Summary

Använda Caenorhabditis elegans för att screena för vävnadsspecifika förkläde interaktioner

Published: June 07, 2020
doi:

Summary

För att studera interaktioner mellan förkläde och förkläde- och förkläde- och substrat utför vi syntetiska interaktionsskärmar i Caenorhabditis elegans med hjälp av RNA-interferens i kombination med milda mutationer eller överuttryck av förkläden och övervakar vävnadsspecifik proteindysfunktion på organismnivå.

Abstract

Korrekt vikning och montering av proteiner och proteinkomplex är avgörande för cellulär funktion. Celler använder kvalitetskontrollvägar som korrigerar, spärrar eller eliminerar skadade proteiner för att upprätthålla en hälsosam proteom, vilket säkerställer cellulär proteostas och förhindrar ytterligare proteinskador. På grund av överflödiga funktioner inom proteostasis nätverket, screening för detekterbara fenotyper med hjälp av knockdown eller mutationer i förkläde-kodning gener i multicellular organism Caenorhabditis elegans resulterar i upptäckt av mindre eller inga fenotyper i de flesta fall. Vi har utvecklat en riktad screeningstrategi för att identifiera förkläden som krävs för en specifik funktion och därmed överbrygga klyftan mellan fenotyp och funktion. Specifikt övervakar vi nya förkläde interaktioner med RNAi syntetiska interaktionsskärmar, knock-down förkläde uttryck, en förkläde i taget, hos djur som bär en mutation i en förkläde-kodning gen eller över uttrycker ett förkläde av intresse. Genom att störa två förkläden som individuellt inte presenterar någon grov fenotyp, kan vi identifiera förkläden som förvärrar eller exponerar en specifik fenotyp när båda störs. Vi visar att detta tillvägagångssätt kan identifiera specifika uppsättningar av förkläden som fungerar tillsammans för att modulera vikning av ett protein eller proteinkomplex i samband med en given fenotyp.

Introduction

Celler hanterar proteinskador genom att använda kvalitetskontrollmaskiner som reparerar, spärrar eller tar bort skadade proteiner1,2. Vikning och montering av proteinkomplex stöds av molekylära förkläde, en mångfaldig grupp mycket bevarade proteiner som kan reparera eller binda skadade proteiner3,4,5,6,7. Avlägsnandet av skadade proteiner förmedlas av ubiquitin-proteasomsystemet (UPS)8 eller av autofagimaskineriet9 i samarbete med förkläde10,11,12. Proteinhomeostas (proteostas) upprätthålls därför av kvalitetskontrollnätverk som består av viknings- och nedbrytningsmaskiner3,13. Att förstå interaktionerna mellan de olika komponenterna i proteostasisnätverket in vivo är dock en stor utmaning. Medan proteinproteininteraktionsskärmar bidrar med viktig information om fysiska interaktioner och förklädekomplex14,15, saknas förståelse för organisationen och kompensatoriska mekanismer inom vävnadsspecifika förklädenätverk in vivo.

Genetiska interaktioner används ofta som ett kraftfullt verktyg för att undersöka förhållandet mellan par av gener som är involverade i vanliga eller kompensatoriska biologiskavägar 16,17,18. Sådana relationer kan mätas genom att kombinera par mutationer och kvantifiera effekten av en mutation i en gen på den fenotypiska svårighetsgraden orsakad av en mutation i den andragenen 16. Medan de flesta sådana kombinationer inte visar någon effekt när det gäller fenotyp, vissa genetiska interaktioner kan antingen förvärra eller lindra svårighetsgraden av den uppmätta fenotypen. Försvårande mutationer observeras när fenotypen av dubbel borttagning mutant är allvarligare än den förväntade fenotyp sett vid kombinera den enda borttagning mutanter, vilket innebär att de två generna fungerar i parallella vägar, tillsammans påverkar en given funktion. Däremot observeras lindrande mutationer när fenotypen av den dubbla borttagningsmutanten är mindre allvarlig än fenotypen som ses med de enda borttagningsmutanterna, vilket innebär att de två generna fungerar tillsammans som ett komplex eller deltar i samma väg16,18. Följaktligen har olika fenotyper som kan kvantifieras, inklusive breda fenotyper, såsom dödlighet, tillväxthastigheter och kullstorlek, liksom specifika fenotyper, såsom transkriptionella reportrar, använts för att identifiera genetiska interaktioner. Till exempel förlitade sig Jonikas et al. på en ER stressreporter för att undersöka interaktioner mellan Saccharomyces cerevisiae ER utvecklat proteinsvar proteostasnätverk med hjälp av parvisa genborttagningsanalyser19.

