Summary
Er zijn verschillende methoden vastgesteld voor multiplex immunostaining met primaire antilichamen van dezelfde gastheersoort. Hier beschrijven we het gebruik van microgolf-gemedieerde antilichaam strippen en van fluorophore-tyramide om antilichaam cross-reactiviteit te blokkeren tijdens multiplex immunostaining op formaline-vaste paraffine-embedded muis bijnier secties.
Abstract
Immunostaining wordt veel gebruikt in biomedisch onderzoek om het cellulaire expressiepatroon van een bepaald eiwit aan te tonen. Multiplex immunostaining maakt etikettering met behulp van meerdere primaire antilichamen mogelijk. Om cross-reactiviteit van antilichamen te minimaliseren, vereist multiplex immunostaining met indirecte kleuring niet-gelabelde primaire antilichamen van verschillende gastheersoorten. De juiste combinatie van verschillende soortenantilichamen is echter niet altijd beschikbaar. Hier beschrijven we een methode voor het gebruik van niet-gelabelde primaire antilichamen van dezelfde gastheersoorten (bijvoorbeeld, in dit geval zijn beide antilichamen van konijn) voor multiplex immunofluorescentie op formaline-vaste paraffine-embedded (FFPE) muis bijniersecties. Deze methode maakt gebruik van dezelfde procedure en reagentia die in de antigeenterugwinningsstap worden gebruikt om de activiteit van het eerder gekleurde primaire antilichaamcomplex te ontdoen. Dia's werden gekleurd met het eerste primaire antilichaam met behulp van een algemeen immunostaining protocol gevolgd door een bindende stap met een biotinylated secundair antilichaam. Vervolgens werd een avidin-biotine-peroxidase signaal ontwikkelingsmethode gebruikt met fluorophore-tyramide als substraat. De immunoactiviteit van het eerste primaire antilichaamcomplex werd gestript door onderdompeling in een microgolfkokende natriumcitraatoplossing voor 8 min. De onoplosbare fluorophore-tyramideafzetting bleef op het monster staan, waardoor de dia kon worden vastgehouden met andere primaire antilichamen. Hoewel deze methode elimineert de meeste vals-positieve signalen, sommige achtergrond van antilichaam cross-reactiviteit kan blijven. Als de monsters zijn verrijkt met endogene biotine, kan een geperoxideerd secundair antilichaam worden gebruikt ter vervanging van het biogetinylated secundair einlichaam om het vals-positieve van teruggewonnen endogene biotine te voorkomen.
Introduction
In multiplex immunostaining, directe vlekken met behulp van geconjugeerde primaire antilichamen kan informatieve resultaten opleveren. Zonder gebruik te maken van secundaire antilichamen, de directe kleuring methode heeft een laag risico van valse colokalisatie signalen van antilichaam cross-reactiviteit. Echter, de geconjugeerde verslaggevers (fluorophore, enzymen) of biotine op het primaire antilichaam beperken het toekomstige gebruik ervan. Als alternatief geeft indirecte immunovlekken meestal sterkere signalen met behulp van een ongeconjugeerd primair antilichaam met een gelabeld secundair antilichaam. Idealiter moeten ongeconjugeerde primaire antilichamen die worden gebruikt in multiplex immunostaining afkomstig zijn van verschillende gastheersoorten om cross-reactiviteit van antilichamen te voorkomen. De juiste combinatie van primaire antilichamen van verschillende gastheersoorten is echter niet altijd beschikbaar.
Er zijn verschillende methoden vastgesteld om het risico te elimineren dat het secundaire antilichaam reageert met een ongewenst primair antilichaam. Een veel voorkomende methode is het gebruik van een F(ab) monomeric antilichaam om eventuele resterende bindende epitopen op het eerste primaire antilichaamcomplex te blokkeren voordat het wordt bevlekken met het tweede primaire antilichaam1. Antilichaam strippen, die vergelijkbaar is met de strip en reprobe van een westerse vlek blad, verwijdert de eerder gekleurde antilichaam complex zonder strippen van de afzetting van detecteerbare reporter moleculen zoals 3,3'-diaminobenzidine tetrahydrochloride (DAB)2 en de fluorescerende tyramide afzetting3. Met deze methode kunnen reportermoleculen in verschillende kleuren een multiplexresultaat op dezelfde dia weergeven. De multiplex kleuring is ook haalbaar door de volledige verwijdering van de eerder gedeponeerde lagen antilichamen en de uitlijning van vervolgens verworven beelden van andere antilichamen4,5. Deze methoden geven allemaal betrouwbare resultaten, hoewel elke methode zijn beperkingen heeft en ingewikkelde procedures of een speciaal beeldvormingssysteem vereist.
