Summary
Эта рукопись представляет собой протокол, чтобы вызвать активный экспериментальный аутоиммунный энцефаломиелит (ЕАЭ) у мышей. Метод изоляции и характеристики проникли лимфоцитов в центральной нервной системе (ЦНС) также представлен, чтобы показать, как лимфоциты участвуют в развитии аутоиммунных заболеваний ЦНС.
Abstract
Рассеянный склероз (МС) является аутоиммунным заболеванием центральной нервной системы (ЦНС), вызванным сочетанием факторов окружающей среды и восприимчивого генетического фона. Экспериментальный аутоиммунный энцефаломиелит (ЕАЭ) является типичной моделью заболевания MS широко используется для исследования патогенеза, в котором Т-лимфоциты, характерные для миелин антигенов инициировать воспалительные реакции в ЦНС. Очень важно оценить, как лимфоциты в ЦНС регулируют развитие болезни. Тем не менее, подход к измерению количества и качества проникли лимфоцитов в ЦНС очень ограничен из-за трудностей в изоляции и обнаружения проникли лимфоцитов из мозга. Эта рукопись представляет собой протокол для того, что полезно для изоляции, идентификации и характеристики проникли лимфоцитов из ЦНС и будет полезно для нашего понимания того, как лимфоциты участвуют в развитии аутоиммунных заболеваний ЦНС.
Introduction
Как хроническое демиелинизирующей болезни ЦНС, MS затрагивает около 2,5 миллионов человек во всем мире и не хватает лечебноголечения 1. Он также считается аутоиммунным заболеванием, при котором миелин антиген специфических Т-лимфоцитов инициировать воспалительные реакции и привести к демиелинизации и аксональной травмы вЦНС 2. Экспериментальный аутоиммунный энцефаломиелит (EAE) широко используется для исследования патогенных механизмов MS как классическая модель аутоиммунных демиелинизации вЦНС 3. Есть два способа индуцировать ЕАЭ: один заключается в том, чтобы индуцировать EAE активно иммунизации животных с компонентами миелина, другой является приемная передача путем передачи энцефалитогенныхТ-клеток в рецептор 2,4,5. Восприимчивость к ЕАЕ различна в различных штаммах животных6. У мышей C57BL/6, миелин олигодендроцит гликопротеин (MOG) 35-55 вызов вызывает монофазное заболевание с обширной демиелинизации и воспаления в ЦНС, который часто используется в экспериментах с генно-целевыхмышей 7.
Генерация миелин-специфических реактивных Т-клеток необходима для возникновения и развития заболевания в ЕАЭ и является иммунологическим признаком как ЕАЕ, так и MS. Активированные аутореактивные Т-лимфоциты пересекают геммозефалический барьер (BBB) в здоровую ЦНС и инициируют болезнь ЕАЭ. Когда MOG 35-55 Ag встречается, эти Т-лимфоциты вызывают воспаление и набор клеток-эффекторов в ЦНС, что приводит к демиелинизации и разрушениюаксона 8,9. В модели EAE, есть достаточно доказательств того, что нейроантиген-специфические CD4И Т-клетки могут инициировать и поддерживать нейровоспламенениеи патологию 3,10. В зависимости от основных производимых цитокинов,CD4 и T лимфоциты были классифицированы на различные подмножества: Th1 (характеризуется производством интерферона-γ), Th2 (характеризуется производством интерлейкина 4) и Th17 (характеризуется производством интерлейкина 17). Считается, что активация клеток Th1 и Th17 способствует индукции, техническому обслуживанию и регуляции воспалительной демиелинизации в ЕАЭ и МС путем секреции эффекторных цитокинов IFN-γ и IL-17, которые способны активировать макрофаги и набирать нейтрофилов ввоспалительные участки для ускорения поражений 11.
