i guasti un punteggio di 61 s per consentirne la confronto con i successi alla fine del tempo (60 s), ma con una classificazione peggiore nell'analisi statistica. Calcolare un'area sotto la curva per ogni animale nel tempo in ciascuna delle prove reflex.
- Regolare i dati della passerella che comportano la dimensione della zampa della pressione in base al peso dell'animale.
- Analizzare i dati utilizzando metodi statistici non parametrici, descrivendo i dati utilizzando l'intervallo mediano e interquartile (IQR).
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Representative Results
Di 34 animali (n - 18 maschi, n - 16 femmine) provenienti da sei cucciolate esposte all'insulto, otto animali (24%; n - 4 maschi, n - 4 femmine) sono morti durante il secondo periodo di ipossia (n . 5), durante la gestione della temperatura (n ) o durante la notte dopo l'insulto (n . 1). Nel gruppo ferito, nove dei 26 sopravvissuti (35%) aveva visibile lesione lorda. Cinque animali (n - 5 maschi) hanno avuto lesioni moderate, e quattro animali (n 2 maschi, n - 2 femmine) hanno avuto gravi lesioni, definite rispettivamente come punteggi di patologia lorda di 2-5 e 6-9(Figura 2A). Gli animali esposti all'insulto hanno quindi un rischio del 50% di morte o lesioni lorde significative. Con l'aumentare delle lesioni, si osserva il restringimento dei gyri nei lobi temporali e/o occipitali, con accorciamento solco associato, ampliamento della fessura longitudinale e ampie aree di perdita di tessuto cistico negli animali più gravemente feriti (Figura 2B). Negli animali feriti sopravvissuti (n : 26; n - 14 maschi, n - 12 femmine), si osserva una significativa esposizione del cervelletto(Figura 3A), così come l'accorciamento della fessura longitudinale (Figura 3D). C'è anche un significativo restringimento del giro ectosylvian coronale ed anteriore (Figura 3B,E), così come l'accorciamento del solco laterale e soprasillviano (Figura 3C,F). Il peso mediano (IQR) del peso cerebrale era di 8,1 g (7,9–9,7 g, n - 6) negli animali di controllo e 7,0 g (6,5-7,7 g) negli animali feriti (n - 26, p - 0,005). Negli animali di controllo, la lunghezza mediana del cervello (IQR) era di 28,9 mm (27,8–29,6 mm, n - 6) rispetto a 27,5-38,0 mm, n 26) negli animali feriti (p - 0,007). Modelli simili sono osservati in tutto il cervello, con larghezza mediana e altezza del 5-7% più piccole negli animali feriti. Le strutture anatomiche sia sul lato sinistro che su quello destro sono influenzate in modo simile, senza differenza tra gli emisferi. Vedere la Figura 1B per le rappresentazioni delle posizioni anatomiche. Durante il periodo di test dei riflessi (P21–P39), gli animali feriti mostrano un tempo più lento per ruotare nell'attività di geotassi negativa (Figura 4A), un tempo più lento per ruotare lontano dal bordo nell'attività di avversione della scogliera (Figura 4B) e il tempo più lento a destra (Figura 4C). In passerella, gli animali feriti hanno una velocità media simile ai controlli (Figura 5A), ma mostrano un grado significativamente maggiore di variazione della velocità durante ogni corsa (Figura 5B). La distanza regolata in peso tra zampe anteriori e zampe posteriori (posizione di stampa) è significativamente maggiore negli animali feriti (Figura 5C), con minore pressione esercitata per area di zampa unitaria attraverso le zampe anteriori (Figura 5D). Nel campo aperto, gli animali feriti coprono una minore distanza totale (Figura 6A) e si fermano più frequentemente (Figura 6B). Trascorrono molto più tempo al centro del campo, e meno tempo negli angoli (Figura 6C,D). Le mappe di calore rappresentative del controllo e degli animali feriti sono mostrate nella Figura 7A,B.