Het huidige protocol toont de toepassing van een antilichaam strippen methode met het gebruik van algemeen beschikbare buffers. Dit protocol kan worden gebruikt voor het uitvoeren van multiplex immunofluorescente vlekken op formaline-fixed paraffine-embedded (FFPE) muis bijniersecties met twee niet-gelabelde primaire antilichamen van dezelfde gastheersoorten.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Vlekken met het eerste antilichaam
- Dewax en rehydrate FFPE dia's met 5 min toegewezen aan elk van de volgende stappen: xyleen of gelijkwaardige reagentia 3x, 100% ethanol 2x, 95% ethanol 1x, 70% ethanol 1x, 50% ethanol 1x, en gedestilleerd water 2x.
OPMERKING: Dia's moeten vochtig blijven vanaf deze rehydratiestap tot de montage in de laatste stap. - Voor het optioneel ophalen van antigeen plaatst u de glijbanen in 275 mL kokende natriumcitraatoplossing (10 mM, pH = 6,0) gedurende 8 min. Om de oplossing kokend te houden, plaatst u de glijbanen plat op de bodem van een 14 x 9,5 x 9 cm3 (W x L x H) pipettipbox met deksel en magnetron de oplossing op 70% vermogen in een 700 W magnetron gedurende 8 min. Verwijder vervolgens de pipet tipbox uit de magnetron, open het deksel en laat de oplossing afkoelen bij kamertemperatuur (RT) gedurende ten minste 20 min.
- Breng de glijbanen over in een Coplin-pot met PBST (fosfaatgebufferde zoutoplossing met 0,1% polysorbaat 20/80). Was met PBST voor 5 min 3x. Als u niet onmiddellijk naar de volgende stap gaat, bewaar t.a.v. PBST in deze stap een paar uur of bij 4 °C gedurende 1-2 dagen, zo niet onmiddellijk naar de volgende stap.
- Om de blokkeringsoplossing voor te bereiden, gebruikt u het normale serum van de gastheersoorten van het secundaire antilichaam als blokkerend reagens. Andere commerciële blokkerende reagentia kunnen ook worden gebruikt. Als het gebruik van een normaal serum dat wordt gebruikt voor de studie die in dit onderzoek wordt gepresenteerd, voegt u 100 μL normaal ezelsserum toe aan 4,9 mL PBST. De blokkeringsoplossing kan maximaal 3 dagen bij 4 °C worden bewaard.
- Voor het blokkeren, schud de PBST van de dia's en snel bedekken met voldoende blokkeren oplossing. Incubeer de glijbanen bij RT in een bevochtigde kamer gedurende 30 min.
- Bereid de primaire antilichaamoplossing (500 μL voor twee dia's) voor met behulp van de blokkeringsoplossing om het primaire antilichaam tot de gewenste concentratie te verdunnen. De oplossing moet tot gebruik op ijs worden opgeslagen.
- Voeg voor 3βHSD 2 μL 3βHSD toe aan 498 μL blokkeringsoplossing.
- Voeg voor TH 0,5 μL TH-antilichaam toe aan 499 μL blokkeringsoplossing.
- Voeg voor β-catenine 1 μL β-catenin antilichaam toe aan 499 μL blokkeeroplossing.
- Voeg voor 20α HSD 1 μL 20αHSD-antilichaam toe aan 499 μL blokkeringsoplossing.
- Voeg voor CYP2F2 2 μL CYP2F2-antilichaam toe aan 498 μL blokkeringsoplossing.
- Incubeer met het primaire antilichaam door de blokkeringsoplossing van de glijbanen af te schudden en ze snel te bedekken met voldoende primaire antilichaamoplossing. Incubeer de glijbanen in een bevochtigde kamer 's nachts bij 4 °C. Tijdens de incubatie kunnen de dia's worden bedekt door een klein stukje paraffinefolie om uitdroging te voorkomen.
- De volgende ochtend was de glijbanen met PBST voor 5 min 3x.
