Summary
Makrophagen, insbesondere primäre Makrophagen, sind eine Herausforderung zu transfetieren, da sie sich auf die Detektion von Molekülen ohne Selbstherkunft spezialisieren. Wir beschreiben ein Protokoll, das eine hocheffiziente Transfektion von primären Makrophagen mit mRNA ermöglicht, die aus DNA-Vorlagen wie Plasmiden generiert werden.
Abstract
Makrophagen sind phagozytische Zellen, die auf die Detektion von Molekülen ohne Selbstherkunft spezialisiert sind. Zu diesem Zweck sind sie mit einer großen Auswahl an Mustererkennungsrezeptoren (PRRs) ausgestattet. Leider macht dies auch Makrophagen besonders schwierig zu transfekieren, da das Transfektionsreagenz und die transfizierten Nukleinsäuren von den PRRs oft als nicht-selbst erkannt werden. Daher führt die Transfektion oft zu Makrophagenaktivierung und Abbau der transfizierten Nukleinsäuren oder sogar zum Selbstmord der Makrophagen. Hier beschreiben wir ein Protokoll, das eine hocheffiziente Transfektion von murinen primären Makrophagen wie Peritonealmakrophagen (PM) und Knochenmark-abgeleiteten Makrophagen (BMDM) mit mRNA in vitro aus DNA-Vorlagen wie Plasmiden transkribiert ermöglicht. Mit diesem einfachen Protokoll werden Transfektionsraten von etwa 50-65% für PM und etwa 85% für BMDM erreicht, ohne dass Zytotoxizität oder Immunogenität beobachtet werden. Wir beschreiben detailliert die Generierung von mRNA für die Transfektion aus DNA-Konstrukten wie Plasmiden und dem Transfektionsverfahren.
Introduction
Makrophagen sind phagozytische Zellen, die sich auf die Erkennung, Einnahme und Erniedrigung von Mikroben, apoptotischen Zellen und zellulären Ablagerungen spezialisieren. Darüber hinaus helfen sie, Immunantworten zu orchestrieren, indem sie Zytokine und Chemokine sezernieren und Antigene t-Zellen und B-Zellen präsentieren. Makrophagen spielen auch eine wichtige Rolle in zahlreichen anderen Prozessen, wie Wundheilung, Arteriosklerose, Tumorgenese und Adipositas.
Um Nicht-Selbstmoleküle wie pathogenassoziierte molekulare Muster (PAMPs) und außerorts entfernte Moleküle wie schadensassoziierte molekulare Muster (DAMPs) nachweisen zu können, sind Makrophagen mit einer Vielzahl von Mustererkennungsrezeptoren (PRR)ausgestattet 1. Leider macht dies auch Makrophagen besonders schwierig,um 2 zu transfekieren, da das Transfektionsreagenz3 und die transfizierten Nukleinsäuren4,5,6,7 oft von den PRRs als nicht selbst erkannt werden. Aus diesem Grund führt die Transfektion von Makrophagen mit chemischen oder physikalischen Methoden8 in der Regel zu Makrophagenaktivierung und Abbau der transfizierten Nukleinsäuren oder sogar zum Makrophagenselbstmord mittels Pyroptose, einer Form des programmierten lytischen Zelltodes, der nach Erkennung von zytosolischen PAMPs/DAMPs wie DNA oder Fremd-RNA9ausgelöst wird. Biologische Transfektion von Makrophagen mit Viren wie Adenoviren oder Lentiviren als Vektoren ist oft effizienter, aber die Konstruktion solcher viralen Vektoren ist zeitaufwändig und erfordert Biosicherheitsausrüstung der Stufe 210,11.
Obwohl Makrophagen intensiv erforscht werden, wird die Analyse ihrer Funktionen auf molekularer Ebene dadurch erschwert, dass eines der wichtigsten Instrumente der Molekularbiologie, die Transfektion von Nukleinsäurekonstrukten zur exogenen Expression von Proteine, ist kaum anwendbar. Dies zwingt Forscher oft dazu, makrophagenähnliche Zelllinien anstelle von bona fide Makrophagen zu verwenden. Anwendungen für Nukleinsäurekonstrukttransfektion enzinieren die Expression mutierter oder getaggter Proteinversionen, die Überexpression eines bestimmten Proteins, die Proteinreexpression in einem entsprechenden Knockout-Hintergrund und die Expression von Proteinen anderer Arten (z. B. , Cre Recombinase oder Guide RNA und Cas9 für gezielte Gen Knockout).
Hier beschreiben wir ein Protokoll, das hocheffiziente Transfektion von (in der Regel schwer zu transfekten) primären Makrophagen ermöglicht, d. h. murinen peritonealen Makrophagen (PM) und Knochenmark-abgeleiteten Makrophagen (BMDM) mit mRNA, die aus DNA-Vorlagen wie Plasmiden generiert werden. Wichtig ist, dass die mit diesem Protokoll erzeugte in vitro transkribierte mRNA die natürlich vorkommenden modifizierten Nukleoside nukleoside nucleosides 5-methyl-CTP und Pseudo-UTP enthält, die die Immunogenität reduzieren und dieStabilität4,6,7,12,13. Darüber hinaus werden die 5'-Enden der in vitro transkribierten mRNA durch antarktische Phosphatase dephosphoryliert, um die Erkennung durch den RIG-I-Komplex14,15zu verhindern. Dies minimiert die angeborene Immunerkennung der in vitro transkribierten mRNA. Mit unserem einfach durchzuführenden Protokoll werden Transfektionsraten zwischen 50-65% (Peritonealmakropages (PM)) und 85% (BMDM) erreicht, während, was wichtig ist, keine Zytotoxizität oder Immunogenität beobachtet wird. Wir beschreiben detailliert (i) wie die immunologisch stumme mRNA zur Transfektion aus DNA-Konstrukten wie Plasmiden und (ii) dem Transfektionsverfahren selbst erzeugt werden kann.
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Protocol
Die Makrophagenisolierung von Mäusen erfolgte nach dem Tierschutzgesetz Deutschlands in Übereinstimmung mit der Ethikkommission der Universität Köln.
HINWEIS: Führen Sie alle Schritte mit Handschuhen. Führen Sie alle Transfektionsschritte unter einer laminaren Durchflusshaube durch, um eine Kontamination der Zellen zu verhindern. Reinigen Sie vor der Arbeit mit mRNA alle Instrumente wie Pipetten und jede Oberfläche mit 70 % Ethanol und/oder einem RNAse-abbauenden Tensid (Materialtabelle). Stellen Sie sicher, dass alle Reaktionsröhrchen RNAse-frei und steril sind. Verwenden Sie nur steriles, RNAase-freies Wasser für Verdünnungen. Verwenden Sie ausschließlich Pipettenspitzen mit Filtern. Ändern Sie die Pipettenspitzen nach jedem Pipettierschritt.