Поскольку аутореактивные Т-клетки пересекают BBB в ЦНС и вызывают развитие болезни в MS и EAE, очень важно анализировать Т-клетки в ЦНС. Тем не менее, Есть очень мало установленных протоколов для изоляции лимфоцитов от ЦНС12. Поэтому был разработан метод, оптимизированный для изоляции моноядерных клеток из мозга и анализа Т-лимфоцитов с маркерами CD45, CD11b, CD3, CD4, INF-g и IL-17 для цитометрии потока. Метод использует MOG35-55 адъювант mycobacterium туберкулеза H37 Ra и коклюша токсина рабочего решения (PTX), чтобы вызвать активную модель иммунизации ЕАЭ у мышей. Затем для изоляции моноядерных клеток ЦНС используются методы механического разделения и центрифугации плотности. Наконец, оптимизированная стратегия цитометрии потока используется для идентификации Т-лимфоцитов и подмножества из мозга путем окрашивания нескольких маркеров.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все описанные здесь методы были одобрены комитетом по животным Школы фундаментальных медицинских наук Шанхайского университета Цзяо Тонг.
1. Подготовка материалов
- Используйте последовательность MEVGWYRSPFSRHLYRNGK MOG35-55 для получения лиофилизированного пептида из коммерческих источников. Убедитесь, что чистота пептида составляет 95%. Приготовьте раствор 10 мг/мл MOG в фосфатно-буферной солевой растворе (PBS) и храните при -20 градусов по Цельсию.
- Приготовьте 4 мг/мл раствора бульона M. tuberculosis H37 Ra, поставив одну 100 мг трубки M. tuberculosis H37 Ra в 25 мл адъюванта Complete Freund (CFA) и смешивая. Храните решение на складе при -20 градусов по Цельсию.
- Приготовьте 1 нг/йл коклюша токсина Рабочее решение (PTX), добавив 50 мкг PTX в 50 мл PBS. Храните рабочий раствор при -20 градусов по Цельсию.
- Храните все антитела (например, FITC anti-mouse CD3, PE/Cy7 anti-mouse CD4, PerCP/Cy5.5 anti-mouse CD11b, Alexa Fluor700 anti-mouse CD45.2, PE anti-mouse IL-17A и APC anti-mouse IFN-γ) при 4 градусах Цельсия.
- Сделайте поток цитометрии окрашивания (FCS) Буфер, добавив 2 мМ этилена диамин тетраатетической кислоты (EDTA) и 1% плода бычьей сыворотки (FBS) в 500 мл PBS.
2. Корпус мышей C57BL/6
- Используйте самок мышей C57BL/6 в возрасте 8-12 недель.
- Акклиматизировать C57BL/6J мышей, по крайней мере 7 дней до инъекции.
- Дом мышей в животном объекте в условиях, свободных от патогенов при постоянной температуре и влажности в 12 ч свет / темный цикл и обеспечить свободный доступ к воде и стандартной пищи гранул.
3. Иммунизация мышей C57BL/6
- Оставьте все растворы на 15 минут при комнатной температуре (RT), чтобы обеспечить полную регидратацию.
- Разбавить 300 мкл раствора MOG-пептидного бульона 700 л PBS для подготовки 3 мг/мл рабочего раствора.
- Положите 1 мл раствора M. tuberculosis H37 Ra и 1 мл пептидов MOG35-55 в отдельные шприцы 10 мл, а затем используйте четырехдневный стоп-кран для эмульгировать в течение не менее 10 мин. Обеспечь полную эмульгификацию перед инъекцией.
- Анестезировать мышей на пике ЕАО с внутриперитониальной инъекцией 1% пентобарбитала натрия (50 мг/кг).
- С помощью шприца 1 мл подкожно вводят мышам 100 МКЛ МОГ 35-55/CFA эмульсии (300 мкг/200 МКЛ) на двух участках, как сзади, так и вблизи шеи. Подкожно вводят контрольных мышей с 200 йл PBS.
- В тот же день (день 0) и на второй день после иммунизации (PI), Intraperitoneally вводить мышей с 200 йл 1 нг / ЗЛ PTX рабочего решения. Интраперитонально вводят контрольных мышей с 200 МКЛ PBS.
- Перенесите мышей в их домашнюю клетку с согревающим колодка.
- Осмотр и оценка всех мышей каждый день после инъекции в слепой манере для неврологических признаков, показанных втаблице1 11,13. Euthanize животных, если оценки хуже, чем класс 4.
- Запись изменения веса во время курса болезни. Это ценная дополнительная мера для активности заболеваний в моделиЕАЭС 11,,13.
- Добавить первый день клинических признаков для отдельных мышей и разделить на количество мышей в группе; результатом является начало. Добавьте первый день максимального балла EAE для отдельных мышей и разделите на количество мышей в группе; результатом является пик.