- Bereid de secundaire antilichaamoplossing (500 μL voor twee glijbanen) voor met behulp van de blokkeringsoplossing om het biotinylated secundaire antilichaam te verdunnen tot de gewenste concentratie (bijvoorbeeld 1 μL ezelantimuisantilichaam of ezelantikonijnantilichaam in 499 μL van blokkeren oplossing). De oplossing moet tot gebruik op ijs worden opgeslagen.
- Incubeer met het tweede antilichaam door PBST van de glijbanen af te schudden en ze snel te bedekken met voldoende secundaire antilichaamoplossing. Incubeer de glijbanen in een bevochtigde kamer gedurende 1 uur bij RT.
OPMERKING: Als endogene biotine een punt van zorg is, gebruik dan een peroxidase-geconjugeerd secundair antilichaam in plaats van het biotinylated secundaire antilichaam. Ga naar stap 1.14 als u in stap 1.10 een geperoxidase-geconjugeerd secundair antilichaam gebruikt. - Was de glijbanen met PBST gedurende 5 min 3x.
- Bereid de mierikswortel peroxidase-geconjugeerde streptavidin (SA-HRP) oplossing (500 μL voor twee dia's) door 0,5 μL SA-HRP toe te voegen aan 499 μL PBS. De uiteindelijke concentratie is 1 μg/mL.
- Incubeer met de SA-HRP oplossing. Schud PBST van de glijbanen en bedek de glijbanen snel met voldoende SA-HRP-oplossing. Incubeer de glijbanen in een bevochtigde kamer gedurende 0,5 uur bij RT.
- Was de glijbanen met PBST gedurende 5 min 3x.
- Bereid de fluorophore-tyramideoplossing voor door fluorophore-tyramide te verdunnen met zijn verdunningsbuffer volgens de instructies van de fabrikant (bijvoorbeeld 5 μL fluorophore-tyramide in 496 μL verdunningsbuffer).
- Voer de signaalontwikkeling uit met fluorophore-tyramide door PBST van de glijbanen af te schudden en de glijbanen snel te bedekken met voldoende fluorophore-tyramideoplossing. Incubeer in een bevochtigde kamer gedurende 1 min bij RT. De incubatietijd kan worden aangepast om de gewenste fluorescentieintensiteit te verkrijgen. Stop de reactie door de dia's over te zetten naar een Coplin-pot met PBST. Was glijbanen met PBST gedurende 3 min 2x.
- Signalen kunnen snel worden gecontroleerd onder een fluorescentiemicroscoop om het resultaat in dit stadium te bevestigen. Als coverslips niet worden gebruikt, breng dan op elke sectie een druppel glycerol:PBS (1:1) aan om de monsters vochtig te houden. Was glijbanen met PBST gedurende 3 min 2x. Dia's kunnen enkele dagen bij 4 °C in PBST worden opgeslagen voordat ze naar de volgende stap gaan.
2. Strip het eerste antilichaam
- Plaats de glijbanen in 275 mL kokende natriumcitraatoplossing (10 mM, pH = 6,0) gedurende ten minste 8 min. Houd de oplossing aan het koken door de glijbanen plat op de bodem van een 14 x 9,5 x 9 cm3 (W x L x X H) pipet tipbox met een deksel en microwaving de oplossing op 70% vermogen in een 700 W magnetron voor 8 min. Als een langere strippentijd de voorkeur heeft, kan het nodig zijn om de buffer af te maken met behulp van een kokende natriumcitraatoplossing om de dia's te allen tijde ondergedompeld in bufferoplossing te houden. Haal de pipet tipbox uit de magnetron, open het deksel en laat de oplossing minstens 20 min afkoelen bij RT.
- Breng de dia's over in een Coplin-pot met PBST. Was met PBST voor 5 min 3x. Als de volgende stap indien niet onmiddellijk wordt uitgevoerd, bewaar de dia's in een Coplin-pot met PBST bij RT gedurende een paar uur of bij 4 °C gedurende 1-2 dagen.
3. Vlek met het tweede antilichaam
- Ga van start bij de blokkeringsstap en volg dezelfde procedures in stap 1.5 tot en met stap 1.14. Gebruik bij de signaalontwikkelingsstappen (stap 1.15 en stap 1.16) de fluorophore-tyramide in een ander fluorescentiespectrum.