1. Generierung der DNA-Vorlage
HINWEIS: Die DNA-Vorlage für die in vitro mRNA-Transkription mit diesem Protokoll muss eine T7-Promotorsequenz enthalten, um das Andocken der RNA-Polymerase zu ermöglichen. Enthält das Plasmid, das die DNA-Sequenz des von Interesse sindden Proteins enthält, bereits eine korrekt orientierte T7-Promotorsequenz direkt vor der Interessenssequenz, so muss eine Linearisierung des Plasmids (siehe Schritt 1.1.) durchgeführt werden. Andernfalls befestigen Sie einen T7-Promotor an der Interessensfolge durch Polymerase-Kettenreaktion (PCR, siehe Schritt 1.2.).
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Linearisierung von T7-promotorhaltigen Plasmiden
- Linearisieren Vonplasmide, die bereits eine korrekt orientierte T7-Promotorsequenz enthalten, durch Verdauung mit einem Restriktionsenzym, das nach dem Stop-Codon der Interessenssequenz schneidet. Andernfalls wird die Transkription nach der Reihenfolge des Interesses nicht ordnungsgemäß beendet.
HINWEIS: Es ist am besten, Restriktionsenzyme zu verwenden, die stumpfe Enden oder 5' Überhänge hinterlassen. - Bestätigen Sie die vollständige Linearisierung des Plasmids durch Agarose-Gel-Elektrophorese der unverdauten versus verdauten Plasmid-DNA.
- Reinigen Sie linearisierte Plasmid-DNA vor der Verwendung als DNA-Vorlage für die in vitro mRNA-Transkription mit einem DNA-Reinigungskit (Tabelle der Materialien).
- Linearisieren Vonplasmide, die bereits eine korrekt orientierte T7-Promotorsequenz enthalten, durch Verdauung mit einem Restriktionsenzym, das nach dem Stop-Codon der Interessenssequenz schneidet. Andernfalls wird die Transkription nach der Reihenfolge des Interesses nicht ordnungsgemäß beendet.
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Befestigung des T7-Promotors per PCR
- Verwenden Sie einen Vorwärtsprimer mit den folgenden Komponenten (in der angegebenen Reihenfolge von 5' bis 3'): ca. 5 zufällige bp vor dem Motor (z. B. GAAAT); die T7-Promotorsequenz (TAATACGACTCACTATAG); zwei zusätzliche Gs für erhöhte Transkriptionseffizienz (GG); der zielsequenzspezifische Teil, der homologe für die Plasmidsequenz ist, die das Startcodon umgibt.
HINWEIS: Es sollte bestehend aus: 3-6 bp vor der KOZAK-Sequenz und Startcodon, der KOZAK-Sequenz und dem Startcodon (in der Regel GCCACC ATG G), 12-18 bp flussabwärts des Startcodons bestehen. Wenn die Interessensfolge noch keine KOZAK-Sequenz oder start-Codon enthält, können diese in diesem Schritt durch einfaches Einschließen in die Primersequenz angehängt werden. - Berechnen Sie die tm der Vorwärtsgrundierung nur unter Berücksichtigung des homologen Teils der Zielsequenz.
- Um Dimere/Haarnadelbildung zu beurteilen, verwenden Sie die gesamte Primersequenz, die leicht 50 bp überschreiten kann.
- Verwenden Sie eine Umgekehrte Grundierung, die sich irgendwo unterhalb des Stop-Codons befindet.
HINWEIS: Wenn die Interessensfolge noch kein Stop-Codon enthält, kann es in diesem Schritt angefügt werden, indem man es einfach in die Primersequenz einfügt. - Verwenden Sie die Vorwärts- und Rückwärtsgrundierungen, um eine PCR mit einer High-Fidelity-Polymerase mit Korrekturlesen(Materialtabelle )durchzuführen.
- Bestätigen Sie die Erzeugung eines einzelnen Produkts und amplicon Größe durch Agarose-Gel-Elektrophorese (z. B. verwenden Sie ein 1% Agarose-Gel und 100 V Konstantstrom).
- Reinigen Sie das PCR-Produkt vor der Verwendung als DNA-Vorlage für die In-vitro-mRNA-Transkription mit einem DNA-Reinigungskit.
- Verwenden Sie einen Vorwärtsprimer mit den folgenden Komponenten (in der angegebenen Reihenfolge von 5' bis 3'): ca. 5 zufällige bp vor dem Motor (z. B. GAAAT); die T7-Promotorsequenz (TAATACGACTCACTATAG); zwei zusätzliche Gs für erhöhte Transkriptionseffizienz (GG); der zielsequenzspezifische Teil, der homologe für die Plasmidsequenz ist, die das Startcodon umgibt.
2. mRNA-Generierung
- Alle Komponenten des in vitro mRNA Transkriptionskits auftauen (siehe Materialtabelle). Vortex für 5 s und Spin-down für 2 s bei 2.000 x g. Auf Eis halten, bis es verwendet wird.
- Bereiten Sie den Reaktionsmix für die in vitro mRNA-Transkription in einem 0,5 ml Mikrozentrifugenrohr in folgender Reihenfolge vor (Gesamtvolumen von 40 l): 20 l 10x ARCA/NTP-Mix (im in vitro mRNA-Transkriptionskit enthalten); 0,25 l 5-Methyl-CTP (Endkonzentration (z.B.) beträgt 1,25 mM; 50% des gesamten CTP); 0,25 l Pseudo-UTP (z. B. 1,25 mM; 50% der gesamten UTP); X L der DNA-Vorlage; 2 L t7-RNA-Polymerase-Mix (im in vitro mRNA-Transkriptionskit enthalten); Y-L von RNAse-freiH2O.
HINWEIS: X ist ein Volumen, das mindestens 1 g DNA enthält. Zum Beispiel 1,6 l aus einer 625 ng/l Stammlösung. Y ist das Reservevolumen bis zum Gesamtvolumen von 40 l. - Vortex für 5 s und Spin-down für 2 s bei 2.000 x g. Bei 37 °C für 30 min bei 400 Umdrehungen pro Minute auf einem Thermomischer zur In-vitro-Transkription inkubieren.
- Fügen Sie dann 2 L DNase I direkt in den Reaktionsmix ein, um die Schablonen-DNA zu entfernen. Vortex für 5 s und Spin-down für 2 s bei 2.000 x g.
- Bei 37 °C für 15 min bei 400 Umdrehungen pro Minute auf einem Thermomischer inkubieren. Nehmen Sie für das Kontrollgel (Schritt 3.3) ein Aliquot von 2 l und lagern Sie es bei -80 °C.
- Fügen Sie für Poly(A)-Abstriche die folgenden Komponenten direkt in den vorherigen Reaktionsmix ein (zu einem Endvolumen von 50 l): 5 l 10x Poly(A)-Polymerase-Reaktionspuffer und 5 l Poly(A)-Polymerase (beide im in vitro mRNA-Transkriptionskit enthalten). Vortex für 5 s und Spin-down für 2 s bei 2.000 x g.
- Inkubieren Sie die Mischung bei 37 °C für 30 min bei 400 Umdrehungen pro Minute auf einem Thermomixer. Nehmen Sie für das Kontrollgel (Schritt 3.3) ein Aliquot von 2 l und lagern Sie es bei -80 °C.
