Summary
Bu protokol, hasta kaynaklı ksenogreftlerin (PDX) genişletilmiş in vitro kültürünü mümkün kılacak yöntemleri göstermektedir. Bir adım, 3D hidrojellerde çok hücreli küme kültürlerinin genel canlılığını, canlı olmayan tek hücrelerin doğrudan çıkarılması yoluyla artırır. İkincibir adım, pdx kültürü için en iyi uygulamaları perfüzyonlu mikroakışkan bir platformda gösterir.
Abstract
Hasta kaynaklı ksenogreftler (PDX), rezeke edilen hasta tümör dokusu doğrudan immünazatlı farelere aşılandığında ortaya çıkan, biyolojik olarak stabil kalır, böylece moleküler, genetik ve histolojik özelliklerin yanı sıra orijinal tümörün heterojenliği de korur. Ancak, bu modellerin uyuşturucu taraması da dahil olmak üzere çok sayıda deney icra etmek için kullanılması hem maliyet hem de zaman açısından engelleyicidir. Üç boyutlu (3D) kültür sistemleri yaygın olarak kanser hücrelerinin biyokimyasal etkileşimler, morfoloji ve mimari yoluyla biyolojik bütünlüklerini korudukları platformlar olarak görülür. Ekibimiz hyaluronik asit (HA) oluşan 3D matrisler kullanarak in vitro PDX hücreleri kültürleme geniş bir deneyime sahiptir. PDX'lerle ilişkili fare fibroblaststromal hücrelerini ayırmak için, stromal hücrelerin doku kültürü yle tedavi edilmiş plakaların yüzeyine yapıştığı, ayrıştırık PDX tümör hücrelerinin yüzdüğü ve çok hücreli kümelere kendi kendini bağdaştırdığı rotasyon kültürünü kullanıyoruz. Ayrıca supernatant yüzen tek, genellikle ölü hücreler, hangi 3D hücre kültürü için hidrojeller içine aşağı kapsülleme için canlı PDX kümeleri toplama bir sorun mevcut. Bu tek hücreleri canlı hücre kümelerinden ayırmak için yoğunluk adım gradyan santrifüj uyguladığız. Burada açıklanan protokol, daha fazla in vitro deney için kullanılacak hücre kümelerinin sağlıklı popülasyonundan canlı olmayan tek hücrelerin tükenmesine olanak sağlar. Çalışmalarımızda, kültür sırasında medya perfüzyonuna olanak sağlayan mikroakışkan plakalara 3Boyutlu kültürleri dahil ediyoruz. Arınmış ve saflaştırılmayan hücrelerin floresan görüntü tabanlı canlılık tahsini kullanılarak ortaya çıkan kültürleri değerlendirdikten sonra, elde edilen sonuçlar, bu ek ayırma adımının kültürlerimizden canlı olmayan hücrelerin sayısını önemli ölçüde azalttığını göstermektedir.
Introduction
Son on yılda, kanser araştırma alanı hasta kaynaklı ksenogreftler için yenilenen coşku göstermiştir (PDXs) kanser hücre yolu güven ve ilaç duyarlılık değerlendirmek için bir araç olarak1. En sık görülen PDX modelleri insan tümör hücrelerinin deri altı veya ortotopik implantasyonu ile kurulur-bir tümör parçası, ayrışmış tümör türevi hücrelerin bir küme, ya da izole dolaşan tümör hücrelerinin bir örnek (CtCs)—bir kemirgen konak içine. Tümör "almak" başarılı olursa, ksenogreft hücreleri çoğalır, vaskülarite, ve aksi takdirde bir tümör oluşturmak için konak doku ile etkileşim, hangi optimal boyutta hasat edilebilir, bölünmüş, ve diğer konakiçine yeniden implante. Bir model sistemi olarak birçok avantajları arasında, PDXs genellikle yerli tümör hücre nüfusunun heterojenlik önemli bir kısmını korumak ve insana özgü yollar ve hücre yanıtları değerlendirilmesi sağlamak2,3. In vivo bağlam vaskülatür ve diğer komşu stroma ile tümör etkileşimi sağlar ve ilaç difüzyon dinamikleri gibi doku özellikleri recapitulates, oksijen gerginliği, ve ekstrasellüler matriks etkisi biyolojik ve mekanik tümör ilerlemesini etkiler. PDXs olumsuz bir yönü bir kemirgen konak onların güven, tümör genişlemesi için hem de sonuçta hipotez testi için. Birçok PDX'ler, arzu edilen özelliklerinin çoğunu kaybetmeden doku kültürü polistiren geleneksel iki boyutlu (2D) kültüre adapte olamayacağından, bu nispeten kontrollü in vitro yöntemi ile in vivo PDX kullanımı için gider, tesis ve zaman gereksinimlerindeki önemli artış arasında araştırmacılar için en az orta zemin olmuştur.
Biz destekleyici bir matris içinde 3D hücre kültürü uygulamak birden fazla in vitro modelleri tarif ettik, ve son zamanlarda birden fazla prostat kanseri ex vivo kültürünü göstermek için bu işi genişletti (PCa) türetilmiş PDXs, hem tek başına ve kemik iliği kaynaklı fibroblastlar ile co-kültür4,5. Hyaluronik asit (HA) bazlı hidrojel matrisler, hidrojelderinliği6 ile görüntüleme için hidrojel özellikleri ve optik netlik üzerinde kolay kontrol ile, her iki hücre tipleri için özelleştirilebilir ve biyolojik olarak ilgili destek sağlar.
Olgun PDX tümör dokuları heterojen insan kanser hücreleri ve fare stroma (fibroblastlar, endotel hücreleri, vb) değişken bir karışımını oluşturmaktadır. İn vitro tümör ilerlemesiiçin hücre tipi spesifik katkıları incelemek için, tümörleri ayırmak, hücre popülasyonlarını ayırmak ve deneysel olarak hücreler arası iletişim yollarını ayırmak için düzenli bir şekilde birleştirmek avantajlı olabilir. Doku digestates içinde karışık hücre popülasyonları belirli kültür koşulları ile diferansiyel uyumluluk var. Örneğin, tümörle ilişkili fibroblast canlılığı ya yüzey ekibe veya integrin ligandlarla işlevsel 3D matrisler gerektirirken, epitel kaynaklı PDX hücreleri genellikle bu gereksinimlere sahip değildir, bunun yerine hücre-hücre etkileşimlerini tercih eder. Bu farklılıklar, PDX hücrelerinin fare stromal hücrelerini kontamine olmaktan etkin bir şekilde ayrılmasını sağlamak için kullanılabilir. Doku digestates rotasyon kültürü doku-hücre yapışıklıkları 24−48 h supernatant çok hücreli kümeler oluşturmak için dönen kültür yüzeyinin üzerinde yüzen PDX hücreleri sürücü ise doku kültür yüzeyine stromal hücre yapışmasını sağlar. Bu kümelerin özel özellikleri PDX'e (örn. büyük, sıkı, yüksek küresel kümeler veya üzüm demetlerini andıran daha küçük, daha gevşek agregalar) göre değişir, ancak genellikle biyolojik olarak ilgili boyutlardadır (50−250 μm çapında), hücreler arası temaslara dayanan hücresel etkileşimleri değerlendirmek için yeterlidir.