OPMERKING: Dia's kunnen worden gestript met behulp van deze methode meerdere malen om multiplex vlekken mogelijk te maken. Het laatste antilichaam heeft fluorophore-tyramide niet nodig als verslaggever. Een fluorophore-geconjugeerd secundair antilichaam kan worden gebruikt om signalen van het laatste primaire antilichaam weer te geven. - Incubeer dia's met 2 μg/mL 4',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) of Hoechst oplossing voor 1 min bij RT als nucleaire tegenkleuring nodig is. Was vervolgens de glijbanen met PBST voor 3 min 2x.
4. Beeldvorming Met behulp van een fluorescentiemicroscoop om signalen te detecteren
- Monteer een coverslip met een druppel montagemedium dat geschikt is voor immunofluorescentie.
- Gebruik voor beeldvorming een fluorescentiemicroscoop om signalen van elk fluorescentiekanaal te detecteren. Begin met het DAPI-kanaal (Nuclear Staining) en de 4x lens om het weefsel op de dia te lokaliseren.
- Schakel over naar de 10x lens voor beeldvorming. Pas de belichtingstijd (300 ms) en lichtbronintensiteit (80% intensiteit) aan. Pas deze instellingen aan als het signaal te helder of te donker is. Maak foto's van elk kanaal zonder het podium te verplaatsen. Voor elk kanaal kan opnieuw worden scherpstellen. Voeg de afbeeldingen van elk kanaal samen met behulp van de software van de microscoop of ImageJ (imagej.nih.gov/ij/).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De resultaten werden verkregen uit monsters die werden behandeld met alle beschreven stappen, waaronder de stap 1.2 voor het ophalen van antigeen. Alle secundaire antilichamen die hier werden gebruikt waren biotinylated. Fluorophore-tyramide werd gebruikt om signalen te ontwikkelen van de eerste en tweede primaire antilichamen. Beelden werden vastgelegd met behulp van een fluorescentiemicroscoop uitgerust met een FITC kubus (voor groene fluorescentie), een TxRED kubus (voor Cy3) en een DAPI kubus (voor DAPI).
Microwaving-gemedieerde strippen elimineert de cross-reactiviteit.
Muis FFPE bijnier secties werden gekleurd met behulp van twee primaire konijn antilichamen. Zonder strippen(figuur 1A-C), het secundaire antilichaam voor TH opgepikt 3βHSD (+) sites en gaf rode signalen in de bijnierschors (Figuur 1B). Het gebrek aan strippen leidde tot de valse colokalisatie signalen gezien in het geel (Figuur 1C). Deze cross-reactiviteit komt van (1) het HRP-enzym dat de eerste tyramidereactie en (2) de antilichaamsoorten kruisreactiviteit katalyseerde. Om de antilichaamcross-reactiviteit en de HRP uit de eerste immunostaining te verwijderen, hebben we een 1 min(figuur 1D-F)en een 8 min microgolfgemedieerde strip (figuur 1G-I) getest. Beide behandelingen waren voldoende om het niet-specifieke signaal te elimineren, waardoor schone dubbele kleuringresultaten(figuur 1F,I)werden gegeven. De negatieve controle volgde op alle zelfde stappen, met uitzondering van incubatie met primaire antilichamen (figuur 1J). Geen significant signaal werd opgepikt in de negatieve controle. We vonden dat een 8 min strippen in een kokende citrate buffer was voldoende om antilichaam cross-reactiviteit te elimineren voor vele antilichamen die vaak worden gebruikt in de bijnier (Figuur 2).
De beperking - de werkzaamheid van de microgolf-gemedieerde strippen is antilichaam-afhankelijk.
Hoewel de magnetron-gemedieerde strippen gebruikt in dit protocol werkt voor de meeste gevallen, zijn er beperkingen aan deze methode. Voor sommige antilichamen kan een microgolfgemedieerde stripmethode met een citratebuffer de antilichaamcrossactiviteit niet volledig verwijderen. Bijvoorbeeld, een 8 min strippen verwijderd meest niet-specifieke signalen van de muis anti-TH antilichaam en de muis anti-CYP2F2 antilichaam, maar een zwak vals positief signaal was nog steeds detecteerbaar (de medulla in figuur 3E en de binnenste cortex in figuur 3K). Houd er rekening mee dat een verhoging van de microwavingtijd tot 20 min nog steeds niet volledig antilichaamcrossactiviteit(figuur 3H,K) heeft verwijderd.