- Zur Dephosphorylierung der 5-Enden der mRNA fügen Sie die folgenden Komponenten direkt in den vorherigen Reaktionsmix ein (bei einem Endvolumen von 60 l): 3 l RNAse-freiesH2O; 6 l des 10-fachen antarktischen Phosphatase-Reaktionspuffers; 3 L antarktische Phosphatase (15 Einheiten für ein Reaktionsvolumen von 60 l). Vortex für 5 s und Spin-down für 2 s bei 2.000 x g.
- Inkubieren Sie die Mischung bei 37 °C für 30 min bei 400 Umdrehungen pro Minute auf einem Thermomischer.
- Wärmeinaktivierende antarktische Phosphatase durch Inkubation bei 80 °C für 2 min.
HINWEIS: Im Idealfall verwenden Sie einen separaten thermischen Mischer, warten Sie nicht, bis der erste Mischer die gewünschte Temperatur erreicht.
3. mRNA-Reinigung
- Reinigen Sie die in vitro transkribierte mRNA mit einem speziellen RNA-Reinigungskit (Table of Materials).
- Fügen Sie dem mRNA-Reaktionsmix ab Schritt 2.10 eine X-L-Elutionslösung hinzu. Mischen Sie durch Invertieren 5 Mal. Fügen Sie 300 l Bindungslösung Konzentrat hinzu. Mischen Sie durch sanfte Pipettierung 5 mal.
HINWEIS: X ist das Ersatzvolumen bis zu einem Gesamtvolumen von 100 L. Fügen Sie z. B. eine Elutionslösung von 40 l zu einem 60-L-mRNA-Reaktionsmix hinzu. - Fügen Sie 100 l RNAase-freies Ethanol hinzu. Mischen Sie durch sanfte Pipettierung 5 mal.
- Platzieren Sie eine Filterspalte in einem der mitgelieferten Sammelrohre. Übertragen Sie den mRNA-Reaktionsmix sanft auf die Mitte des Filters, ohne den Filter zu berühren. Zentrifuge bei 15.000 x g für 1 min bei Raumtemperatur (RT).
- Heben Sie die Filtersäule vorsichtig an und entsorgen Sie den Durchfluss im Sammelrohr. Platzieren Sie die Filterspalte wieder in demselben Sammelrohr.
- Fügen Sie 500 l Waschlösung hinzu (vergessen Sie nicht, 20 ml RNAase-freies Ethanol hinzuzufügen, bevor Sie die Waschlösung zum ersten Mal verwenden).
- Zentrifuge bei 15.000 x g für 1 min bei RT. Wiederholen Sie die Schritte 3.1.4-3.1.6, um noch einmal zu waschen.
- Zentrifuge bei voller Geschwindigkeit (17.900 x g) für 1 min bei RT, um Restflüssigkeit aus der Filtersäule zu entfernen. Nehmen Sie vorsichtig die Filterspalte aus dem Sammelrohr. Platzieren Sie die Filterspalte in einem neuen Sammelrohr.
- Fügen Sie 50 L Elutionspuffer in die Mitte des Filters, ohne den Filter zu berühren. Bei 65 °C für 10 min auf einem Thermomischer inkubieren.
- Zentrifuge bei 15.000 x g für 1 min bei RT. Entfernen Sie die Filtersäule und entsorgen Sie sie.
- Fügen Sie dem mRNA-Reaktionsmix ab Schritt 2.10 eine X-L-Elutionslösung hinzu. Mischen Sie durch Invertieren 5 Mal. Fügen Sie 300 l Bindungslösung Konzentrat hinzu. Mischen Sie durch sanfte Pipettierung 5 mal.
- Messen Sie die Konzentration und Reinheit der eluierten mRNA, indem Sie beispielsweise ein Mikrovolumenspektralphotometer verwenden, um die Absorption bei 260 und 280 nm zu messen.
HINWEIS: Ein A260/A280-Verhältnis von 1,8-2,1 ist bezeichnend für hochgereinigte mRNA. - Überprüfen Sie das Vorhandensein eines einzelnen Produkts, korrigieren Sie die Transkriptlänge und die Poly(A)-Abhaltung, indem Sie die Aliquots aus den Schritten 2.5 und 2.7 durch Agarose-Gel-Elektrophorese unter Denaturing-Bedingungen analysieren (z. B. verwenden Sie ein 1,2% Agarose-Gel mit 20 mM 3-(N-Morpholino) Propanesulfonsäure [MOPS], 5 mM Natriumacetat, 1 mM EDTA und 20% Formaldehyd und laufen in 20 mM MOPS, 5 mM Natriumacetat, 1 mM EDTA und 0,74 % Formaldehyd bei 100 V Konstantstrom).
- Bewahren Sie die gereinigte mRNA bis zur Transfektion bei -80 °C im Elutionsröhrchen auf. Wenn nur geringe Mengen der mRNA für die Transfektion verwendet werden, dann aliquot die mRNA, um wiederholte Frost-Tau-Zyklen zu vermeiden.
HINWEIS: mRNA kann bei -80 °C für ca. 1 Jahr gelagert werden.
4. Makrophagen-Vorbereitung
- Euthanize C57/BL6 Mäuse (verwenden Sie Mäuse des gleichen Geschlechts und von 6-24 Wochen alt) durch Zervixdislokation.
HINWEIS: Die gleichen Mäuse können zur Isolierung von PM (Schritt 4.2) und zur Erzeugung von BMDM (Schritte 4.3 und 4.4) verwendet werden. Zur Isolierung von PM verwenden Sie mindestens zwei Mäuse. Wenn nur BMDM generiert werden soll, reicht in der Regel eine Maus aus. - Immunmagnetische Anreicherung von peritonealen Makrophagen.
- Füllen Sie eine 10 ml Spritze mit einer 0,9 x 40 mm Kanüle mit 8 ml eiskalter Phosphat-gepufferter Saline (PBS) und 2 ml Luft. Spülen Sie die Peritonealhöhle mit PBS. Die Luft bildet eine Blase, die Leckagen des PBS minimiert.
- Schnell peritoneale Lavung mit der gleichen Spritze sammeln und in ein 50 ml konisches Zentrifugationsrohr übertragen. Kombinieren Sie bei Bedarf Peritonealzellen mehrerer Mäuse. Halten Sie die Zellsuspension auf Eis.
- Zentrifugenzellaufhängung bei 650 x g für 5 min bei 4 °C. Entsorgen Sie den Überstand und setzen Sie das Zellpellet in 5 ml 0,2 % NaCl für 30 s aus, um rote Blutkörperchen zu lysieren.
- Fügen Sie 5 ml 1,6% NaCl zu einem Gesamtvolumen von 10 ml hinzu, um isotonische Bedingungen wiederherzustellen. Zentrifuge bei 650 x g für 5 min bei 4 °C.
- Entsorgen Sie den Überstand und setzen Sie das Zellpellet in 97,5 L magnetischer Zellsortierungspuffer (MCS) (2 mM Ethylendiamintetraessigsäure [EDTA], 5% Rinderserumalbumin [BSA] in PBS) pro 1 Peritonealspülung (z. B. wenn drei Mäuse gespült wurden, ).
- Fügen Sie 2,5 l paramagnetische Perlen, die zu einem CD11b-spezifischen Antikörper konjugiert sind, pro 97,5 l Zellsuspension (z. B. 7,5 l bis 292,5 l) hinzuzufügen.