4. Одноклеточная подготовка подвески от мозга
- Разбавить плотность градиента среды в соотношении 9:1 с PBS в 15 мл конической трубки, чтобы дать окончательный 100% раствор.
- Анестезировать мышей на пике ЕАЕ с внутриперитониальной инъекцией 1% пентобарбитала натрия (50 мг/кг) и перфузировать интракардиально с 20 мл стерильного ледяного PBS. Достичь этого путем медленного и неуклонного введения PBS в левый желудочек сердца с помощью шприца 20 мл и открытия правого атриума.
- Вырезать череп тщательно от носа до шеи, а затем удалить мозг из черепной коробки на 10 мл RPMI в 50 мл конических труб. Хорошо перемешать, чтобы удалить адепт красных кровяных телец. Затем удалите среду с помощью аспирации и добавьте 10 мл RPMI.
- Поместите мозги и средний в 100 мм блюдо. Мелко нарезать лезвием бритвы.
- Перенесите 6 мл из блюда в ледяной 7 мл спекаемого стеклянного гомогенизатора с чистой пипеткой. Избегайте оставляя большое количество ткани в пипетки. Небольшое количество неизбежно.
- Измельчить мозг с помощью "свободного" поршеня пестика во-первых, а затем использовать "жесткий" поршень, пока подвеска однородна, и залить в prechilled 15 мл конической трубки и держать на льду.
- После того, как все образцы гомогенизированы, оцените объем. Отрегулируйте громкость с помощью RPMI до 7 мл. Затем поместите 3 мл ледяной 100% мембранной матрицы подвала в охлажденную 15 мл конической центрифуги трубки и добавить 7 мл однородного мозга, чтобы дать окончательный 30% плотности градиента среды. Смешайте с инверсией пару раз. Не вихрь.
- Для обеспечения острого интерфейса, тщательно и медленно добавить 1 мл 70% среды плотности ложения в RPMI с 3 мл пипетки.
- Центрифуга при 800 х г всего 20 мин при 4 градусах Цельсия. Установите ускорение до 1 и замедление до 0. После центрифугации, аспирировать почти всю верхнюю фазу, будьте осторожны, чтобы полностью удалить миелин в верхней части(рисунок 1).
- Удалите интерфейс в новую 15 центрифугную трубку. Отрегулируйте громкость до 10 мл с помощью RPMI.
- Центрифуга по 500 х г в течение 10 мин. После центрифугации, аспирировать супернатанта. Повторное окрашивание гранул в буфер цитометрии потока (FSC) в размере 200 мл. Гранулы затем готовы к пятнам для FACS.
5. Поток цитометрического анализа одиночных клеток из мозга
- Используйте гемоцитометр и микроскоп для подсчета клеток. Добавьте 10 МКЛ клеток в 10 МКЛ трипан-голубого цвета, хорошо перемешайте и поместите 10 МКЛ на гемоцитометр для подсчета клеток. Затем вычислите количество живых клеток на микролитер под перевернутым микроскопом (например, перевернутый микроскоп Olympus).
- Aliquot приблизительно 2 x 106 клеток в RPMI в один колодец пластины 96 хорошо.
- Добавить 500x клеточной стимуляции коктейль плюс ингибиторы транспортировки белка в скважины.
- Инкубировать пластину в инкубаторе при 37 градусов по Цельсию в течение 4 ч.
- Центрифуга клетки на 400 х г в течение 5 мин на RT. Отбросьте супернатант и повторно потекут клетки в 100 МКЛ буфера FCS.
- Преднавите клетки с анти-мышь CD16/CD32 Fc блок (1:33) в течение 10 минут при 4 градусов по Цельсию, прежде чем окрашивание, чтобы блокировать неспецифические Fc-опосредованного взаимодействия.
- Маркеры поверхности пятна клетки без мытья. Добавьте антимошки CD45.2 (1:200), антимошки CD11b (1:200), антимошки CD3 (1:200), и анти-мышь CD4 (1:200) антитела.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для определения положительных и отрицательных ворот, флуоресценция минус один (FMO) для каждого цвета и антитела контроля изотипа должны быть окрашены. - Инкубировать пластину, по крайней мере 30 мин при 4 градусов по Цельсию или на льду. Защитите от света.