Figuur 1: Representatieve dubbele immunovlekken op P1 FFPE muisbijnieren. FFPE muis bijnier secties werden gekleurd met twee primaire antilichamen van konijnen: anti-3βHSD (groen = cortex), anti-TH (rood = medulla). De drie groepen vlekken omvatten de drie verschillende strippen procedures gebruikt: (A-C) geen strippen, (D-F) 1 min strippen, en (G-I) 8 min strippen. Merk op dat zonder microwaving, het secundaire antilichaam met TH nog steeds opgepikt 3βHSD signalen, terwijl specifieke vlekken resultaten werden verkregen in de 1 min en 8 min magnetron behandelde groepen. Er is geen positief signaal in de negatieve controle, niet geïncubeerd met primaire antilichamen. Schaalbalk = 100 μm. DAPI = celkernen, blauw. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 2: Representatieve dubbele immunovlekken op P21 FFPE muisbijnieren. De FFPE muis bijnier secties werden gekleurd met twee primaire antilichamen van konijnen in de volgende volgorde: anti-β-catenine (groen = buitenste cortex) en vervolgens anti-20αHSD (rood = binnenste cortex). Tussendoor werd een strippenstap van 8 min uitgevoerd. Schaalbalk = 100 μm; DAPI = celkernen, blauw. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 3: Sommige antilichamen kunnen niet volledig worden ontdaan, wat kan leiden tot zwakke niet-specifieke signalen. De FFPE muis bijnier secties werden gekleurd met twee primaire antilichamen van muizen: anti-CYP2F2 (groen = innerlijke cortex) en anti-TH (rood = medulla). De resultaten van de no stripping-groep(A-C)toonden aan dat de reacties voor het opsporen van het CYP2F2-eiwit nog steeds het TH(+) gebied bereikten. Een valse colokalisatie werd gezien in de bijnier medulla (C). Hoewel een 8 min en een 20 min magnetron behandeling verminderde de groene fluorescentie intensiteit in de medulla, een merkbare achtergrond is nog steeds aanwezig(D-I). Het anti-CYP2F2-antilichaam is een ander voorbeeld waaruit blijkt dat de cross-reactiviteit zelfs na 20 min microwaving(J-L)niet volledig kan worden verwijderd. Merk op dat er geen positief signaal in de negatieve controle, niet geïncubeerd met primaire antilichamen, wat aangeeft dat het vals-positieve signaal was van de antilichaam cross-reactiviteit (M). Schaalbalk = 100 μm; DAPI = celkernen, blauw. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Multiplex immunostaining is nuttig om de cellulaire colokalisatie van twee of meer antigenen te onderzoeken. Deze veel gebruikte techniek geeft overtuigende colokalisatie resultaten wanneer primaire antilichamen worden geconjugeerd met verschillende verslaggevers (directe kleuring). Echter, directe kleuring biedt meestal zwakkere signalen in vergelijking met indirecte vlekken, waarbij geconjugeerde secundaire antilichamen om de primaire antilichamen te detecteren. Bij indirecte kleuring is een hoogwaardig multiplex immunostaining resultaat afhankelijk van de vraag of de secundaire antilichamen onderscheid kunnen maken tussen de verschillende primaire antilichamen. Als gevolg van de mogelijke antilichaam cross-reactiviteit, multiplex kleuring met behulp van de indirecte kleuring methode wordt duidelijker gezien met primaire antilichamen van verschillende gastheersoorten. Carl en anderen ontwikkelden een protocol met behulp van een overmaat aan ongeconjugeerde IgG F(ab) fragment om antilichaam cross-reactiviteit te blokkeren1. Een soortgelijke strategie wordt gebruikt in de "muis-op-muis" kleuring die gebruik maakt van een F (ab) monomeric anti-muis antilichaam om te voorkomen dat de anti-muis secundaire antilichaam van het opsporen van een endogene muis immunoglobuline in het weefsel. Deze blokkeringsmethode is echter tijdrovend en kan antilichamen uit eerdere stappen niet volledig blokkeren, vooral als de detectieantigenen van grote overvloed zijn2.