Tümör alımı ve işlenmesi kaçınılmaz olarak, mekanik/enzimatik bozulmadan kaynaklanan kısa süreli hasar veya alt popülasyonların seçilen kültür koşullarıyla uzun süreli uyumsuzluğu nedeniyle kaçınılmaz olarak bir miktar teminat hücre ölümüyle sonuçlanır. İlk toplu ayırma olarak rotasyon kültürünün yararına rağmen, ölü veya ölmekte olan hücreler kaçınılmaz olarak PDX kümeleri ile aktarılır ve ortaya çıkan kültürü etkileyebilir. Bu ölü hücreler genellikle bir kümeye entegre olmayan tek tek PDX hücreleri, seçili kültür koşullarında yaşayamayan fare stromal fibroblastları veya özellikle kırılgan endotel hücreleridir. Bu tür ölmekte olan hücreler "hayatta kalanların" deneysel sonuçlarını etkileyebilir ve floresan görüntü tabanlı canlılık tarama testlerinden sayısallaştırmayı önemli ölçüde etkileyebilir. Bu yöntemden canlı PDX hücrelerinin seçimini iyileştirmek için, PDX karışımlarından tek tek ölü/ölmekte olan hücreleri kolayca çıkarmak ve ağırlıklı olarak canlı çok hücreli kümeleri korumak için yoğunluk adımlarıyla santrifüj yöntemlerini uyarladık.
3D kültürde ortaya çıkan PDX kaynaklı kümelerin çalışmasını geliştirmek için, mikroakışkan tabanlı perfüzyon kültür platformu organoPlate(Şekil 1),96 kişiye kadar özel perfüzyon, 3D kültürlerin 384 kuyudaki mikrotiter plaka tabanı(Şekil 1A) 77,8' e kadar eşzamanlı kültüre olanak tanıyan yüksek işletilmiş bir organ-on-a-chip platformundan yararlandık. 2 şeritli mikroakışkan plakada, tek bir doku çipi iki mikroakışkan kanalla bağlanır(Şekil 1B, jel kanal: kırmızı, perfüzyon kanalı: mavi) üst üste dört kuyuya yayılan. İki mikroakışkan kanal, komşu komşu kanaliçine bir kanal taşmasını önler phaseguide denilen kısa bir plastik sırt ile ayrılır, ve aynı anda jel ve perfüzyon kanal9içeriği arasında bir membran-free arayüzü sağlar . Mikroakışkan plakanın alt kısmı mikroskop sınıfı camdan oluştuğu için, kültürler standart veya otomatik mikroskopla plakanın alt kısmından gözlem penceresinden görülebilir. Perfüzyon, mikroakışkan plaka içinde programlanabilir bir rocker ile kurulur, mikroakışkan kanallar aracılığıyla medya sürücü yerçekimi kullanarak, rezervuar kuyuları arasında(Şekil 1C). Perfüzyon akışı-mimik daha yakından statik kültüre göre tümör mikroortamı özetler, kesme stresi ve gazve besin lerin gelişmiş dağılımı dahil edilmesine olanak sağlar. Mikroakışkan plaka bir perfüzyon kanser hücresi kültürünün korunmasının yararları daha önce aynı hücrelerin statik 3D kültür ile karşılaştırıldığında optimum canlılık sergilenen perfüzyon meme kanseri kültürleri olarak tarif edilmiştir7.
Bu rapor, canlı çok hücreli PDX kümelerini yalıtmak için uyarlanmış bir yoğunluk gradyan santrifüj yöntemini açıklar ve perfusable mikroakışkan plakalar içinde 3D PDX kültürleri oluşturmada yarar göstermektedir. Giderek artan sayıda araştırma laboratuvarı PDX kullanımını kolaylaştırmak için yöntemler aradığından, burada sunulan protokollerin hemen faydalı olacağını öngörüyoruz.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tümör dokusu hasta onayı ile ve onaylı Kurumsal İnceleme Kurulu (IRB) protokolüne göre elde edildi. Ksenogreftler kabul edilen Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) protokolüne göre implante edildi, büyüdü ve hasat edildi.
NOT: Tüm çalışmalar steriliteyi korumak için steril bir biyolojik güvenlik kabininde yapılmalıdır. Aksi belirtilmedikçe tüm adımlar oda sıcaklığında yapılmalıdır.
1. PDX işleme için malzemelerin hazırlanması
- Otoklav forceps ve neşter sapı veya jilet.
- Doku dissosiyasyonu ile aynı gün 4 °C'de veya oda sıcaklığında çözülme enzim çözeltisi.
NOT: 37 °C'de erime tavsiye edilmez, çünkü bu bazı dissosiasyon enzimlerini inaktive edebilir. - En az 100 mL PDX kültür ortamı (Dulbecco'nun modifiye Kartal orta besin karışımı F-12 [DMEM-F12] ile 100 U/mL penisilin ve streptomisin hazırlayın ve % 30 fetal sığır serumu [FBS]) ve en az 25 mL PDX işleme ortamı (DMEM-F12 ile 100 U/mL penisilin ve streptomisin ve FBS yok). Kullanıma hazır olana kadar 4 °C'de saklayın.
2. STROMAL KOMPONENTIN PDX ayrışması ve ilk saflaştırılması
- Otoklavlı gereçler, 70 μm hücreli süzgeçler (2−3), 60 mm yuvarlak doku kültürü tabakları (2), 6 kuyulu doku kültür tabakları, steril 50 mL konik santrifüj tüpler ve steril 1x fosfat tamponlu salin (PBS) toplayın. 37 °C'ye kadar sıcak kültür orta ve dissosilasyon enzim çözeltisi oda sıcaklığına gelmesine izin verir.
- PDX dokusu bir fare konakçısında 1,0−1,5 cm çapa ulaştığında, tümörü standart yollarla (örn. kabul edilmiş anestezi altında) cerrahi olarak fareden çıkarın ve PDX kültür ortamına sahip 50 mL'lik bir tüpte buz üzerinde saklayın(Şekil 2A). Dokuhemen, aşağıdaki adımlar aracılığıyla, hücre canlılığını maksimize etmek için, tercihen içinde 1−2 saat hasat tan sonra.
- Tümör dokusunu önceden tartılmış steril 50 mL konik tüpe aktarın. Kan ve kirleticimaddeleri çıkarmak için 30 mL steril PBS ile 6x durula. Mümkün olduğunca çok sıvı çıkarın ve tümör dokusu tartmak.
- Tümör dokusunu 60 mm'lik yuvarlak doku kültür yemeğine aktarın ve steril bir jilet veya neşter kullanarak ~1 mm3 adet ekibe bölün.
- Tümör bulamacı toplamak ve yeni bir steril 50 mL tüp transfer etmek için PDX işleme ortamı 5 mL ekleyin. Kültür çanamasını 5 mL daha PDX işleme ortamıile durulayın, ardından dissosiyasasyon enzim solüsyonu (10 mL/g tümör, en az 5 mL) ile tüm durulamaları 50 mL tüpe ekleyin.