- Вымойте ячейки, добавив FCS Buffer. Используйте 200 мкл/колодец для микротитрных пластин. Центрифуга при 400 x g в течение 5 мин в RT. Отбросьте супернатант.
- Добавьте 200 МКЛ внутриклеточного буфера фиксации (IC) к каждой хорошо, чтобы исправить клетки. Убедитесь, что ячейки полностью перерасходуются в растворе.
- Инкубация 30-60 мин на RT. Защита от света.
- Центрифуга образцов на 400 х г на RT в течение 5 мин. Откажитесь от супернатанта.
- Добавьте 200 МКЛ 1x буфера пермяки к каждой колодец и центрифугировать образцы на 400 х г в RT в течение 5 мин. Откажитесь от супернатанта.
- Переусердствить гранулы в остаточном объеме и настроить объем примерно до 100 мкл с 1x буфером проницаемости.
- Добавьте антимышечные ИЛ-17А (1:200) и антимошечные антитела IFN-g (1:200) для обнаружения внутриклеточных антигенов в клетки.
- Инкубировать в течение по крайней мере 30 мин при 4 градусов по Цельсию. Защитите от света.
- Добавьте 100 МКЛ 1x буфера пермяки к каждой колодец и центрифугировать образцы на 400 х г в RT в течение 5 мин. Откажитесь от супернатанта.
- Resuspend окрашенных клеток в 100 йл потока цитометрии окрашивания буфера.
- Анализ по цитометрии потока.
ПРИМЕЧАНИЕ: Настройки лазера и компенсации на цитометре потока корректируются, образцы помещаются на цитометр, и все события регистрируются в соответствии с рекомендациями производителя.
6. Анализ данных
- Ворота синглеты с использованием FSC-A против FSC-H и SSC-A против SSC-H.
- Ворота живых ячеек с использованием FSC-A и SSC-A в зависимости от размера.
- Далее, определить лейкоциты, за исключением моноцитов, путем gating на CD45и CD11b- клетки.
- Затем определите лимфоциты CD4 T, заготовив клетки CD3-CD4.
- Наконец, определите подмножества Th1 и Th17, поразив ячейки IFN-γ и IL-17 по отдельности, а также определите положительные и отрицательные популяции, использующие изотипные элементы управления и FMO.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
После иммунизации мышей C57BL/6, все мыши были взвешены, рассмотрены, и градуированных ежедневно для неврологических признаков. Репрезентативный клинический курс ЕАЭ должен привести к кривой заболевания, представленной на рисунке 2A, и изменению массы тела в мыши, представленной на рисунке 2B. C57BL/6 мышей, иммунизированных с MOG35-55 обычно начали развиваться симптомы заболевания около дня 10-12 и достигли пика заболевания около дня 15-21 после активной иммунизации (Рисунок 2A). Изменение веса является ценным показателем в модели ЕАЕ. До начала заболевания, вес тела иммунизированных мышей постепенно увеличивался, затем, как правило, уменьшается коррелирует с увеличением симптомов заболевания. На пике ЕАО мыши также показали самую низкую массу тела(рисунок 2B). Затем вес тела немного восстановился, как клинические симптомы уменьшились. Тем не менее, мыши, как правило, не полностью восстановить. У мышей C57BL/6 развилась монофазная патология хронических заболеваний при вызове MOG35-55(рисунок 2A).
Клиническая тяжесть ЕАЭ напрямую связана с аутореактивной активациейТ-клеток 14. Нейроантиген-специфические+ CD4 и Т-клетки способны инициировать и поддерживать нейровоспламенение и патологию в EAE3. Типичные характеристики клетокCD4и T на пике EAE показаны на рисунке 3. Кроме того, доля подмножества Th1 и Th17 в энцефалитогенных клетках, которые являются основными патогенными клетками, о посредничестве ЕАЭ, была проанализирована цитометрией потока. После отделения одноклеточной суспензии от мозга, клетки были окрашены CD45, CD11b, CD3, CD4, IFN-γ, и IL-17 антитела, которые выражаются Т-лимфоцитов. FSC-A против FSC-H и SSC-A против SSC-H были использованы для ворот singlets(рисунок 3A, B), то FSC-A против SSC-A были использованы для ворот живых клеток на основе размера и детализации (Рисунок 3C). После этого, CD45и CD11b- клетки были закрыты для выявления лейкоцитов, за исключением моноцитов(рисунок 3D). Затем ворота были установлены наCD3и CD4для идентификации CD4 и Т-лимфоцитов(рисунок 3E).+ Наконец, IFN-γ и IL-17 были использованы для идентификации подмножего Th1 и Th17 и оценки функционального эффекта в соответствии с цитокинами-эффекторами(рисунок 3F). Согласно клинической тяжести заболевания, репрезентативные результаты показали, что ИФН-γ-продуцирование Th1 и IL-17-продуцирование клеток Th17 значительно увеличилось в энцефалиогенных клетках у мышей ЕАЭ.