- 15 min bei 150 Umdrehungen auf einem Orbital-Shaker auf Eis bebrüten.
- Zentrifugenzellsuspension bei 650 x g für 5 min bei 4 °C, den Überstand entsorgen und das Zellpellet in 1 ml MCS-Puffer wieder aufhängen.
- Fügen Sie 4 ml MCS-Puffer zu einem Gesamtvolumen von 5 ml hinzu und waschen Sie die Zellen, indem Sie die Zellen vorsichtig dreimal nach oben und unten pfeifen.
- Wiederholen Sie die Schritte 4.2.8 und 4.2.9 zwei weitere Male für insgesamt drei Waschschritte.
- Legen Sie während der Waschschritte eine LS-Säule in einen magnetischen Zellabscheider (siehe Materialtabelle). Spülen Sie die Spalte mit 3 ml MCS-Puffer.
HINWEIS: Vermeiden Sie Blasen, da diese die Spalte verstopfen können. - Setzen Sie das Zellpellet in 1 ml MCS-Puffer wieder auf. Fügen Sie 3 ml MCS-Puffer zu einem Gesamtvolumen von 4 ml hinzu, mischen Sie durch Pipettieren nach oben und unten dreimal.
- Übertragen Sie die 4 ml Zellsuspension auf die vorspülte LS-Säule.
HINWEIS: Vermeiden Sie erneut Blasen, da diese die Spalte verstopfen können. - Warten Sie, bis das Reservoir der Säule vollständig leer ist. Fügen Sie keine zusätzliche Flüssigkeit hinzu, bis die Säule aufhört zu tropfen.
- Fügen Sie der Spalte 3 ml MCS-Puffer hinzu. Warten Sie dann, bis das Reservoir der Säule vollständig leer ist. Wiederholen Sie Schritt 4.2.15 zwei weitere Male.
- Legen Sie die LS-Säule in ein 15 ml konisches Zentrifugationsrohr. Wenden Sie 5 ml MCS-Puffer auf die Spalte an. Warten Sie, bis 2 ml Flüssigkeit durch die Säule gelangt ist, und verwenden Sie dann den Kolben, um den verbleibenden Bruch vorsichtig in die Röhre zu drücken.
- Zentrifugenzellsuspension bei 650 x g für 5 min bei 4 °C und den Überstand entsorgen.
- Das Zellpellet in 1 ml DMEM mit 10% hitzeinaktiviertem fetalem Kalbsserum (FCS) (DMEM+FCS) wieder aufhängen.
- Bestimmen Sie die Anzahl lebensfähiger Zellen, indem Sie in einer Trypan-Blaulösung in einer Neubauer-Zählkammer und Samenzellen in DMEM+FCS in Kulturplatten zählen.
HINWEIS: Seed PM mit einer Dichte von 100.000 Zellen/Well in einer flachen unteren Mikrotiterplatte. Verwenden Sie keine gewebekulturbehandelten Platten, da PM nicht von diesen gelöst werden kann. Verwenden Sie stattdessen nicht behandelte Platten.
- Generation of BMDM
- Entfernen Sie Haut und Muskeln von den Hinterbeinen mit einer Schere. Waschen Sie jedes Bein durch kurzes Eintauchen in 70% Ethanol.
- Lösen Sie die Beine und öffnen Sie beide Enden des Oberschenkelknochens und der Tibia durch Schneiden mit der Schere.
- Füllen Sie eine 5 ml Spritze gefüllt mit einer 0,6 mm x 30 mm Kanüle mit 5 ml sehr niedrigem Endotoxin (VLE) RPMI 1640 und spülen Sie das Knochenmark aus den geöffneten Knochen in eine Kulturschale.
- Kombinieren Sie knochenmark mehrerer Mäuse, falls erforderlich, indem Sie die Schritte 4.3.1-4.3.3 wiederholen. Übertragen Sie das Knochenmark in ein 50 ml konisches Zentrifugationsrohr.
- Zentrifugieren Sie die Knochenmarksuspension bei 650 x g für 5 min bei 4 °C und entsorgen Sie den Überstand.
- Setzen Sie das Zellpellet in 5 ml roter Blutzelllysepuffer (8,3% NH4Cl, 0,1 M Tris) wieder auf und brüten sie für 5 min bei RT, um die roten Blutkörperchen zu lysieren.
- Zentrifugieren Sie die Zellsuspension bei 650 x g bei 4° C für 5 min und entsorgen Sie den Überstand.
- Das Zellpellet in 1 ml VLE RPMI 1640 Medium mit 10% FCS, 1% Penicillin/Streptomycin, 1% HEPES, 1% Natriumpyruvat und 10 ng/mL rekombinantem Makrophagenkoloniestimulierendem Faktor (M-CSF) (RPMI+++++) wieder aufsetzen
- Fügen Sie 4 ml RPMI+++++ zu einem Gesamtvolumen von 5 ml hinzu.
- Bereiten Sie 5 92 mm x 16 mm unbehandelte Petrischalen mit Nocken (siehe Materialtabelle)pro Maus vor, indem Sie 7 ml RPMI+++++ Medium in jede Schale pfeifen.
- Übertragen Sie die 1 ml Zelllösung auf die 5 zubereiteten Kulturgerichte und brüten bei 37 °C und 5%CO2.
- Nach 4 Tagen füttern Sie die Zellen, indem Sie 4 ml RPMI+++++hinzufügen. Nach 6-7 Tagen werden die Knochenmarkzellen vollständig in BMDM differenziert.
- Ernte von BMDM
- Entfernen Sie das Medium vollständig von Kulturgerichten. Fügen Sie 5 ml warme 0,2 mM EDTA in PBS zu jedem Gericht hinzu.
- Kratzen Sie die gesamte Platte vorsichtig mit einem Zellschaber, um das BMDM zu lösen. Kombinieren Sie die Zellsuspensionen in einem 50 ml konischen Zentrifugationsrohr.
- Spülen Sie alle 5 Gerichte wieder. Verwenden Sie das gleiche Volumen von 5 ml warme 0,2 mM EDTA in PBS für alle 5 Gerichte. Kombinieren Sie diese Zellsuspension mit der aus dem vorherigen Schritt.
- Zentrifugieren Sie die Zellsuspension bei 650 x g für 5 min bei 4° C und entsorgen Sie den Überstand.
- Setzen Sie das Zellpellet in 1 ml VLE RPMI 1640 Medium, ergänzt mit 10% FCS, 1% HEPES, 1% Natriumpyruvat und 10 ng/ml rekombinantem M-CSF, aber keine Antibiotika (RPMI++++).
- Bestimmen Sie die Anzahl lebensfähiger Zellen, indem Sie in einer Trypan-Blaulösung in einer Neubauer-Zählkammer und Samenzellen in RPMI++++ in Kulturplatten zählen.
HINWEIS: Seed BMDM mit einer Dichte von 50.000 Zellen/Well Maximum in einer flachen unteren Mikrotiterplatte. Verwenden Sie keine gewebekulturbehandelten Platten, da BMDM kaum von diesen gelöst werden kann. Verwenden Sie stattdessen nicht behandelte Platten.