- 37 °C'de 20 dk inkübün. Tüpü kuluçka süresinin yarısına kadar yavaşça döndürün.
- Pipet yukarı ve aşağı yavaşça bir serolojik pipet ile kümeleri kırmak için. Yeni bir steril 50 mL tüp üzerine yerleştirilen 70 μm hücreli süzgeçli filtre hücreleri.
NOT: Birden fazla süzgeç gerekebilir. - Pelet hücrelerine 5 dk için 200 x g santrifüj. PDX kültür ortamının 2−3 mL'inde süpernatant'ı çıkarın ve yeniden askıya alın. Hemositometre veya otomatik hücre sayacı kullanarak hücreleri sayın.
- Yonga başına istenilen hücre yoğunluğunu elde etmek için gerekli ayrıştırılmış PDX türevi hücrelerin sayısını tahmin etmek için Tablo 1'i kullanın.
NOT: Tablo 1'deki değerler bir başlangıç noktası olarak tasarlanmıştır. Gerçek değerler doku canlılığına/hücreselliğine ve donma/iyileşmeden kaynaklanan hücre kaybına bağlı olarak değişir. PDX tümörleri belirli bir kanser tipi içinde bile bireylerdir, bu nedenle bu değerler ampirik olarak ayarlanmalıdır. - Adım 2.9'da hesaplanan sayının 1−2 x 106 hücresi, PDX kültür ortamının 5 mL'lik 6 kuyulu doku kültür plakası başına. Küme oluşumunu teşvik etmek için 48 saat boyunca (50−55 rpm) inkübat (37 °C, %5 CO2,%95 nem)(Şekil 2B). Küme oluştuktan sonra, santrifüj için bölüm 3'e devam edin.
- Cryopreserve kullanılmayan PDX hücreleri ilk ayrışmadan %50 FBS + %40 DMEM-F12 + %10 dimetil sülfoksit (DMSO) veya ticari olarak mevcut bir birincil hücre dondurma ortamı.
NOT: Yapışık fare stromal hücreleri de doku plakası yüzeyinden, istenirse, kültür ortamı ile kısa bir süre durulanarak ve standart yollarla genişletilerek geri kazanılabilir. - Daha sonra kriyoslü PDX tümör hücrelerinin/fare stromasının kullanımı için, 37 °C'lik su banyosundaki hücreleri 2 dk eritin. Bölüm 3'e geçmeden önce adım 2.10'da açıklandığı gibi 6 kuyulu doku kültürü plakasında kont ve plaka. Kriyopreservation canlılık kayıpları karşılamak için ~% 20 oranında PDX hücrelerinin sayısını artırın.
3. PDX'ten türetilmiş kümelerin tek hücrelerden yoğunluk gradyan santrifüj esaslı ayrılması
- Steril 50 mL konik tüpte 18 mL yoğunluk gradyan santrifüj çözeltisi ile 2 mL steril 10x Hanks'in dengeli tuz çözeltisi (HBSS) ile iyice karıştırarak 20 mL %100 yoğunluk gradyan çözeltisini hazırlayın. Bu %100 çözeltiyi steril 1x HBSS ile seyrelterek ve iyice karıştırarak %20, %30, %40 ve %55 yoğunluk gradyan çözeltilerinin her biri 10 mL yapın.
NOT: Bu hacimler, her biri ~15 x 106 hücreyi ayırmak için kullanılabilecek iki adet 15 mL degrade için yeterlidir. ~15 x 106 hücreden daha az ayırıyorsa, ikinci degrade santrifüj için bir denge olarak kullanılmalıdır. - 15 mL konik tüpün altına 3 mL %55 yoğunluk gradyan çözeltisi ekleyin. Tüpü bir açıda tutarak, %55'lik katmanın üzerine %40 yoğunluk gradyan çözeltisinin 3 mL'sini çok hafifçe katlayarak, katmanların karışmasını önlemek için sıvıyı tüpün açılı tarafına yavaşça dağıtın. %30 yoğunluk gradyan çözeltisi ile tekrarlayın.
- 5 mL serolojik pipet ile PDX rotasyon kültürlerinin süpernatantını toplayın, plaka yüzeyini hafifçe durulayın. Pelet hücrelerine 2 dk için 200 x g santrifüj.
- Supernatant çıkarın ve hücreleri ayırmak için gerekli degrade sayısına göre% 20 yoğunluk gradyan çözeltisi 3 mL hücre pelet resuspend. %20 yoğunluk gradyan çözeltisini hücrelerle birlikte degrade(ler) üstüne dikkatlice katlayın. Hücreler için sadece bir degrade tüp kullanıyorsanız, denge gradyan tüp hücre içermeyen 20% yoğunluk gradyan çözeltisi ile üst.
- 4 °C, 2.000 x gve 0 fren 30 dakika için bir salıncak kova rotor santrifüj tüpler ve santrifüj kapağı.
- Santrifüjden sonra kesirler görünür olacaktır (Şekil 2C). 2−3 mL kesirleri taze 15 mL tüpler halinde toplayın. Her fraksiyona 3−4 hacim steril 1x HBSS ekleyin ve iyice karıştırmak için ters çevirin.
- Pelet hücrelerine 3 dk için 1.000 x g santrifüj. Supernatant'ı çıkarın ve pdx işleme ortamının 1−2 mL'inde hücre peletini yeniden askıya alın.
NOT: Uygulanabilir PDX hücre kümeleri genellikle test edilen çoğu PDX için %20−40 yoğunluk gradyan çözüm arabiriminde biriken tek ölü/ölmekte olan hücrelerle %40−55 yoğunluk gradyan çözüm arabiriminde(Şekil 2D)bulunur. - Kümelenmiş hücre süspansiyonundaki hücre sayısını değerlendirmek için eşit hacimli dissosiasyon enzim çözeltisi ile yeniden dissosilasyon için küçük, temsili bir aliquot (50−100 μL) çıkarın. Hemositometre veya otomatik hücre sayacı olan hücreleri sayın.
4. Hidrojel hazırlama ve mikroakışkan plaka tohumu
- HA hidrojel çözeltilerini (tiyol-modifiye HA, HA-SH; tiol-reaktif polietilen glikol diakrülat, PEGDA) üreticinin talimatlarına göre yeniden oluştur.
- Çok kanallı bir pipet kullanarak, kültür nemini ve optimum görüntüleme koşullarını korumak için 2 şeritli mikroakışkan plakanın gözlem penceresi sütunlarında (sütun 3, 7, 11, 15, 19, 23) tüm kuyulara 50°L HBSS ekleyin.
- 50 μL hidrojel için gerekli olan bölüm 3'teki hücre süspansiyonunun hacmini istenilen hücre yoğunluğunda (yani 5.000 hücre/μL) hesaplayın. Bir mikroakışkan plaka tohumlama için, hesaplanan hacmi 4 steril 1,5 mL santrifüj tüpün her birine yerleştirin.