| Класса | Клинический знак |
| 0 | нет болезни |
| 1 | снижение тонуса хвоста или слегка неуклюжая походка |
| 2 | хвост атонии и умеренно неуклюжие походки и / или плохой правой способности |
| 3 | слабость конечностей |
| 4 | паралич конечностей |
| 5 | умирающий состояние. |
Таблица 1: Клиническая система скоринга. Мыши C57BL/6 были иммунизированы пептидом MOG35-55. Затем были зафиксированы неврологические признаки. Для оценки серьезности ЕАО использовалась система 5-балльного скоринга.
Рисунок 1: Схема установки градиента Percoll для изоляции моноядерных клеток. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Представительный курс ЕАО. EAE был индуцирован у мышей C57BL/6 путем инъекций MOG35-55, как описано в протоколе. Клинический балл(A) и изменение массы тела(B) были определены у этих мышей. Данные представлены как среднее ± SEM; n 8 евро для каждой группы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 3: Репрезентативный цитометрический анализ лимфоцитов в головном мозге. Одноклеточная подвеска была выделена из мозга на пике ЕАО. Показана стратегия гэтинга Т-лимфоцитов. Синглеты были закрыты как FSC-A против FSC-H и SSC-A против SSC-H (A,B). Живые ячейки были закрыты как FSC-A против SSC-A (C). Лейкоциты, исключающий моноциты, были закрыты как CD45и CD11b- (D). CD4и Т-лимфоциты были закрыты, какCD3иCD4 (E). Подмножества Th1 и Th17 были закрыты как IFN-γи IL-17( F). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Это исследование представляет собой протокол для индуцирования и мониторинга ЕАЕ с использованием MOG35-55 у мышей C57BL/6, которые считаются типичной нейроиммунологической экспериментальной животной моделью MS. EAE может быть индуцирована с изменением штаммов мышей или типа белка, используемого для индукции в соответствии с целью исследования. Например, использование пептида PLP139-151 у мышей SJL может вызвать рецидив-ремиттяющий курс болезни ЕАЭС, который особенно хорошо подходит для оценки терапевтического воздействия нарецидивы 15. Экспериментальная процедура, изложенная здесь, может быть применена и к другим протоколамEAE 7. В этой модели мышей C57BL/6 прививают пептидом MOG35-55 и развивают монофазное заболевание. Для оценки серьезности ЕАЭ используется система 5-балльного скоринга. Хотя несколько систем скоринга, начиная от 0-3 баллов или 0-10 баллов используются для оценкитяжести заболевания 7,16,17, эти результаты показывают, что 5-балльная система скоринга способна определить статистически значимые различия в оценках заболеваний между группами и другими системами оценки EAE не приводят к очевидному улучшению.
Тяжесть EAE, как правило, оценивается клиническим баллом EAE с учетом тяжести неврологическойдисфункции 11,13. Для обеспечения сопоставимости эксперимента для всех мышей, важно держать их в одинаковых условиях, в том числе изменения клетки, администрирование пищи и воды, и особенно мыши жилищных условий. Кроме того, следует также проводить перекрестную иммунизацию, с тем чтобы избежать специфических для клетки явлений, вызванных следователем.
Это исследование предоставляет метод для отделить моноядерные клетки от ЦНС, который подходит для анализа FACS или функционального исследования. Чтобы убедиться, что кровь удаляется из ткани ЦНС, мышей должны быть проникнуты до диссоциации ткани. Очистка моноядерных клеток на градиентной центрифуге плотности является ключевым шагом в изоляции. Для обеспечения эффекта разделения ускорение и замедление центрифуги должно быть установлено соответственно на 1 и 0. Используя этот метод, урожайность одноклеточных клеток, как правило, низкая от нормального мозга, но выше от больного мозга с EAE. Репрезентативные результаты показывают, что существует очевидное увеличение CD3иCD4и Т-лимфоцитов, особенно ИФН-γ, производящих клетки и ИЛ-17, производящих клетки, которые, как считается, способствуют ухудшению заболевания.