5. Transfektion von Makrophagen mit mRNA
- Berechnen Sie das erforderliche Volumen des mRNA-Transfektionspuffers.
HINWEIS: Das benötigte Volumen des mRNA-Transfektionspuffers hängt von der Brunnengröße ab: Verwenden Sie 200 l für die Transfektion in einer 6-Well-Platte, 100 l in einer 12-Well-Platte und so weiter. Fügen Sie immer ein wenig freies Volumen wegen Pipettierverlust (aber nicht zu viel, um übermäßige Verdünnung von mRNA zu verhindern). Verwenden Sie z. B. 450 l anstelle von 4 x 100 l = 400 l, um in 4 Bohrungen einer 12-Well-Platte zu transfekten. - Berechnen Sie das erforderliche Volumen des mRNA-Transfektionsreagenzes. Das mRNA-Transfektionsreagenz wird im Verhältnis 1:50 zugegeben. So werden z. B. 9 l mRNA-Transfektionsreagenz für ein Endvolumen von 450 l benötigt.
- Berechnen Sie die Gesamtmenge der benötigten mRNA. Mindestens 100 ng pro 100.000 Makrophagen sind für eine effiziente Transfektion erforderlich, 200 ng funktionieren noch besser (z. B. 800 ng mRNA, um 400.000 Makrophagen zu transfezieren).
- Multiplizieren Sie die berechnete Menge an mRNA mit der Gesamtzahl der Brunnen, die transfiziert werden müssen (z.B. 4 Brunnen mit jeweils 400.000 Makrophagen: 4 x 800 ng = 3.200 ng mRNA ist insgesamt für alle Brunnen erforderlich). Wenn Ihr mRNA-Bestand z. B. 426,8 ng/l beträgt, werden 7,49 l für eine optimale Transfektion von 4 Bohrständen mit jeweils 400.000 Makrophagen benötigt.
- Fügen Sie das berechnete Volumen des mRNA-Transfektionspuffers (Schritt 5.1.) abzüglich der Volumina für mRNA-Transfektionsreagenz (Schritt 5.2) und die mRNA (Schritt 5.3) zu einem Reaktionsröhrchen hinzu. Zum Beispiel 450 l - 9 l - 7,49 l = 433,51 l.
- Den mRNA-Bestand auftauen und durch sanftes Umdrehen des Elutionsrohrs mischen. Fügen Sie das berechnete Volumen von mRNA (Schritt 5.3) in das Reaktionsröhrchen mit mRNA-Reaktionspuffer ein (im oben dargestellten Beispiel: 7,49 l in 433,51 l).
- Vortex für 5 s und Spin-down für 2 s bei 2.000 x g.
- Vortex das mRNA Transfektionsreagenz für 5 s und Spin down für 2 s bei 2.000 x g.
- Fügen Sie das berechnete Volumen des mRNA-Transfektionsreageims (Schritt 5.2) in das Reaktionsröhrchen ein, das den mRNA-Transfektionspuffer und die mRNA enthält (im oben beschriebenen Beispiel: 9 l mRNA-Transfektionsreagenz).
- Wirbel die Transfektion Mischung für 5 s und Spin-down für 2 s bei 2.000 x g.
- 15 min bei RT inkubieren.
- Ersetzen Sie in der Zwischenzeit das Kulturmedium der Makrophagen durch ein frisches, warmes Kulturmedium (siehe Schritte 4.2.18. und 4.4.5).
- Fügen Sie nach dem Inkubationsschritt 5.10 die Transfektionsmischung in die Brunnen, die die Makrophagen enthalten, in einem Volumen hinzu, das der Größe des Brunnens entspricht (siehe Schritt 5.1). Fügen Sie die Transfektionsmischung tropfenweise in einem Kreis von außen bis zur Mitte des Brunnens hinzu.
- Schaukeln Sie die Platte vorsichtig, zuerst in vertikaler und dann in horizontaler Richtung, um eine gleichmäßige Verteilung der Transfektionsmischung im Brunnen zu gewährleisten. Dann bei 37 °C und 5 %CO2inkubieren. Die Synthese des durch die transfizierte mRNA kodierten Proteins beginnt kurz nach der Transfektion. Für beste Ergebnisse, inkubieren für mindestens 6 h.
- Analysieren Sie nach der Inkubation die Transfektionseffizienz durch (Immun-)Fluoreszenzmikroskopie, Durchflusszytometrie oder Immunoblot16, oder verwenden Sie die transfizierten Makrophagen für das Experiment Ihrer Wahl.
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Representative Results
Wir haben dieses Protokoll erfolgreich verwendet, um mRNA-Codierung für FLAG-markierte NEMO- und IKK-Varianten für die Transfektion von primären Makrophagen16zu generieren. Die Plasmide, die für FLAG-markierte Wildtyp (NEMOWT) und C54/347A mutierte NEMO (NEMOC54/374A) (siehe Materialtabelle) kodieren, enthalten bereits einen T7-Promotor in der richtigen Ausrichtung (Abbildung 1A). Daher mussten wir nur die Plasmide linearisieren, um DNA-Vorlagen für die In-vitro-Transkription zu erzeugen. Zu diesem Zweck wurden 10 g Plasmid-DNA mit 5 'L Xbal verdaut, was zu einer Linearisierung des Plasmids aufgrund eines einzelnen Schnitts 3' des Stop-Codons führte. Die vollständige Linearisierung der Plasmid-DNA wurde durch Agarose-Gel-Elektrophorese nachgewiesen (Abbildung 1B).
Die Plasmide, die für FLAG-markierte Wildtype(IKK-WT ) und S177/181E-Mutant IKK(IKK-S177/181E ) kodiert sind, enthalten keinen T7-Promotor. Daher haben wir einen T7-Promotor per PCR angebracht, um die DNA-Vorlagen für die In-vitro-Transkription zu generieren (Abbildung 2A). Die Erzeugung eines bestimmten PCR-Produkts, d. h. eines einzelnen Produkts von der richtigen Größe, wurde durch Agarose-Gel-Elektrophorese überprüft (Abbildung 2B).
Nach der In-vitro-Transkription mit den entsprechenden DNA-Vorlagen haben wir die Generierung eines einzelnen mRNA-Produkts von korrekter Größe und Poly(A)-Tailing durch Agarose-Gel-Elektrophorese unter Denaturing-Bedingungen überprüft (Abbildung 3).