NOT: HA hidrojellerin jelleşme için sabit bir zamanı vardır. Erken jelleşme oluşursa dağıtımda kullanıcı verimliliği için jel çözeltisi aliquots hacmini ayarlayın. - KULLANMADAN hemen önce 1 N NaOH ile HA-SH çözeltisinin pH'ını 8.0'a ayarlayın. 40 μL'lik HA-SH'yi 10 μL PEGDA ile karıştırarak ve zaman içinde jelasyonu izleyerek bir test jelasyonu gerçekleştirin. Jelasyon genellikle PEGDA crosslinker ile HA-SH karıştırıldıktan sonra 5−8 dakika başlar.
- Pelet hücrelerine 2 dk (200 x g, oda sıcaklığı) için santrifüj hücre süspansiyon aliquots. Ha-SH'nin uygun hacmindeki süpernatant ve resuspend hücreleri dikkatlice çıkarın.
NOT: Son hidrojel 4:1 HA-SH:PEGDA çözeltisi (hacim olarak) olduğundan, hücreler 40 μL HA-SH'de 50 μL son hacim için yeniden askıya alınmalıdır. - HA'daki bir hücreye 10 μL PEGDA ekleyin. İyice karıştırın ve mikroakışkan plaka tohumlama dan önce 1−3 dakika bekleyin (adım 4.4 jelleşme süresine bağlı olarak).
NOT: Tohumlamadan önce başlamanın jelleşme reaksiyonuna izin vermek hücre yerleşmesini en aza indirmeye yardımcı olur. - HA hidrojel çözeltisindeki hücrelerle tek bir kanal tekrarlayan pipet ve yük için 1,5 μL hacimdağıtmak için bir ipucu yapıştırın. Hatta hücre dağılımı sağlamak için iyi karışık hydrogel aliquot tutmayı unutmayın.
- Mikroakışkan plakayı tohumlamak için pipet ucunu plakaya dik olarak hizalarken ucu jel girişinin ortasına (sütun 1, 5, 9, 13, 17, 21) yerleştirerek hidrojel çözeltisini dağıtırken temas ancak basınç yok. Erken hidrojel katılaşmasını önlemek için hızlı bir şekilde çalışarak, her jel girişine 1,5 μL jel çözeltisi dağıtın.
- Plakanın üst kısmından, plakanın alt kısmından veya mikroskopla görüntülenerek mikroakışkan kanalların dolgu durumunu gözlemleyin ve yüklemeyi bir kılavuz olarak Kullanarak Yüklemeyi değerlendirin (Şekil 3B'debaşarılı yükleme , Şekil 3B'depipet konumlandırma kılavuzu , Şekil 3C'decevapsız yükleme , Şekil 3B'desona erecek şekilde doldurulmamış , Şekil 3E'detaşma). Bir sonraki fiş turu için doldurma başarısını artırabilecek teknikte gerekli ayarlamaları belirleyin (sorun giderme ipuçları için tartışmaya bakın).
- 4.6−4.9 adımlarını HA çözeltisindeki kalan 3 hücre ile tekrarlayın. Bir sonraki aliquot (~ 1 dk) hazırlarken plaka ters çevirin.
NOT: 1 dk bekleme süresi ve plaka ters jelasyon oluşur gibi hücre yerleşme azaltarak hücrelerin 3D dağılımını artırmak. - Tüm talaşlar doldurulduktan sonra, jelasyon tamamlanana kadar (~45 dk) 37 °C'de nemlendirilmiş bir kuluçka makinesinde plakayı kuluçkaya yatırın.
- Verilen kılavuzu kullanarak, perfüzyon rocker doğru perfüzyon ayarları (14 ° açı, 4 dakika aralıkları) ile hücre kültürü kuluçka yüklü olduğundan emin olun.
- Tüm orta girişlere (sütun 2, 6, 10, 14, 18, 22) 50 μL PDX kültür ortamı ekleyin ve kanalların plakayı çevirerek düzgün doldurulup dolmadığını kontrol edin. Sıvıyı mikroakışkan kanalları doldurmaya teşvik etmek için plakayı bir yüzeye hafifçe dokunun.
- Tüm orta çıkışlar için 50 μL DMEM-F12 (%10 FBS) ekleyin (sütun 4, 8, 12, 16, 20, 24). Perfüzyon kanalında herhangi bir hava kabarcığı sıkışıp kalırsa, plakayı bir yüzeye hafifçe vurarak çıkarın.
- Bir mikroskop ve plaka düzeni formu(Ek Şekil 1),kayıt çip dolum başarı kullanarak. Yanlış doldurulmuş yongaları daha fazla deneysel kullanımdan hariç tinler.
- Plakayı 14° eğime ve perfüzyona başlamak için 4 dk'lık bir döngüye ayarlı eğimli bir kayaç üzerine yerleştirin. PDX kültür ortamını her 2 günde bir değiştirin (önce girişte 50 μL, sonra çıkışta 50 l).
5. Hücre boyama, görüntüleme ve görüntü niceliği
- Üç floresan boya (Hoechst 33342, ethidium homodimer-1, calcein acetoxymethyl [AM]) içeren bir hücre canlılık titreşme çözeltisi hazırlayın.
- Her boyanın stok çözeltilerini aşağıdaki gibi hazırlayın: Deiyonize suda 1,6 mM (1 mg/mL) deechst 33342; susuz DMSO'da 4 mM'de kalcein AM; ethidyum homodimer-1 2 mM DMSO/H2O (1:4, v/v).
NOT: Malzeme Tablosu'ndabelirtilen kitte calcein ve ethidium homodimer-1 çözeltileri bulunmaktadır. - HBSS veya fenol kırmızıiçermeyen ortamda, üç boyaiçeren tek bir çalışma çözümü hazırlayın. Her hücre tipi ve matris için, Hoechst 33342 için 1,6−8,0 μM, calcein için 0,1−10 μM ve ethidyum homodimer-1 için 0,1−10 μM aralıkları içinde son çalışma konsantrasyonu optimize edin.
- Her boyanın stok çözeltilerini aşağıdaki gibi hazırlayın: Deiyonize suda 1,6 mM (1 mg/mL) deechst 33342; susuz DMSO'da 4 mM'de kalcein AM; ethidyum homodimer-1 2 mM DMSO/H2O (1:4, v/v).
- Kültür ortamını çıkarın ve istenilen mikroakışkan yongalara (75°L giriş, çıkışta 25 l) çalışma canlılık boya çözeltisi uygulayın ve hücre kültürü kuluçka makinesindeki perfüzyon rocker'ın üzerine 1 saat süreyle geri yerleştirin.
- Floresan filtreler (uyarma/emisyon dalga boyları olarak listelenen) ile manuel veya otomatik konfokal mikroskop(Malzeme Tablosu)kullanarak lekeli kültürlerin gözlem pencerelerini görüntüle, nm) tüm çekirdekleri (Hoechst 33342, 350/461), ölü hücre çekirdeklerini (ethidium homodimer-1, 528/617) ve canlı hücre sitoplazmasını (calcein, 494/517) gözlemlemek için.