Есть некоторые ограничения этого протокола. Модель EAE, индуцированная с ПОМОЩЬю MOG35-55, показывает в основномиммунологическую реакцию cd4 и T-клеток. Если необходимо проанализироватьроль КЛЕТ8 и Т-клеток группы В, следует рассмотреть альтернативные протоколы. Как воспалительное заболевание ЦНС, тяжелый патологический фенотип также находится в спинном мозге в модели ЕАЭ. Однако, из-за наличия большого количества миелина, трудно получить достаточное количество одиночных клеток из спинного мозга для анализа FACS. В этом случае необходимо использовать иммуногистохимию или иммунофлуоресценцию для анализа тканей спинного мозга. Есть также исследователи, которые ставят мозг и спинной мозг вместе, чтобы отделить моноядерные клетки для анализа FACS12. Этот протокол отделяет одиночные клетки от мозга для анализа FACS и ткани спинного мозга для иммуногистохимии и иммунофлюоресценции анализа.
Важность Т-лимфоцитов в иммунной регуляции MS и ЕАО в последнее время уделяется все больше внимания. Большая часть опубликованной литературы посвящена селезенке и лимфатическимузлам 11; однако, лимфоциты находятся по всей ЦНС мышей ЕАЭ и, таким образом, необходимы характерный анализ Т-лимфоцитов в ЦНС. Иммуногистологическое окрашивание секций может идентифицировать проникающие клетки в ЦНС. Однако фенотипический и функциональный анализ ограничен. После изоляции иммунных клеток от ЦНС нормальных или больных мышей становится возможным анализ более подробных фенотипов. С помощью этого метода Т-лимфоциты в головном мозге могут быть изучены на клеточной основе, и выражение различных поверхностных маркеров, цитокинов, хемокиных и транскрипционных факторов (например, внутриклеточных белков) может быть проанализировано лучше. Протокол будет полезен для будущих исследований для оценки фенотипа и функции Т-лимфоцитов в головном мозге в ходе MS и EAE.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
У авторов нет конфликта интересов, чтобы объявить.
Acknowledgments
Это исследование было поддержано Национальным фондом естественных наук Китая гранта (31570921 к йД, 81571533 lS), Шанхай муниципальной комиссии по здравоохранению и планированию семьи (201540206 до йД), Ruijin больницы Северный научно-исследовательский грант (2017'X01 до йJ).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Alexa Fluor700 anti-mouse CD45.2 | eBioscience | 56-0454-82 | |
| Anti-Mouse CD16/CD32 Fc block | BioLegend | 101302 | |
| APC anti-mouse IFN-g | eBioscience | 17-7311-82 | |
| BD LSRFortessa X-20 | BD | ||
| Dounce homogenizer | Wheaton | 353107542 | |
| eBioscience Cell Stimulation Cocktail (plus protein transport inhibitors) (500X) | eBioscience | 00-4975-03 | |
| eBioscience Intracellular Fixation & Permeabilization Buffer Set | eBioscience | 88-8824-00 | |
| FITC anti-mouse CD3 | BioLegend | 100203 | |
| FITC Rat IgG2b, κ Isotype Ctrl Antibody | BioLegend | 400605 | |
| Freund's Adjuvant Complete (CFA) | Sigma-Aldrich | F5881 | |
| Mouse IgG2a kappa Isotype Control (eBM2a), Alexa Fluor 700, eBioscience | eBioscience | 56-4724-80 | |
| Mycobacterium tuberculosis H37 Ra | Difco Laboratories | 231141 | |
| PE anti-mouse IL-17A | eBioscience | 12-7177-81 | |
| PE/Cy7 anti-mouse CD4 | BioLegend | 100422 | |
| PE/Cy7 Rat IgG2b, κ Isotype Ctrl Antibody | BioLegend | 400617 | |
| Percoll | GE | 17-0891-01 | |
| PerCP/Cy5.5 anti-mouse CD11b | BioLegend | 101228 | |
| PerCP/Cy5.5 Rat IgG2b, κ Isotype Ctrl Antibody | BioLegend | 400631 | |
| pertussis toxin (PTX) | Sigma-Aldrich | P-2980 | |
| Rat IgG1 kappa Isotype Control (eBRG1), APC, eBioscience | eBioscience | 17-4301-82 | |
| Rat IgG2a kappa Isotype Control (eBR2a), PE, eBioscience | eBioscience | 12-4321-80 | |
| Rat MOG35–55 peptides | Biosynth International | MEVGWYRSPFSRVVHLYRNGK |
References
- Milo, R., Kahana, E. Multiple sclerosis: geoepidemiology, genetics and the environment. Autoimmunity Reviews. 9, 387-394 (2010).