Warmte-gemedieerd strippen is een andere methode om antilichaam cross-reactiviteit in multiplex immunostaining te voorkomen. Het concept is vergelijkbaar met de strip en reprobe methode van een westerse vlek. Het gebruik van een magnetron om de dia's in een citrate buffer te koken had een duidelijk positief effect op het blokkeren van de antilichaam cross-reactiviteit. Twee microgolfbehandelingen van 5 m in tussen sequentiële rondes van colorimetrische immunovlekken maken het mogelijk om meerdere antigenen op dezelfde dia te detecteren met behulp van monoklonale antilichamen van de muis2. Microgolfbehandelingen in combinatie met de thyramidesignaalversterking (TSA)-methode, die fluorofe-tyramide gebruikt als substraat van HRP, zijn ook nuttig voor immunofluorescentie dubbele kleuring3,6,7. De microgolfbehandeling tussen de eerste en tweede kleurcycli blokkeert de activiteit van het eerste immunocomplex zonder de fluorescerende tyramideneerslag uit te wassen. Een magnetronbehandeling kan echter geen besmetting bij kleuring volledigvoorkomen. Hoewel sommige methoden met behulp van verschillende soorten stripbuffers een betere stripwerkzaamheid kunnen bieden, zijn gespecialiseerde buffers met langere incubatietijden nodig of moeten monsters beeldverwerving ondergaan voordat een andere vlek wordt toegepast4,5,7,9,10,11. Hier demonstreren we een eenvoudige methode met een minder gecompliceerde procedure en een gemeenschappelijke buffer voor microgolfgemedieerde antigeen ophalen in multiplex immunofluorescente vlekken. Hoewel deze methode de meeste cross-reactiviteit elimineert, moeten gebruikers zich bewust zijn van een mogelijke zwakke valse colokalisatie gezien met een aantal antilichamen, zelfs na een 20 min magnetron behandeling.
Endogene biotine kan worden gebruikt als een marker van steroïde cellen in de bijnierschors12. Streptavidin-geconjugeerde fluorophore alleen is voldoende om endogene biotine te detecteren en verlicht de hele bijnierschors, vooral in bevroren secties. Omdat endogene biotine wordt meestal geblokkeerd in FFPE monsters, de avidin-biotine-peroxidase procedure (dwz, ABC kit) wordt nog steeds op grote schaal gebruikt om doelen te versterken in FFPE bijnier monsters. Het is belangrijk op te merken dat de antigeen terugwinning stap ook ontmaskert endogene biotine en induceert de immunoactiviteit13. Omdat onze methode microgolf-gemedieerde antigeen terugwinning en het gebruik van streptavidin-geconjugeerde HRP combineert, is het mogelijk dat endogene biotine zal leiden tot valse positieve signalen, vooral in weefsels rijk aan endogene biotine (bijvoorbeeld de lever, nieren, en sommige tumoren)13. Als de avidin-biotine-peroxidase procedure nodig is om het signaal te versterken, kan een extra blokkeringsstap zoals preincubatie met vrije avidine en vrije biotine helpen om het endogene biotinesignaal te verminderen14. Hoewel onze methode geeft een lage endogene biotine achtergrond op FFPE muis bijnieren, is het belangrijk om altijd een negatieve controle met elk monster te allen tijde bij het gebruik van de avidin-biotine-peroxidase procedure. De alternatieve benadering is het gebruik van een peroxidase-geconjugeerd secundair antilichaam in plaats van het biotinylated secundaire antilichaam.