Um zu überprüfen, ob die mit diesem Protokoll generierte mRNA die Transfektion primärer Makrophagen ermöglicht (siehe Abbildung 4A,B für zytometrische Durchflussanalysen der immunmagnetischen Anreicherung von PM und Differenzierungsstatus von BMDM), haben wir mRNA-Codierung für eGFP (Abbildung 5A-C) generiert und die Transfektionseffizienz durch Durchflusszytometrie analysiert (Abbildung 6A). 100.000 PM oder 50.000 BMDM pro Brunnen einer unbehandelten Mikrotiterplatte wurden mit 50, 100 oder 200 ng eGFP mRNA für 6, 9 oder 24 h transfiziert. Sowohl bei PM als auch bei BMDM konnten hohe EGFP-Expressionen bei 6 h nach der Transfektion nachgewiesen werden. Die Transfektionsrate erhöhte sich mit der Menge der transfizierten mRNA und war für 200 ng mRNA am höchsten (Abbildung 6B,C). Bei PM erreichte die Transfektionsrate nach der Transfektion etwa 50-65% bei 6 bis 9 h (Abbildung 6B). Bei 24 h nach der Transfektion war die Transfektionsrate wesentlich niedriger, was auf eine ablaufende eGFP-Expression hindeutet. Daher sollte PM nicht über Nacht transfiziert werden. Bei BMDM erreichte die Transfektionsrate etwa 80-85% (Abbildung 6C). Der Rückgang der Transfektionsrate nach 24 h war bei BMDM deutlich weniger ausgeprägt. So kann BMDM über Nacht transfiziert werden. Sowohl in PM (Abbildung 6D,E) als auch bei BMDM (Abbildung 6F,G) erhöhte sich der Expressionsgrad von eGFP in transfizierten Zellen zeit- und dosisabhängig. Wichtig ist, dass das Transfektionsverfahren keinen lytischen oder apoptotischen Zelltod induzierte, da es keine Zunahme von Propidiumiodid-positivem (PI) oder Annexin V-positive Makrophagen nach transfektion gab (Abbildung 7A,B).
Die Transfektionseffizienz der mRNAs-Codierung für FLAG-markierte NEMO- oder IKK-Varianten wurde mittels Immunfluoreszenzmikroskopie analysiert. 300.000 PM pro Bohrung einer 12-Well-Platte wurden mit 300 ng der jeweiligen mRNA für 6 h transfiziert. Die Transfektionsrate betrug etwa 60% für NEMO mRNAs und etwa 55% für IKK-mRNAs (Abbildung 8A,B). So ähnelten ihre Transfektionsraten denen von eGFP mRNA, was auf eine allgemeine Transfektionsrate von etwa 55 % für PM hindeutet.
Wir haben dieses Protokoll auch verwendet, um mRNA-Codierung für Cre Recombinase zu generieren. Die Transfektion von 400.000 BMDM vonNEMO-Flox-/Flockenmäusen 17 pro Bohrung einer 12-Well-Platte mit 400 ng Cre-Rekombinantase mRNA führte nach 48 h zu einer nahezu vollständigen Erschöpfung des NEMO-Proteins (Abbildung 9), was auf eine hocheffiziente Transfektion des BMDM hindeutet.
PM und BMDM sezernten keine nachweisbaren Mengen von IL-1, IL-6 und TNF nach der Transfektion (Abbildung 10A,B). Darüber hinaus wurden die Signalwege NF-kB und MAPK nach transftion16 nicht aktiviert, was darauf hindeutet, dass das Transfektionsverfahren keine proinflammatorische Signalisierung aktiviert. Wir haben auch keine funktionellen Veränderungen transfizierter Makrophagen im Vergleich zu untransfizierten Makrophagen16beobachtet.
Abbildung 1: Linearisierung von NEMO-kodierenden Plasmiden, die bereits einen T7-Promotor in der richtigen Ausrichtung enthalten. (A) Sequenzauszug der Plasmidcodierung für MIT FLAG markierte NEMOWT oder NEMOC54/347A. Ein T7-Motor in korrekter Ausrichtung und in der Nähe der KOZAK-Sequenz und des Startcodons ist bereits vorhanden. Der Promotorbereich T7, die Codierungssequenz (CDS) für das FLAG-Tag und NEMO, die Start- und Stopp-Codons und die Restriktionsstelle für die Linearisierung mit XbaI sind farbkodiert. (B) Repräsentatives 1% Agarorose-Gel mit den Plasmiden vor und nach der Linearisierung mit Xbal; Pro Lane wurde 1 l unbehandelter, linearisierter oder gereinigter linearisierter Plasmid-DNA geladen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: T7-Promotor-Anhaftung an IKKß-kodierenden Plasmiden per PCR. (A) Sequenzauszug der Plasmidkodierung für FLAG-getaggte IKK-WT oder IKK-S177/181E . Die Plasmide enthalten keinen geeigneten T7-Promotor, der daher per PCR angebracht ist. Position, Ausrichtung und Reihenfolge der Vorwärtsgrundierung (mit der hinzuzufügenden T7-Promotorsequenz) und der umgekehrten Grundierung werden durch die Pfeile angezeigt. Der Promotorbereich T7, das CDS für das FLAG-Tag und IKK- und die Start- und Stopp-Codons sind farbcodiert. (B) Repräsentativ1% Agarose-Gel-Verifizierung der Erzeugung eines einzelnen PCR-Produkts von der richtigen Größe mit den oben genannten Primern. 1 L des gereinigten PCR-Produkts wurde pro Spur geladen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: mRNA-Synthese aus NEMO- und IKK-kodierenden DNA-Vorlagen. (A) Vertreter denaturieren 1,2% Agarose-Gel mit 0,7% Formaldehyd, das die gereinigte mRNA von NEMO- und IKK-Konstrukten vor und nach Poly(A)-Abschweifung zeigt. Pro Spur wurden 2 L NEMOWT, NEMOC54/347A, IKK-WT und IKK-S177/181E mRNA geladen. Zur RNA-Längenbestimmung wurde eine 32-L-ssRNA-Leiter geladen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Durchflusszytometrische Analysen der immunmagnetischen Anreicherung von PM und des Differenzierungsstatus von BMDM. (A) Der Prozentsatz von F4/80+/CD11b+ PM in der peritonealen Spülung vor und nach der immunmagnetischen Anreicherung wurde mittels Durchflusszytometrie analysiert. (B) Die Expression von F4/80 und CD11b durch BMDM nach 6 Tagen Differenzierung wurde durch Durchflusszytometrie überprüft. Pro Probe wurden 10.000 bzw. 5.000 Zellen gezählt. Die Daten werden als Mittelwert von n = 3 unabhängigen Experimenten jeweils dargestellt. * P < 0.05, ** P < 0.01, *** P < 0.001 und **** P < 0.0001 by Student es t-test. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5: mRNA-Synthese mit Poly(A)-Tailing von eGFP. (A) Sequenzauszug der Plasmidkodierung für eGFP. Das Plasmid enthält keinen geeigneten T7-Promotor, der daher per PCR angebracht ist. Position, Ausrichtung und Reihenfolge der Vorwärtsgrundierung (mit der hinzuzufügenden T7-Promotorsequenz) und der umgekehrten Grundierung werden durch die Pfeile angezeigt. Die Promotorregion T7, das CDS für eGFP und die Start- und Stoppcodons sind farbkodiert. (B) Repräsentatives 1% Agarose-Gel mit dem gereinigten Amplikon nach PCR unter Verwendung der oben genannten Primer. 