Figura 1: Sequenza temporale. Su P17, agli animali vengono somministrati 3 mg/kg di LPS prima di sottoporsi alla legatura bilaterale dell'arteria carotide e 30 min ciascuno (escluso il tempo di esecuzione della camera) di ipossia (9% di ossigeno), iperossia (80% ossigeno) e ipossia (9%). La giusta legatura dell'arteria carotide viene quindi invertita. Gli animali sono esposti a 6 h di normannomia per garantire che non diventino spontaneamente ipotermici nel nido nel periodo successivo alla lesione. I test Reflex vengono quindi eseguiti giornalmente dalla P21 alla P28 e tre volte alla settimana da P28-P42. Sulla P42, gli animali vengono testati in passerella e sul campo aperto prima del sacrificio. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Distribuzionerappresentativa degli infortuni e rappresentazione. (A) Punteggio lordo degli infortuni da 26 sopravvissuti (n - 14 maschi, n - 12 femmine) nel gruppo ferito, rispetto ai sei controlli dei compagni di cucciolata. Cinque animali (n - 5 maschi) hanno avuto lesioni moderate, e quattro animali (n 2 maschi, n e 2 femmine) hanno avuto gravi lesioni, definite rispettivamente come punteggi di patologia lorda di 2-5 e 6-9. Il grafico mostra la mediana con intervallo interquartile. (B) Controllare il cervello (pannello sinistro, punteggio 0), con cervelli raffiguranti punteggi di lesioni lorde crescenti di 2, 5 e 8 su un punteggio totale possibile di 9, da sinistra a destra. Il cervello di controllo mostra strutture anatomiche particolarmente sensibili a lesioni; 1 - fissure longitudinale, 2 - solco laterale, 3 - solco suprasilviano, giro coronale, b - giro ectosilviale anteriore. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Misurazioni cerebrali rappresentative. Rispetto ai controlli (n ) , gli animali feriti (n - 26) mostrano un'esposizione significativamente aumentata del cervelletto (A), accorciamento della fessura longitudinale (D), restringimento del coronale (B) e dell'ectosilvio anteriore (E) gyri e accorciamento del laterale (C) e del suprasilviano (F) sulci. I grafici mostrano la mediana con intervallo interquartile. : indica p < 0,05 (Wilcoxon-Mann-Whitney U-test). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4: Sviluppo rappresentativo dei riflessi. Rispetto ai controlli (n ) , gli animali feriti (n - 26) mostrano uno sviluppo più lento (area sotto la curva, AUC) di geotaxi negativi (A), avversione della scogliera (B) e riflesso di raddrazione (C). I grafici mostrano la mediana con intervallo interquartile. : indica p < 0,05 (Wilcoxon-Mann-Whitney U-test). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5: Risultati rappresentativi dellapasserella. Rispetto ai controlli (n ) , gli animali feriti (n - 26) camminano ad un ritmo medio simile (A), ma con una maggiore variabilità della velocità durante la camminata (B). Gli animali feriti mostrano anche una posizione di stampa media più lunga (C), con meno pressione applicata per unità di area (D). I grafici mostrano la mediana con intervallo interquartile. : indica p < 0,05 (Wilcoxon-Mann-Whitney U-test). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 6: Rappresentante del comportamento dei campi aperti. Rispetto ai controlli (n ) , gli animali feriti (n - 26) coprono una distanza totale minore (A), oltre a fermarsi più frequentemente (B). Gli animali feriti trascorrono più tempo al centro (C) che negli angoli (D). I grafici mostrano la mediana con intervallo interquartile. : indica p < 0,05 (Wilcoxon-Mann-Whitney U-test). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 7: Rappresentativo delle mappe di calore a campo aperto. (A) controllo femmina, (B) femmina ferita. Gli animali feriti coprono una distanza significativamente minore all'interno del campo aperto. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
A causa delle somiglianze fisiche e di sviluppo condivise tra il cervello dei furetti e il cervello umano, il furetto viene sempre più utilizzato per modellare lesioni cerebrali sia adulte che dello sviluppo. 8,9,10,11,12. Tuttavia, la ricerca fino ad oggi suggerisce che il cervello del furetto è sia resistente alle lesioni iniziali che ad alta plastica, con deficit comportamentali che diminuiscono nel tempo anche nell'impostazione di lesioni patologiche visibili10,12. Qui, descriviamo il primo modello di lesione cerebrale ipossico-ischemica ipossico-ischemica (HI) sensibilizzata all'infiammazione nel furetto tardo pretermine equivalente, che si traduce in lesioni bilaterali significative e deficit comportamentali sostenuti nei sopravvissuti. Come con qualsiasi modello preclinico, l'obiettivo non era quello di riprodurre con precisione le esposizioni incontrate dai neonati pretermine clinicamente, ma di fornire una confluenza dei fattori meccanicistici che si ritiene siano coinvolti in lesioni cerebrali premature. Questi includono infiammazione, ipossia, e lo stress ossidativo7.