- 20x hava hedefi kullanarak 140 μm Z-desteyi ≤1 μm adım boyutuna sahip yakalayın. Tüm mikro kanalı az miktarda çakışma ile görüntülemek için üç görüş alanı gereklidir. Çift örneklemeyi önlemek için, çip başına yalnızca iki görüş alanı görüntüleyin.
NOT: Görüntüleme koşulları uygun NyQuist örnekleme sağlamak için optimize edilmelidir. Yazarların deneyimlerinde, konvansiyonel epi-floresan kaynağının dekonvolution veya bir konfokal üzerinde rezonans tarama modu dayalı hızlı bir görüntüleme sistemi, tam bir Z-yığın, üç lazer renkleri ile, makul bir süre içinde bir plaka üzerinde 96 yongaları arasında tam bir z-yığın (kurulum dahil olmak üzere otomatik görüntüleme ile yaklaşık 3,5 saat) tam olarak titretetmek için gereklidir. - Görüntü çözümleme yazılımını kullanarak, morfoloji, toplama durumu veya diğer özellikler gibi istenen niceliksel veriler için Z yığını görüntülerini tarar. Hücre canlılığını ölçmek için ölü hücre (kırmızı) ve toplam hücre çekirdeği (mavi) sayısını sayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Programlanabilir bir perfüzyon rocker standart bir su jacked hücre kültürü kuluçka hazırlandı ve iki şeritli mikroakışkan plakalar yükleme için standart bir biyogüvenlik kabini(Şekil 1)hazırlanmıştır. Bir MDA-PCA-118b PDX tümörü in vivo olarak genişletildi, maksimum boyuta ulaştığında hasat edildi ve protokol bölüm 2'de açıklandığı gibi hücrelerin bulamaç süspansiyonu oluşturmak için ayrıştırıldı, yaklaşık olarak tek hücreli bir durumda(Şekil 2A). Bulamaç 6 kuyulu doku kültür plakalarına dağıtıldı ve açıklandığı gibi xy rotator üzerine 48 saat süreyle yerleştirildi. Daha önce açıklandığı gibi doku kültür plakasının altına bağlı fare stroması ve insan PDX hücreleri orta alanda yüzerek, kümeler halinde biraraya getirilmiştir(Şekil 2B). Birbiresökülen tek hücreler de çözüm boyunca görülebiliyordu.
Protokol bölüm 3'teki yöntemler kullanılarak bir santrifüj tüpünde bir adım yoğunluğu gradyanı oluşturulmuştur. PDX hücrelerinin süpernatant süspansiyonu çok kuyulu plakadan hafifçe aspire edildi, adım degradesine yüklendi ve açıklandığı gibi santrifüj edildi. Santrifüjden sonra, PDX kümelerini içeren puslu bir bant, 2 ve 3 kesirler arasındaki arabirimin yakınında görünür ve 1 ve 2 kesirler arasındaki arabirimde tek hücreler tanımlanmıştır(Şekil 2D). Kesirler açıklandığı gibi toplandı, HBSS daha seyreltilmiş ve yoğunluk gradyan çözeltisi kaldırmak için tekrar santrifüj. Supernatant aspire edildi ve ortaya çıkan hücre peletleri PDX işleme ortamında yeniden askıya alındı. Her işlenmiş fraksiyonun küçük bir aliquot mikroskop tarafından değerlendirildi, beklenen kesir PDX küme içerdiğini doğrulamak için, ve ayrı kesir öncelikle tek hücreleri içerdiğini.
PROTOKOL bölüm 4'te açıklandığı şekilde HA hidrojel çözeltileri yeniden oluşturuldu ve hidrojel çözeltisinde PDX kümeleri yeniden askıya alındı. PDX çözeltileri mikroakışkan plaka üzerindeki yongalara yüklendi ve başarılı yükleme için değerlendirildi (Şekil 3). Çoğu durumda, fişlerin %90'ı bazı uygulamadan sonra yükleme hacimlerinin tekniği ve ayarları ile başarıyla yüklenirdi. İstenilen sayıda talaş yüklendikten ve açıklandığı gibi jelleşme için kuluçkaya yattıktan sonra, PDX kültür ortamı mikroakışkan plakaya eklendi ve plaka perfüzyon ile kültürlendi.
Floresan boyalar ve protokol bölüm 5'teki yöntemler ve konfokal mikroskopi yöntemleri kullanılarak 3D mikroakışkan PDX kültür canlılığı ve morfolojisi hem ayrı olmayan hem de yoğunluk gradyan santrifüj ayrı koşullarda değerlendirildi(Şekil 4A). Bu plakaların görüntüleri konfokal mikroskopta Z-yığınları olarak kaydedilmiş ve görüntü analiz yazılımında hücre canlılığı açısından değerlendirilmiştir. 1. gün, ayırma yöntemini kullanan kültürler, ayrılmamış kültürlere göre 10 kat daha az tekli, ölü hücreler (kırmızı) sergilediler(Şekil 4B). Daha da önemlisi, ayrılmış kümeler öncelikle canlı hücrelerden (yeşil) oluşuyordu. Küme büyüklüğü dağılımı için istatistiksel olarak anlamlı fark saptanmadı(Şekil 4C).
Kültürler daha yedi gün boyunca mikroakışkan plaka içinde muhafaza edildi(Şekil 5A). Örnekler yukarıdaki gibi aynı görüntüleme ve niceleme yöntemleri kullanılarak periyodik olarak değerlendirildi. Toplam canlı hücre sayısı tutarlı kaldı(Şekil 5B)ve kümeler kültürün yaşamı boyunca ~%80 canlılık(Şekil 5C)korudu. Ayrılmamış durumdaki hücre yoğunluğu kabaca ayrılmış durumun üçte biridir, çünkü hücre sayımı sırasında tek hücreler canlıdır, ancak hidrojel içinde hızla ölür. Yoğunluk degrade ayırma olmadan küme boyutu nda daha fazla değişkenlik de vardır.