1 L des gereinigten PCR-Produkts wurde pro Spur geladen. (C) Repräsentative Denaturierung von 1,2 % Agarose-Gel mit 0,7 % Formaldehyd, das die gereinigte mRNA von eGFP vor und nach Poly(A)-Abschweifung zeigt. Pro Spur wurden 2 l eGFP mRNA geladen. Zur RNA-Längenbestimmung wurde eine 32-L-ssRNA-Leiter geladen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 6: Hocheffiziente Transfektion sowohl von peritonealen Makrophagen als auch von BMDM mit eGFP mRNA. Makrophagen wurden für 6, 9 oder 24 h mit 50, 100 oder 200 ng eGFP mRNA inkubiert, die zu jetMESSENGER oder mit jetMESSENGER allein (Mock) komplexiert und dann durch Durchflusszytometrie analysiert wurden. (A) Gating-Strategie zur Definition der Populationen lebensfähiger Makrophagen, lebensfähiger eGFP+ Makrophagen und PI+ (d. h. tot) Makrophagen. Gezeigt werden repräsentative Daten für die Transfektion mit 200 ng mRNA für 6 h. (B,C) Die Transfektionsraten von (B) PM und (C) BMDM wurden durch die Analyse des Prozentsatzes lebensfähiger eGFP-positiver Zellen durch Durchflusszytometrie (n = 5-7 bzw. n = 4-5 unabhängige Experimente) bestimmt. (D-G) Die Expressionsniveaus von eGFP wurden durch die Analyse der mittleren Fluoreszenzintensität (MFI) von lebensfähigen (D) PM und (F) BMDM und der lebensfähigen und eGFP-positiven Subpopulation von (E) PM und (G) BMDM (n = 5-7 bzw. n = 4-5 unabhängige Experimente) bestimmt. Pro Probe wurden 10.000 Zellen gezählt. Die Daten werden als Mittelwert angezeigt: SEM. n.s. = nicht signifikant; * P < 0.05, ** P < 0.01, *** P < 0.001 und **** P < 0.0001 by Student es t-test. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 7: Transfektion führt nicht zum lytischen oder apoptotischen Zelltod. Der transfektionsinduzierte Zelltod von (A) PM und (B) BMDM wurde durch Die Analyse des Prozentsatzes der PI-positiven und Annexin-V-positiven Zellen (n = 5-7 bzw. n = 4-5 unabhängige Experimente) bestimmt. Der Prozentsatz der toten Makrophagen, die in nicht transfizierten Proben vorhanden sind (ein gewisser Grad des Zelltodes wurde durch physische Ablösung von Makrophagen von den Brunnen trotz Verwendung von nicht behandelten Platten verursacht) wurde von dem in den jeweiligen transfizierten Proben subtrahiert, um nur den durch das Transfektionsverfahren induzierten Zelltod zu berücksichtigen. Die Gating-Strategie zur Definition der Populationen von PI+, Annexin V+ und PI+/annexin V+ Makrophagen wird für einen repräsentativen Datensatz von PM-Transfiziert mit 200 ng mRNA für 6 h angezeigt. Staurosporin (50 m für 1 h) wurde als Positivkontrolle verwendet. Pro Probe wurden 10.000 Zellen gezählt. Die Daten werden als Mittelwert angezeigt. n.d. = nicht nachweisbar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 8: Transfektionsraten mit mRNA-Codierung für NEMO- und IKK-Konstrukte. Transfektionsraten unter Verwendung von mRNA-Codierung für (A) NEMO-Konstrukte und (B) IKK-Konstrukte wurden durch Immunfluoreszenzmikroskopie quantifiziert (n = 4 unabhängige Experimente). Skala bar = 4 m. Die Daten werden als Mittelwert angezeigt. n.t. = nicht transfiziert, n.s. = nicht signifikant; * P < 0.05, ** P < 0.01, *** P < 0.001 und **** P < 0.0001 by Student es t-test. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 9: Die Transfektion von NEMOfl/fl BMDM mit mRNA-Codierung für Cre-Rekombinose führt zu einem nahezu vollständigen Mangel für NEMO. BMDM von NEMOfl/fl Mäusen wurden mit mRNA-Kodierung Cre Recombinase für 48 h transfiziert. Mangel an NEMO-Protein als Folge von Cre-vermittelten Knockout wurde durch westlichen Blot mit spezifischen Antikörpern, die NEMO oder A-Actin erkannt und durch Densitometrie quantifiziert (n = 5 unabhängige Experimente). * P < 0,05, ** P < 0,01, *** P < 0,001 und **** P < 0,0001 durch Student es t-test. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 10: Transfektion induziert keine entzündungshemmende Reaktion. (A) PM und (B) BMDM wurden mit mRNA-Codierung für NEMOWT oder NEMOC54/347Atransfiziert. Als positivzu kontrollierende, Makrophagen wurden mit Listeria monocytogenes bei einer Vielzahl von Infektionen von 1 infiziert oder mit 5 g/ml LPS oder Poly(I:C) für 5 h (PM) oder 24 h (BMDM) stimuliert. Die Sekretion von IL-1, IL-6 und TNF in den Überstand wurde durch ELISA quantifiziert (n = 3 unabhängige Experimente). Die Daten werden als Mittelwert angezeigt. n.t. = nicht transfiziert, n.d. = nicht nachweisbar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Hier stellen wir ein Protokoll zur hocheffizienten Transfektion von meist schwer transfekten primären Makrophagen mit in vitro transkribierter mRNA vor. Wichtig ist, dass die Transfektion der Makrophagen mit diesem Protokoll weder den Zelltod induziert noch die proinflammatorische Signalisierung aktiviert, was darauf hinweist, dass weder das Transfektionsreagenz noch die transfizierte mRNA als nicht-selbst erkannt werden.
Die Qualität der mRNA ist von zentraler Bedeutung für die erfolgreiche Transfektion von Makrophagen mit diesem Protokoll. Daher ist sehr darauf zu achten, dass die mRNA nicht mit RNAses in Berührung kommt (z. B. durch kontaminierte Puffer oder Durchstechflaschen). Prüfen Sie im Zweifelsfall auf mRNA-Abbau (z. B. durch Agarose-Gel-Elektrophorese). Die Transfektionsrate und der Ausdrucksgrad lagen nach der Transfektion bereits bei 6 h maximal. Daher ist es möglich, dass das Protein von Interesse in einem Niveau ausgedrückt wird, das für die Analyse zu früheren Zeitpunkten nach der Transfektion ausreicht. Wir haben dies jedoch nicht getestet. Darüber hinaus kann die Transfizierung größerer mRNA-Mengen die Transfektionsrate und/oder den Expressionsgrad weiter erhöhen. Die Transfizierung größerer Mengen von mRNA kann jedoch möglicherweise auch zu einem gewissen Grad an Immunogenität oder sogar Zytotoxizität führen. Das völlige Fehlen dieses Protokolls ist einer der Hauptvorteile dieses Protokolls. Wenn also größere Mengen mRNA transfiziert werden sollen, müssen Immunogenität und Zytotoxizität sorgfältig bewertet werden.
Expressionsniveau korrelierte deutlich mit der Menge der transfizierten mRNA. Die Reexpression von NEMO in NEMO-defizienten BMDM führte jedoch zu einer ähnlichen NEMO-Proteinexpression wie beim Wildtyp BMDM16, was darauf hindeutet, dass die mRNA-Transfektion mit diesem Protokoll nicht zu einer erheblichen Überexpression des von Interesse sindden Proteins führt. Daher ist dieses Protokoll möglicherweise nicht geeignet, die Folgen einer Überexpression des von Interesse sindden Proteins zu untersuchen. Wir betrachten dies jedoch eher als Vorteil, da die Überexpression eines Proteins oft sein Verhalten verändert.