Un aspetto critico della somministrazione LPS nei nostri modelli di furetto è una singola dose elevata somministrata circa 4 h prima dell'ipossia. L'esposizione lPS in roditori equivalenti a breve termine provoca un picco di citochina infiammatoria circolante intorno a 4 h dopo l'esposizione, che corrisponde alla sensibilizzazione del cervello all'ipossia-ischemia, e un aumento significativo delle lesioni cerebrali15,16,17. Un corso di tempo simile di rilascio di citochine infiammatorie (picco TNF-z e IL-6 rilascio 2–4 h dopo l'esposizione LPS) è visto in furetto isolato egettatore mononucleare cellule18. Supponendo un singolo set-up chirurgico, la somministrazione di LPS 30-60 min prima dell'inizio dell'intervento consente di eseguire 12-15 legature bilaterali delle carotidi e avviare la prima esposizione all'ipossinella 4 h dopo la somministrazione di LPS. Durante lo sviluppo del modello, è stata inizialmente utilizzata una dose di LPS di 5 mg/kg, come descritto nel nostro modello di lesione P1012. Tuttavia, questa dose di LPS è stata associata a una significativa mortalità intra-ipossica ed edema polmonare sulla necroscopia. Sia la mortalità che l'edema polmonare sono stati ridotti diminuendo la dose di LPS a 3 mg/kg.
Durante l'esposizione all'ipossia, una serie di fattori sembra essere fondamentale per garantire lesioni lorde significative, evitando al contempo alti livelli di mortalità. A causa dell'evasità dei furetti da laboratorio, c'è una variabilità intrinseca nella tolleranza all'ipossia tra le cucciolate. Nella nostra esperienza, l'ausilio incrociato di animali o la combinazione di animali provenienti da cucciolate diverse nella stessa camera ipossia si traduce prevalentemente nella morte anticipata di animali o animali più grandi a carico della cucciolata più suscettibile. Se gli animali più suscettibili muoiono prima dell'esposizione all'ipossia da 30 min e l'ipossia viene interrotta precocemente, gli animali più piccoli provenienti da cucciolate meno sensibili riceveranno un'esposizione all'ipossia non ottimale e difficilmente subiranno lesioni significative. Di conseguenza, ogni cucciolata di animali dovrebbe essere esposta all'ipossia all'interno della propria camera separata. Il secondo periodo di ipossia è stato aggiunto come parte di un processo di sviluppo del modello iterativo che abbiamo descritto in precedenza12. Un singolo periodo di ipossia ha portato alla morte o alla sopravvivenza senza lesioni significative, indipendentemente dalla lunghezza.
Poiché i furetti sono in grado di tollerare lunghi periodi di ipossia acuta o legatura dell'arteria carotide bilaterale senza mostrare lesioni cerebrali significative, la nostra ipotesi attuale è che il periodo di iperossia si traduce in metabolismo elevato e vasodilatation che facilita l'ischemia cerebrale durante il secondo periodo di ipossia. Per ridurre al minimo la variabilità nel modello, abbiamo utilizzato cucciolate bilanciate per il sesso pre-ordinate di 8 furetti che sono arrivati nella nostra struttura su P15. In ogni lettiera, 6-7 animali sono stati sottoposti a intervento chirurgico seguiti da ipossia all'interno di una singola camera.
Dopo l'ipossia e l'inversione della giusta legatura dell'arteria carotide, gli animali devono essere restituiti alle loro jill per un periodo di tempo per nutrirsi a causa del rischio di disidratazione e ipoglicemia dal protocollo di lesione prolungata. Se si verifica una mortalità significativa durante il periodo di gestione della temperatura, gli animali potrebbero aver bisogno di una rianimazione dei fluidi aggiuntiva (salina sottocutanea e/o alimentazione a mano con formula e acqua) prima di essere collocati nei bagni d'acqua per 6 h. Il periodo di gestione della temperatura è, tuttavia, un fattore determinante delle lesioni a lungo termine, in quanto gli animali potrebbero altrimenti sperimentare neuroprotezione da ipotermia relativa nel nido. Questo rischio di ipotermia è dovuto almeno in parte alla bassa temperatura delle condizioni di alloggio richieste per il furetto (60-70 gradi centigradi).
I test comportamentali descritti sono stati ampiamente sviluppati all'interno del laboratorio, con una certa base nei test riflessi precedentemente descritti nel furetto in via di sviluppo19, con test in passerella e sul campo aperto adattati da roditori adulti da utilizzare nei furetti giovani. Altri gruppi hanno anche descritto il campo aperto, il labirinto e il test dell'andatura nei furetti adulti dopo la lesione cerebrale traumatica10, così come l'effetto dell'infiammazione in utero sull'interazione sociale nei furetti adulti20. Anche se un lungo periodo di digiuno non è raccomandato nei furetti a causa del loro breve tempo di transito intestinale, metterli in un supporto animale per 30-60 min prima di uno qualsiasi dei test è utile al fine di consentire loro di passare urina e feci prima dei test. Poiché il furetto è per natura un animale curioso, spesso si comporta in modo opposto ai roditori in questi test comportamentali. Ciò è particolarmente evidente in passerella, dove luci e suoni, in particolare le registrazioni di un altro furetto vocalizzando ("dooking"), possono essere utilizzati per motivare il furetto a camminare in avanti.