Şekil 1: 2 şeritli perfusable mikroakışkan plaka. (A) 2 şeritli mikroakışkan plaka, cam plakalar arasına gömülü mikroakışkan kanallardan oluşan modifiye alt tan oluşan 384 kuyulu standart bir mikrotiter plakadır. Her plaka 3D hücre kültürü için 96 doku yongaları oluşur. (B) Plakanın üst kısmından bakıldığında, tek bir 2 şeritli mikroakışkan çip jel kanalı (kırmızı) ve perfüzyon kanalı (mavi) ile bağlı bir satır da 4 kuyu oluşur; jel girişi, perfüzyon girişi, gözlem penceresi ve perfüzyon çıkışı. (C) Perfüzyon, perfüzyon girişi ve çıkış kuyuları arasında ortam sağlamak için yerçekimini kullanan programlanabilir bir rocker ile mikroakışkan plakada elde edilir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 2: PDX küme yalıtımı. (A) Primer PDX dokusunu parçalayın ve hem insan PCa hücreleri hem de fare tümörü stromaiçeren tek bir hücre süspansiyonuna ayırın. Ya kriyokorunmuş ayrışmış hücre karışımı ya da (B) tümör hücrelerini yeniden kümelemek ve fare stromal hücrelerinin doku kültür plakasına (48 saat) yapışmasını sağlamak için rotasyon kültürüne katkıda bulunur. (C) Artık ölü tek hücreleri kaldırmak için yoğunluk gradyan santrifüjünü kullanın ve (D)yoğunluk degrade katmanları arasındaki arabirimde canlı PDX kümelerini toplayın %40 ve %55 (kırmızı kesikli kutu). (E) PDX kümelerini geri kazanım, hidrojel öncül çözeltisinde yeniden askıya alın ve tekrarlayan pipetle plakaya dağıtın. (F) Örnek hesaplamalar, Tablo 1'ekarşılık gelen, bir plaka daki tüm talaşlar için istenen son hücre konsantrasyonuna ulaşmak için gerekli ilk hücre numaralarını gösterir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 3: Mikroakışkan plaka yüklemenin izlenmesi. Yükleme başarı ve hataları, göz tarafından değerlendirilebilir (üst ve alt görünümlerde), mikroskop tarafından onay ile. (A) Başarılı yükleme, üst ve alt görünümlerde açık (parlak) perfüzyon şeridi ve alt görünümde biraz daha koyu jel şeritile tanımlanır. Mikroskop la yapılan görselleştirme, jel şeridinin bitişik şeride dökülmeden tamamen hücreler ve jel öncüsüyle dolu olduğunu doğrular. (B) Jel dağıtımı sırasında doğru pipet ucu yerleşimini gösteren, doğru yerleştirmenin giriş portunun hemen üzerinde olması (solda) ve yanlış yerleştirmenin merkezdışı (orta) veya giriş portuna (sağda) kuvvet uyguladığını gösteren çizgi film. (C) Tüm görünümlerde parlak şeritler, pipet ucunun jel girişinin içine doğru yerleştirilmediğini düşündüren, eksik bir yüklemeyi gösterir. (D) Jel şeridinin kısmi bir dolgusu (sonuna kadar doldurulmamış) kırmızı okla tanımlanır, bu da ilerleyen jel çözeltisinin ön cephesinin nerede sıkışıp kalmış bir hava kabarcığı ya da yüklemede erken duraklama ile kesildiğini gösterir. Mikroskop görünümündeki kırmızı ok aynı konumu tanımlar. (E) Jel şeridinin içeriği PhaseGuide'ı taştı, perfüzyon şeridine döküldü ve sonunda engelledi. Bu taşma hem jel hem de perfüzyon şeritlerinin karanlık görünümü ile alt görünümde görülebilir. Ölçek çubuğu = 200 μm. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 4: Mikroakışkan tabakada hücre boyama ve canlılık değerlendirmesi. (A) Floresan lekeler kullanılarak, mikroakışkan plakada tohumlanmış ayrılmamış ve ayrılmış PCa hücre kümelerinde canlılık değerlendirildi (tüm çekirdekler: Hoechst 33342, mavi; ölü hücreler: ethidyum homodimer-1, kırmızı; ve canlı hücreler: calcein, yeşil). Ölçek çubuğu = 50 μm. (B) Kültürün birinci gününde toplam ölü hücreler sayısal laştırıldı ve ayrılan MDA-PCa-118b PDX kültürleri ölü hücre sayısında önemli bir azalma gösterdi. (C) Ayrılmış ve ayrılmamış kültürlerde PCa PDX'ler için küme boyutunun sayısallaştırılması hafif bir artış gösterdi, ancak istatistiksel olarak anlamlı bir fark yoktu. B panelindeki çubuklar ve hata çubukları, durum başına 4 görüntünün ortalama ve standart sapması (2 görüntü/yongalı 2 yonga) temsil eder. Yıldız (*) istatistiksel olarak anlamlı farklılıkları (p < 0.05) bir öğrencinin t-testi kullanılarak ayrılmamış durumla karşılaştırıldığında temsil eder. C panelindeki kutu ve bıyık çizimi için çapraz simge ortalamayı gösterir ve yatay çizgi her koşul başına 4 görüntünün (2 görüntü/yongalı 2 yonga) ortalamasını gösterir. Bıyıklar her koşul için minimum ve maksimum küme çapına uzanırken kutu verilerin %50'sini içerir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 5: Mikroakışkan plakada ayrılmış MDA-PCa-118b karakterizasyonu. (A) Ayrılmış (sol) ve ayrılmamış (sağ) PCa kanser hücre kümeleri mikroakışkan plaka içinde tohumlanmış ve yedi güne kadar perfüzyon. Kültürler tüm çekirdeklere (Hoechst 33342, mavi), ölü hücrelere (ethidyum homodimer-1, kırmızı) ve canlı hücrelere (calcein, yeşil) özgü üç boya ile boyandı. Ölçek çubuğu = 50 μm. (B,C) 8.000 hücre/μL'lik bir tohumlama yoğunluğunda bir haftalık kültürden hücre sayısının ve kültürün canlılığının ölçülmesi. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
| Tek talaşta son istenilen hücre yoğunluğu (hücre/μL) | Talaş başına yüklenen hacim (3L) | Mikroakışkan plakadaki yonga sayısı | Ekstra hacim için mutiplier | Şekil 2C: Tam bir mikrokuyu plaka için gerekli ayrılmış hücre sayısı (adım 3.8) | Çarpan için hücre kayıpları (stroma kaldırma, hücre ölümü) |
Şekil 2B: Protokol için ayrıştırılmış PDX hücrelerinin başlangıç # (adım 2.8) |
| 2,500 | 1.5 | 96 | 1.3 | 4.7E+05 | 3 | 1.4E+06 |
| 5,000 | 1.5 | 96 | 1.3 | 9.4E+05 | 3 | 2.8E+06 |
| 10,000 | 1.5 | 96 | 1.3 | 1.9E+06 | 3 | 5.7E+06 |
| 20,000 | 1.5 | 96 | 1.3 | 3.7E+06 | 3 | 1.1E+07 |
Tablo 1: Tek bir 2 şeritli mikroakışkan plakayı yüklemek için gereken yaklaşık başlangıç ve son PDX malzemesidir.
Ek Şekil 1: 2 şeritli mikroakışkan plaka düzeni. Mikroakışkan plakayı tohumladıktan sonra, 2 şeritli plaka düzenini kullanarak tek tek talaş yükleme başarısını (başarılı, cevapsız yükleme, sonuna kadar doldurulmamış veya taşma) kaydedin. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Burada, yüksek iş yapımı, perfüzyonlu 3D kültür sisteminde uygulanabilir PDX kaynaklı tümör hücrelerinin işlenmesi ve kültürlenmesi için bir yöntem açıklıyoruz. Bu protokolpca PDX dokusu nu kullanırken, diğer epitel kaynaklı tümörler için de aynı derecede etkilidir. Tümör özellikleri, menşe dokuda (prostat, meme, vb.) bile bireysel PDX çizgileri arasında farklılık gösterir. Bazı PCa PDX hatları daha fibrotik ve diğerleri daha hücresel iken canlı hücreleri izole etmek zordur. Burada belirtilen tümör boyutu özellikle düşük verimli tümörler için daha fazla doku sağlamak için IACUC kılavuzları içinde çeşitli olabilir. Ayrıca, tümör parçaları adım 2.7 sonra toplanabilir, yeniden sindirilir, ve verimi artırmak için ilk sindirim ile havuzlu. Bu özellikle daha ekstrasellüler matriks ağırlıklı tümörler için yararlıdır. Son iki sindirimin ek turları genellikle düşük canlılık ve düşük verim ile sonuçlanır ve önerilmez.