Die Hauptbeschränkung der mRNA-Transfektion besteht im Allgemeinen darin, dass sie nur zu einer vorübergehenden Expression des Proteins von Interesse führt (weil die mit diesem Protokoll erzeugte und transfizierte mRNA dem normalen Umsatz unterliegt). PM scheinen das Protein von Interesse für einen kürzeren Zeitraum im Vergleich zu BMDM auszudrücken. Daher sollte PM im Gegensatz zu BMDM nicht über Nacht transfiziert werden. Wie lange ein bestimmtes Protein von Interesse ausgedrückt wird, variiert (da sowohl die Stabilität der mRNA als auch die des Proteins variieren wird). Wir empfehlen jedoch, das Experiment der Wahl am selben Tag wie die Transfektion durchzuführen. Wenn die Expression des Voninteressesiums benötigenden Proteins über einen längeren Zeitraum erforderlich ist, können die Zellen wahrscheinlich mehrmals transfiziert werden (z. B. jeden Tag, wie in18beschrieben).
Wir haben das hier beschriebene Protokoll erfolgreich verwendet, um murine PM und BMDM und Maus embryonale Fibroblasten (MEFs)16zu transfekten. Theoretisch kann die mit diesem Protokoll erzeugte mRNA verwendet werden, um jeden bestimmten Zelltyp jeder Säugetierart zu transfekten. Das optimale mRNA-Transfektionsreagenz und der Gehalt an modifizierten Nukleosiden können sich jedoch für andere Zelltypen unterscheiden.
Zu den vielversprechenden zukünftigen Änderungen gehört die Einbeziehung der 5'- und 3'-UTRs. Die meisten bereits vorhandenen Plasmide enthalten nur die CCDS des Proteins von Interesse, nicht aber die 5'- und 3'-UTRs. Ihre Aufnahme (wie in19beschrieben) kann die mRNA-Stabilität und -Expression weiter verbessern. Auch das Anbringen von Epitop-Tags an das Protein von Interesse, indem einfach die Sequenz des Epitop-Tags in die Vorwärts- oder Reverse-Primer (für N- und C-Terminal-Epitop-Tagging) eingebunden wird, sollte möglich sein.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (SFB 670) unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 5-methyl-CTP (100 mM) | Jena Biosience | NU-1138S | stored at -20 °C |
| Antarctic phosphatase | New England BioLabs | M0289 | stored at -20 °C |
| Antarctic phosphatase reaction buffer (10x) | New England BioLabs | B0289 | stored at -20 °C |
| anti-NEMO/IKKγ antibody | Invitrogen | MA1-41046 | stored at -20 °C |
| anti-β-actin antibody | Sigma-Aldrich | A2228 | stored at -20 °C |
| Petri dishes 92,16 mm with cams | Sarstedt | 821,473 | stored at RT |
| CD11b Microbeads mouse and human | Miltenyi Biotec | 130-049-601 | stored at 4 °C |
| Cre recombinase + T7-Promotor forward primer | Sigma-Aldrich | 5′-GAAATTAATACGACTCACTATA GGGGCAGCCGCCACCATGTCC AATTTACTGACCGTAC-3´, stored at -20 °C |
|
| Cre recombinase + T7-Promotor reverse primer | Sigma-Aldrich | 5′-CTAATCGCCATCTTCCAGCAGG C-3′, stored at -20 °C |
|
| DNA purification kit: QIAquick PCR purification Kit | Qiagen | 28104 | stored at RT |
| eGFP + T7-Promotor forward primer | Sigma-Aldrich | 5´-GAAATTAATACGACTCACTATA GGGATCCATCGCCACCATGGTG AGCAAGG-3´, stored at -20 °C |
|
| eGFP + T7-Promotor reverse primer | Sigma-Aldrich | 5´-TGGTATGGCTGATTA TGATCTAGAGTCG-3´, stored at -20 °C |
|
| Fast Digest buffer (10x) | Thermo Scientific | B64 | stored at -20 °C |
| FastDigest XbaI | Thermo Scientific | FD0684 | stored at -20 °C |
| High-fidelity polymerase with proofreading: Q5 High-Fidelity DNA-Polymerase | New England Biolabs Inc | M0491S | stored at -20 °C |
| IKKβ + T7-Promotor forward primer | Sigma-Aldrich | 5′-GAAATTAATACGACTCACTATA GGGTTGATCTACCATGGACTACA AAGACG-3′, stored at -20 °C |
|
| IKKβ + T7-Promotor reverse primer | Sigma-Aldrich | 5′-GAGGAAGCGAGAGCT-CCATCTG-3′, stored at -20 °C | |
| In vitro mRNA transcription kit: HiScribe T7 ARCA mRNA kit (with polyA tailing) | New England BioLabs | E2060 | stored at -20 °C |
| LS Columns | Miltenyi Biotec | 130-042-401 | stored at RT |
| MACS MultiStand | Miltenyi Biotec | 130-042-303 | stored at RT |
| mRNA transfection buffer and reagent: jetMESSENGER | Polyplus transfection | 409-0001DE | stored at 4 °C |
| Mutant IKKβ IKK-2S177/181E plasmid | Addgene | 11105 | stored at -20 °C |
| Mutant NEMOC54/347A plasmid | Addgene | 27268 | stored at -20 °C |
| pEGFP-N3 plasmid | Addgene | 62043 | stored at -20 °C |
| poly(I:C) | Calbiochem | 528906 | stored at -20 °C |
| pPGK-Cre plasmid | F.T. Wunderlich, H. Wildner, K. Rajewsky, F. Edenhofer, New variants of inducible Cre recombinase: A novel mutant of Cre-PR fusion protein exhibits enhanced sensitivity and an expanded range of inducibility. Nucleic Acids Res. 29, 47e (2001). stored at -20 °C | ||
| pseudo-UTP (100 mM) | Jena Biosience | NU-1139S | stored at -20 °C |
| QuadroMACS Separator | Miltenyi Biotec | 130-090-976 | stored at RT |
| Rat-anti-mouse CD11b antibody, APC-conjugated | BioLegend | 101212 | stored at 4 °C |
| Rat-anti-mouse F4/80 antibody, PE-conjugated | eBioscience | 12-4801-82 | stored at 4 °C |
| Recombinant M-CSF | Peprotech | 315-02 | stored at -20 °C |
| RNA purification kit: MEGAclear transcription clean-up kit | ThermoFisher Scientific | AM1908 | stored at 4 °C |
| RNAse-degrading surfactant: RnaseZAP | Sigma-Aldrich | R2020 | stored at RT |
| Ultrapure LPS from E.coli O111:B4 | Invivogen | stored at -20 °C | |
| Wild type IKKβ plasmid | Addgene | 11103 | stored at -20 °C |
| Wild type NEMO plasmid | Addgene | 27268 | stored at -20 °C |
References
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