Il protocollo corrente ha alcune limitazioni. Poiché è stato sviluppato in modo iterativo utilizzando metodi precedentemente sviluppati nel furetto P1012, attualmente non conosciamo i contributi relativi di LPS, ipossia, iperossia e reperfusione al grado finale di lesioni visto. Tuttavia, vale la pena notare che lo sviluppo del metodo qui descritto includeva l'utilizzo del modello originale Vannucci (legatura dell'arteria carotide unilaterale seguita da un singolo periodo di ipossia) nel furetto21, che non ha provocato lesioni significative. Pertanto, è probabile che le interazioni tra le parti multiple del protocollo di lesione siano necessarie per le lesioni subite. Nonostante ciò, rimane una netta variabilità nel danno lordo negli animali sopravvissuti, che è un'altra limitazione potenziale. Anche se gli animali senza lesioni lorde significative possono avere lesioni rilevabili utilizzando la risonanza magnetica o l'istopatologia12, il lavoro futuro sul modello includerà iterazioni per cercare di aumentare il numero di animali che subiranno lesioni significative, ad esempio utilizzando la legatura permanente dell'arteria carotide bilaterale. Infine, affinché questo modello sia al massimo utile per testare terapie neuroprotettive putative per lesioni cerebrali dello sviluppo, dovrebbe essere convalidato valutando l'efficacia degli agenti neuroprotettivi che sono stabiliti per il trattamento delle lesioni cerebrali HI nei neonati umani, o hanno avuto successo in una serie di altri modelli animali di lesioni cerebrali neonate. Studi futuri valuteranno quindi l'efficacia dell'ipotermia terapeutica e dell'eritropoietina in questo modello, comprese le risposte terapeutiche basate sul sesso e la risonanza magnetica ex vivo12.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Acknowledgments
Lo sviluppo del modello è stato finanziato Bill and Melinda Gates Foundation, così come dalla sovvenzione NIH 5R21NS093154-02 (NICHD).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 80% Oxygen | Praxair | ||
| 9% Oxygen | Praxair | ||
| Absorbent benchtop protector | Kimtech | 7546 | |
| Automated catwalk | Noldus | ||
| Betadine surgical scrub | |||
| Bupivacaine | Patterson Veterinary | 07-888-9382 | |
| Buprenorphine | |||
| Calipers | SRA Measurement Products | ME-CAL-FP-200 | 200 mm range, 0.01 mm resolution |
| Cotton Gauze Sponge | Fisher Scientific | 22028556 | |
| Curved fine hemostat | Roboz | RS-7101 | |
| Curved forceps | World Precision Instruments | 501215 | |
| Curved suture-tying hemostat | Roboz | RS-7111 | |
| Ethovision tracking software | Noldus | ||
| Eye Lubricant | Rugby | NDC 0536-1970-72 | |
| Ferrets (Mustela putorius furo) | Marshall Biosciences | Outbred (no specific strain) | |
| Formalin | Fisher Scientific | SF100-4 | 10% (Phosphate Buffer/Certified) |
| Hair Clippers | Conair | GMT175N | |
| Insulin Syringes | BD | 329461 | 0.3 cc 3 mm 31 G |
| Isoflurane | Piramal | 66794-017-25 | |
| Lidocaine | Patterson Veterinary | 07-808-8202 | |
| LPS | List Biological | LPS Ultrapure #423 | |
| Oxygen sensor | BW Gas Alert | GAXT-X-DL-2 | |
| Pentobarbital | |||
| Plastic chamber | Tellfresh | 1960 | 10 L; 373 x 270 x 135 mm3 |
| Saline Solution, 0.9% | Hospira | RL-4492 | |
| Scalpel blade | Integra Miltex | 297 | |
| Scalpel handle | World Precision Instruments | 500236 | #3, 13 cm |
| Sterile suture | Fine Science Tools | 18020-50 | Braided Silk, 5/0 |
| Surgical clip applicator | Fine Science Tools | 12020-09 | |
| Surgical clip remover | Fine Science Tools | 12023-00 | |
| Surgical drapes | Medline Unidrape | VET3000 | |
| Surgical gloves | Ansell Perry Inc | 5785004 | |
| Surigical clips | Fine Science Tools | 12022-09 | |
| Thermometer (rectal) | YSI | Precision 4000A | |
| Thermometer (water) | Fisher Scientific | 14-648-26 | |
| Umbilical tape | Grafco | 3031 | Sterile |
| Water bath | Thermo Scientific | TSCOL19 | 19 L |
References
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