PDX kaynaklı popülasyonların saflaştırılması, ölü / ölmekte olan hücreleri kaldırmak veya konak hücreleri kontamine, genişletilmiş 3D kültür ve istenen kanser hücrelerinin nicelik lendirme için yararlıdır. Burada açıklanan arınma ilk adım-orta hızlarda XY rotasyon ile birlikte medya nispeten büyük bir hacimde süspansiyon kültürü-teşvik 1) yüksek yapışma bağımlı hücrelerin seçici ekstraksiyon, genellikle fare stromal fibroblastlar, ve 2) pro-sağkalım hücre teması sağlamak için hücre agregalarının oluşumu. Fong ve ark.5'teaçıklandığı gibi, 48 h XY dönüş adımı nda konaktan türetilmiş fare fibroblastlarının ayıklanmasının etkinliği çok yüksektir. Kasıtlı PCa-fibroblast co-kültürleri kesinlikle uygulanabilir, biz göstermiştir, ama ayarlı bir matris gerektirir (matris fibroblast yapışmasını desteklemek için) ve fibroblastların daha büyük bir oranda. Ara sıra PDX, genellikle daha mezenkimal özelliklere sahip olanlar, 48 saatlik rotasyon kültürü adım sırasında doku kültürü yüzeylere daha kolay yapışacaktır. PDX hatları yakından bu protokol icra ilk kez izlenmeli, ve HNA için immünosüllü, yapışık ve non-yapışık popülasyonlarda insan hücrelerinin oranını belirlemek için. Doku dışı kültür tedavi plakaları bu PDX'ler ile küme oluşumu için kullanılmalıdır. Fare stromal hücreleri yüzeye eninde sonunda yapışır, ancak ayırma bu kadar verimli olmayacaktır.
Rotasyon kültürünütaki ekspekta, yapışmayan popülasyonu içeren süpernatant, açıklanan yoğunluk gradyan santrifüjlü santrifüj yöntemi ile işlenir. Burada bildirilen protokol en az bir yoğunluk adımını (örneğin, yalnızca %20, %40 ve %55 çözümleri kullanarak) dışlamak için basitleştirilmiş olabilir, ancak her yeni PDX ile bu yöntemi oluştururken dördü de kullanılmalıdır. Çok hücreli kümeler bu yöntemle tek tek hücrelerden kolayca ayrılır ve kümelenmiş fenotiplerini ve diğer özelliklerini büyük ölçüde korurlar. Atılan tek hücreli popülasyon, 48 h dönüş adımından önce ölü/ölen ve böylece bir kümeye hiç entegre olmayan hücreleri veya (b) 48 h dönüşünden sonra canlı kalan, ancak yine de kümelere entegre olmayan hücreleri temsil eder. Grup (b) bazı araştırmacıların arzu ettiği hücreleri içerebileceğini belirtmek önemlidir; örneğin, bazı raporlar erken kök /progenitor hücreleri içeren birincil hücre kültürleri tarif var, ya da eksüda ya da eksnatant içinde aksi yapışık nüfus üzerinde kötü yapışık tek hücreler olarak yüzen10. Kanser çalışmaları ile ilgili, dolaşımdaki tümör hücreleri (CtCs), tümör başlatan hücreler (TICs), veya diğer benzer metastaz teşvik hücre tipleri bu tek hücrenüfusunun bir parçası olabilir. Bu nedenle, protokolümüzü kullanan araştırmacılar, herhangi bir ilgi hücresinin kaybolmadığından emin olmak için atılan tek hücre popülasyonuna dikkatle analiz etmelidir. Elimizde, bu tek hücrelerin büyük çoğunluğu ya ölü / ilk doku dissosyasyon protokolü nedeniyle ölen kanser hücrelerinin küçük bir kısmı, ya da zaten anoikis ile devam kemirgen fibroblastlar vardır.
Sınırlı ve değerli PDX malzeme ile çalışırken başarı sağlamak için mikroakışkan plakayı daha az değerli hücrelerle tohumlama tekniğini uygulamamız önemle tavsiye edilir. Dağıtım sırasında ipucu yerleştirmeye dikkat edin, çünkü yanlış teknik yükleme sırasında basınç uygulandığında 1) taşmayla sonuçlanabilir veya ucu giriş bağlantı noktası nın üzerine ortalanmış değilse boş veya kısmen doldurulmuş kanallar 2). Erken jelleşme de kanallarısonuna kadar doldurmak için neden olacaktır. Bu durumda, PEGDA crosslinker eklenmesi ve jel çözeltisi dağıtma arasında bekleme süresini azaltmak, ya da bir seferde jel çözeltisi daha küçük aliquots ile çalışmak. Bu protokolde kullanılan dağıtım hacimleri HA hidrojelleri ile başarı için iyi optimize edilebistir. Bu sistemde Matrigel gibi daha viskoz çözümlerin kullanılması, mikroakışkan kanalların düzgün doldurulması için dağıtım hacminin ~2 μL'ye çıkarılmasını gerektirir. Ayrıca, adım 4.3'te 50 μL'lik artışlar, aynı adımda dört hücreli peletin hazırlanması ve 4.10.adımdaki tekrar süspansiyonların kasıtlı olduğunu unutmayın; gerekli olandan daha fazla malzeme vermelerine rağmen, yinelenen pipetten kaynaklanan kayıpların hesabını vermek için fazlalık sağlarlar.
Her PDX'in bu 3B kültür modeli nde benzersiz bir morfolojive boyut dağılımına sahip olma olasılığının yüksek olduğu unutulmamalıdır. Bir anlamda, bu, hasta hastalığı, doku öyküsü, matris parametreleri ve diğer birçok faktör çeşitliliği nedeniyle bekleniyor. Matrigel birden fazla prostat kanseri hatları geniş bir değerlendirme bu potansiyel çeşitlilik gösterdi11. Yine de, müfettişler yukarıdaki parametrelerde geniş bir varyasyon bulmak için sürpriz olabilir. Hazırlık taslağında, bu kültür platformunda çeşitli PDX'lere geniş bir bakış salıyoruz; hücreler her PDX türü içinde tutarlı bir yanıt tutar, ancak numuneler arasında önemli ölçüde değişebilir, bu da örneğin, küme başına yüksek hücre yoğunluğuna sahip büyük veya daha küçük, daha gevşek hücreler arası bağlantılara sahip kümelerle sonuçlanabilir. Her PDX'in belirli davranışları, öngörülebilir ve karakteristik morfolojiyi doğrulamak için, birden fazla deneme üzerinde araştırmacılar tarafından değerlendirilmelidir. Müfettişler örneklerin bu makalede özetlenen genel davranışları izlemesini bekleyebilirler.