- Gold, R., Linington, C., Lassmann, H. Understanding pathogenesis and therapy of multiple sclerosis via animal models: 70 years of merits and culprits in experimental autoimmune encephalomyelitis research. Brain : A Journal of Neurology. 129, 1953-1971 (2006).
- Simmons, S. B., Pierson, E. R., Lee, S. Y., Goverman, J. M. Modeling the heterogeneity of multiple sclerosis in animals. Trends in Immunology. 34 (8), 410-422 (2013).
- Lassmann, H., Wisniewski, H. M. Chronic relapsing experimental allergic encephalomyelitis: clinicopathological comparison with multiple sclerosis. Archives of Neurology. 36, 490-497 (1979).
- Bernard, C. C., Leydon, J., Mackay, I. R. T cell necessity in the pathogenesis of experimental autoimmune encephalomyelitis in mice. European Journal of Immunology. 6, 655-660 (1976).
- Yasuda, T., Tsumita, T., Nagai, Y., Mitsuzawa, E., Ohtani, S. Experimental allergic encephalomyelitis (EAE) in mice. I. Induction of EAE with mouse spinal cord homogenate and myelin basic protein. Japanese Journal of Experimental Medicine. 45, 423-427 (1975).
- Mendel, I., Kerlero de Rosbo, N., Ben-Nun, A. A myelin oligodendrocyte glycoprotein peptide induces typical chronic experimental autoimmune encephalomyelitis in H-2b mice: fine specificity and T cell receptor V beta expression of encephalitogenic T cells. European Journal of Immunology. 25, 1951-1959 (1995).
- Bramow, S., et al. Demyelination versus remyelination in progressive multiple sclerosis. Brain. 133, 2983-2998 (2010).
- Sospedra, M., Martin, R.
- McGinley, A. M., Edwards, S. C., Raverdeau, M., Mills, K. H. G. Th17 cells, gammadelta T cells and their interplay in EAE and multiple sclerosis. Journal of Autoimmunity. 20 (14), 3394 (2018).
- Ji, Z., et al. Thiamine deficiency promotes T cell infiltration in experimental autoimmune encephalomyelitis: the involvement of CCL2. Journal of Immunology. 193, 2157-2167 (2014).
- Manglani, M., Gossa, S., McGavern, D. B. Leukocyte Isolation from Brain, Spinal Cord, and Meninges for Flow Cytometric Analysis. Current Protocols in Immunology. 121, 44 (2018).
- Ji, Z., et al. Obesity promotes EAE through IL-6 and MCP-1-mediated T cells infiltration. Frontiers in Immunology. 10, 1881 (2019).
- Reiseter, B. S., Miller, G. T., Happ, M. P., Kasaian, M. T. Treatment of murine experimental autoimmune encephalomyelitis with a myelin basic protein peptide analog alters the cellular composition of leukocytes infiltrating the cerebrospinal fluid. Journal of Neuroimmunology. 91, 156-170 (1998).
- Bittner, S., Afzali, A. M., Wiendl, H., Meuth, S. G. Myelin oligodendrocyte glycoprotein (MOG35-55) induced experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) in C57BL/6 mice. Journal of Visualized Experiments. (86), e51275 (2014).
- Miller, S. D., Karpus, W. J.
- Tietz, S. M., Engelhardt, B. Visualizing Impairment of the Endothelial and Glial Barriers of the Neurovascular Unit during Experimental Autoimmune Encephalomyelitis In Vivo. Journal of Visualized Experiments. (145), e59249 (2019).