Onze resultaten tonen aan dat microgolfbehandeling met een citrate buffer een nuttige methode is voor multiplex immunofluorescentiekleuring. Er moet echter worden opgemerkt dat niet alle cross-reactiviteiten volledig kunnen worden geblokkeerd. Een zwakke valse colokalisatie is mogelijk. Dit protocol kan als alternatieve benadering worden gebruikt wanneer er geen geschikte combinatie van primaire antilichamen van verschillende gastheersoorten beschikbaar is. Gebruikers moeten zich bewust zijn van mogelijke vals-positieve van de resterende cross-reactiviteit evenals de herstelde endogene biotine. Goede negatieve controles moeten te allen tijde worden opgenomen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Dit werk wordt ondersteund door NIH R00 HD032636.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Antifade Mounting Medium | Vector Laboratories | H-1000 | |
| Biotinylated donkey anti-mouse | JacksonImmuno | 715-066-151 | 1:500 dilution |
| Biotinylated donkey anti-rabbit | JacksonImmuno | 711-066-152 | 1:500 dilution |
| DAPI | BioLegend | 422801 | 2 μg/mL in distilled water |
| Fluorescence microscope | ECHO | Revolve 4 | |
| Horseradish peroxidase-conjugated streptavidin | JacksonImmuno | 016-030-084 | 1:1,000 dilution |
| Microwave oven, 700 W | General Electric | JEM3072DH1BB | |
| Mouse anti-CYP2F2 | Santa Cruz | SC-374540 | 1:250 dilution |
| Mouse anti-TH | Santa Cruz | SC-25269 | 1:1,000 dilution |
| Normal donkey serum | JacksonImmuno | 017-000-121 | 2% serum in PBST |
| Rabbit anti-20αHSD | Kerafast | EB4002 | 1:500 dilution |
| Rabbit anti-3βHSD | TransGenic | KO607 | 1:250 dilution |
| Rabbit anti-TH | NOVUS | NB300-109 | 1:1,000 dilution |
| Rabbit anti-β-catenin | Abcam | ab32572 | 1:500 dilution |
| Streptavidin Horseradish Peroxidase (SA-HRP) | JacksonImmuno | 016-303-084 | 1:1,000 dilution |
| TSA Cy3 Tyramide | PerkinElmer | SAT704B001EA | 1:100 dilution |
| TSA Fluorescein Tyramide | PerkinElmer | SAT701001EA | 1:100 dilution |
References
- Lewis Carl, S. A., Gillete-Ferguson, I., Ferguson, D. G. An indirect immunofluorescence procedure for staining the same cryosection with two mouse monoclonal primary antibodies. Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 41 (8), 1273-1278 (1993).
- Lan, H. Y., Mu, W., Nikolic-Paterson, D. J., Atkins, R. C. A novel, simple, reliable, and sensitive method for multiple immunoenzyme staining: use of microwave oven heating to block antibody crossreactivity and retrieve antigens. Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 43 (1), 97-102 (1995).
- Tornehave, D., Hougaard, D. M., Larsson, L. Microwaving for double indirect immunofluorescence with primary antibodies from the same species and for staining of mouse tissues with mouse monoclonal antibodies. Histochemistry and Cell Biology. 113 (1), 19-23 (2000).
- Kim, M., Soontornniyomkij, V., Ji, B., Zhou, X. System-wide immunohistochemical analysis of protein co-localization. PLoS One. 7 (2), e32043 (2012).
- Bolognesi, M. M., et al. Multiplex Staining by Sequential Immunostaining and Antibody Removal on Routine Tissue Sections. Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 65 (8), 431-444 (2017).
- Toth, Z. E., Mezey, E. Simultaneous visualization of multiple antigens with tyramide signal amplification using antibodies from the same species. Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 55 (6), 545-554 (2007).
- Buchwalow, I., Samoilova, V., Boecker, W., Tiemann, M. Multiple immunolabeling with antibodies from the same host species in combination with tyramide signal amplification. Acta Histochemica. 120 (5), 405-411 (2018).
- Bauer, M., Schilling, N., Spanel-Borowski, K. Limitation of microwave treatment for double immunolabelling with antibodies of the same species and isotype. Histochemistry and Cell Biology. 116 (3), 227-232 (2001).
- Pirici, D., et al. Antibody elution method for multiple immunohistochemistry on primary antibodies raised in the same species and of the same subtype. Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 57 (6), 567-575 (2009).
- Glass, G., Papin, J. A., Mandell, J. W. SIMPLE: a sequential immunoperoxidase labeling and erasing method. Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 57 (10), 899-905 (2009).
- Zhang, W., et al. Fully automated 5-plex fluorescent immunohistochemistry with tyramide signal amplification and same species antibodies. Laboratory Investigation. 97 (7), 873-885 (2017).
- Paul, A., Laufer, E. Endogenous biotin as a marker of adrenocortical cells with steroidogenic potential. Molecular and Cellular Endocrinology. 336 (1-2), 133-140 (2011).
- Bussolati, G., Gugliotta, P., Volante, M., Pace, M., Papotti, M. Retrieved endogenous biotin: a novel marker and a potential pitfall in diagnostic immunohistochemistry. Histopathology. 31 (5), 400-407 (1997).
- Wang, H., Pevsner, J. Detection of endogenous biotin in various tissues: novel functions in the hippocampus and implications for its use in avidin-biotin technology. Cell and Tissue Research. 296 (3), 511-516 (1999).