Özetle, sunulan protokol araştırmacılara, kültür koşullarının ince ayarlanmasına ve dokuya özgü hücre dışı matriks (ECM) ve perfüzyon akışı gibi ilgili 3D çevresel ipuçlarının birleştirilmesine olanak tanıyan ve birkaç gün veya hafta boyunca hücre hayatta kalmasını sağlayan bir platformda PDXs ex vivo'yu kullanmak için yeni bir yöntem sunmaktadır. Bu kültürlerin detaylı karakterizasyonu burada yapılan boyama ve morfolojik analizlerle sağlanmıştır. Buna ek olarak, gerekirse, kültürler plaka okuyucu tabanlı tahliller, immünofloresan etiketleme, ya da daha fazla moleküler karakterizasyon sağlayan lysates hazırlanması için kullanılabilir. Daha önce hidrojeller içinde PDX 3D kültürünün bazı unsurlarını yayınlamış olmamıza rağmen, bu çok aşamalı arınma uygulaması yenidir, standart bir laboratuvarda kullanımı kolaydır ve yüksek canlılık temsili kültürleri korumada başarılıdır. OrganoPlate platformu, 2 şeritli ve 3 şeritli çeşitleri, doku perfüzyon umodeli ile daha fazla karmaşıklık sunuyor, ve deney başına daha az hücre kullanmak için önemli bir fırsat. Önceki modellerimizle karşılaştırıldığında, mikroakışkan platform hücre gereksinimlerini deney başına ~30 faktörüyle azalttı, ki bu da çoğu laboratuvarda PDX tümör dokusunun az bulunması göz önüne alındığında muazzam bir fayda sağlıyor. Mikroakışkan sistem, uzatılmış görüntüleme, immünboyama ve kolay görüntüleme sağlar, yeterince büyük bir hücre popülasyonu boyunca (n = ~ ~ ~2,000−4,000 görüntüleme penceresi başına hücre) uzaysal organizasyon bağlamında fenotip nicelik izin vermek.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.
Acknowledgments
Bu çalışma Ulusal Sağlık Enstitüleri Ulusal Kanser Enstitüsü SBIR Faz I (HHSN26120700015C) ve P01CA098912 tarafından desteklenmiştir.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1N NaOH | any suitable tissue culture grade | ||
| 60 mm round tissue culture dishes | any suitable | ||
| 6-well tissue culture plates | any suitable | ||
| 70 µm cell strainers | Corning | 431751 | or equivalent |
| Centrifuge | Eppendorf | 5810R with suitable rotor and buckets for 15/50 mL conical centrifuge tubes | or equivalent |
| Density gradient centrifugation solution | Millipore Sigma | P1644 | Percoll |
| Dimethylsulfoxide | any suitable tissue culture grade | ||
| Dissociation enzyme solution | StemCell Technologies | 07921 | ACCUMAX |
| DMEM-F12 | ThermoFisher Scientific | 11039021 | or equivalent |
| Forceps | any suitable | ||
| HA hydrogel kit | ESI BIO | GS311 | HyStem (Hyaluronic acid-SH and PEGDA) |
| Hanks Balanced Salt Solution | Lonza | 10-527F | or equivalent |
| Heat-inactivated fetal bovine serum | Atlanta Biologicals | S11150 | |
| Hemocytometer | Fisher Scientific | 02-671-51B Hausser BrightLine | or equivalent |
| Hoechst 33342 | ThermoFisher Scientific | H1398 | or equivalent |
| Image processing software | Oxford Instruments | Imaris 9.3 | or equivalent |
| LIVE/DEAD Cell Viability/Cytotoxicity Kit (Calcein-AM/Ethidium Homodimer-1) | ThermoFisher Scientific | L3224 | or equivalent |
| Microfluidic culture plate | Mimetas | 9603-400-B | 2-lane OrganoPlate |
| Microscope | Nikon | A1R | or equivalent |
| Multichannel pipette | Eppendorf | 3125000036 | or equivalent |
| PDX-derived tumor tissue | obtained under IRB approval for human tissue and IACUC approval for animal host | ||
| Penicillin-streptomycin | ThermoFisher Scientific | 15140-122 | or equivalent |
| Perfusion rocker | Mimetas | OrganoPlate Perfusion Rocker Mini | |
| pH strips (pH 5-9) | any suitable | ||
| Phosphate-buffered saline solution | Lonza | 17-516F | or equivalent |
| Razor blades | any suitable | ||
| Rotating xy-shaker | VWR | Advanced 3500 Orbital Shaker | or equivalent |
| Scalpel handle | any suitable | ||
| Single channel repeating pipette | Eppendorf | 22260201 | |
| Sterile, 15mL conical centrifuge tubes | any suitable | ||
| Sterile, 50mL conical centrifuge tubes | any suitable |
References
- Jung, J., Seol, H. S., Chang, S. The Generation and Application of Patient-Derived Xenograft Model for Cancer Research. Cancer Research and Treatment: Official Journal of Korean Cancer Association. 50 (1), 1-10 (2018).
- Malaney, P., Nicosia, S. V., Dave, V. One mouse, one patient paradigm: New avatars of personalized cancer therapy. Cancer Letters. 344 (1), 1-12 (2014).
- Meehan, T. F., et al. PDX-MI: Minimal Information for Patient-Derived Tumor Xenograft Models. Cancer Research. 77 (21), 62-66 (2017).
- Fong, E. L. S., et al. Hydrogel-Based 3D Model of Patient-Derived Prostate Xenograft Tumors Suitable for Drug Screening. Molecular Pharmaceutics. 11 (7), 2040-2050 (2014).
- Fong, E. L. S., et al. A 3D in vitro model of patient-derived prostate cancer xenograft for controlled interrogation of in vivo tumor-stromal interactions. Biomaterials. 77, 164-172 (2016).
- Engel, B. J., et al. Hyaluronic Acid-Based Hydrogel Formulations Suitable for Automated 3D High Throughput Drug Screening of Cancer-Stromal Cell Cocultures. Advanced Healthcare Materials. 4 (11), 1664-1674 (2015).
- Lanz, H. L., et al. Therapy response testing of breast cancer in a 3D high-throughput perfused microfluidic platform. BMC Cancer. 17 (1), 709 (2017).
- Wevers, N. R., et al. High-throughput compound evaluation on 3D networks of neurons and glia in a microfluidic platform. Scientific Reports. 6, 38856 (2016).
- Vulto, P., et al. Phaseguides: a paradigm shift in microfluidic priming and emptying. Lab on a Chip. 11 (9), 1596-1602 (2011).
- Patru, C., et al. CD133, CD15/SSEA-1, CD34 or side populations do not resume tumor-initiating properties of long-term cultured cancer stem cells from human malignant glio-neuronal tumors. BMC Cancer. 10, 66 (2010).
- Harma, V., et al. A comprehensive panel of three-dimensional models for studies of prostate cancer growth, invasion and drug responses. PLoS One. 5 (5), 10431 (2010).