Genetiska interaktionsskärmar innebär systematiskt korsning parvis borttagning mutationer för att generera en omfattande uppsättning dubbla mutanter20. Men i djurmodeller, och specifikt i C. elegans, är detta storskaliga tillvägagångssätt inte genomförbart. Istället kan mutanta stammar testas för sina genetiska interaktionsmönster genom att nedreglera genuttrycket med hjälp av RNA-interferens (RNAi)21. C. elegans är ett kraftfullt system för skärmar baserade på RNAi22,23. I C. elegansuppnås dubbelsträngad RNA (dsRNA) leverans genom bakteriell utfodring, vilket leder till spridning av dsRNA-molekyler till många vävnader. På detta sätt påverkar de introducerade dsRNA-molekylerna djuret via ett snabbt och enkelt förfarande21. En genetisk interaktionsskärm med RNAi kan därför avslöja effekten av att nedreglera en uppsättning gener eller de flesta C. eleganskodande gener med hjälp av RNAi-bibliotek24. I en sådan skärm, träffar som påverkar beteendet hos mutanten av intresse men inte den vilda typen stam är potentiella modifierare av fenotyp övervakas25. Här tillämpar vi en kombination av mutationer och RNAi screening för att systematiskt kartlägga vävnadsspecifika förklädesinteraktioner i C. elegans.

Protocol

1. Förberedelse av nematod tillväxtmedieplattor för RNAi Tillsätt 3 g NaCl, 2,5 g Bacto-Peptone, 17 g agar och destillerat vatten upp till 1 L och autoklav på en 1 L-flaska. Kyl flaskan till 55 °C. Tillsätt 25 ml 1 M KH2PO4,pH 6,0, 1 ml 1 M CaCl2,1 ml 1 M MgSO4och 1 ml kolesterollösning(tabell 1)för att göra nematodtillväxtmedia (NGM). Tillsätt 1 ml ampicillin (100 mg/ml) och 0,5 ml 1 M IPTG(tabell 1)<…

Representative Results

Använda temperaturkänsliga mutationer i UNC-45 för att screena för att förvärra eller lindra interaktioner under tillåtande eller restriktiva förhållandenMuskelmontering och underhåll erbjuder ett effektivt system för att studera vävnadsspecifika förkläde interaktioner. Den funktionella enheten av kontraktila muskler, sarkom, presenterar ett kristallint-liknande arrangemang av strukturella och reglerande proteiner. Stabiliteten hos motorproteinet myosin och dess införlivande i de tjock…

Discussion

En integrerad bild av proteostasnätverket som återspeglar hur det är organiserat och fungerar i olika metazoiska celler och vävnader saknas fortfarande. För att ta itu med denna brist krävs specifik information om interaktioner mellan olika komponenter i detta nätverk, såsom molekylära förkläde, i specifika vävnader under utveckling och åldrande. Här visade vi hur användningen av vävnadsspecifika problem gjorde det möjligt för oss att undersöka förkläde nätverket i en given vävnad. För att utforsk…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi tackar Caenorhabditis Genetics Center, finansierat av NIH National Center for Research Resources (NCRR), för några av nematodstammarna. Monoklonala antikroppar utvecklade av H.F. Epstein erhölls från utvecklingsstudierna Hybridoma Bank utvecklades under beskydd av NICHD och underhålls av Institutionen för biologi, University of Iowa. Denna forskning stöddes av ett anslag från Israel Science Foundation (anslag nr 278/18) och av ett bidrag från Israels ministerium för vetenskap & teknik, och utrikesministeriet och det internationella samarbetet, GeneralDirektoratet för landbefordran, Italien (anslag nr 3-14337). Vi tackar medlemmar av Ben-Zvi-laboratoriet för hjälp med att förbereda detta manuskript.

Materials

12-well-plates SPL BA3D16B
40 mm plates Greiner Bio-one 627160
60 mm plates Greiner Bio-one 628102
6-well plates Thermo Scientific 140675
96 well 2 mL 128.0/85mm Greiner Bio-one 780278
Agar Formedium AGA03
Ampicillin Formedium 69-52-3
bromophenol blue Sigma BO126-25G
CaCl2 Merck 1.02382.0500
Camera Qimaging q30548
Cholesterol Amresco 0433-250G
Confocal Leica DM5500
Filter (0.22 µm) Sigma SCGPUO2RE
Fluorescent stereomicroscope Leica MZ165FC
Glycerol Frutarom 2355519000024
IPTG Formedium 367-93-1
KCl Merck 104936
KH2PO4 Merck 1.04873.1000
KOH Bio-Lab 001649029100
MgSO4 Fisher 22189-08-8 Gift from the Morimoto laboratory
Myosin MHC A (MYO-3) antibody Hybridoma Bank 5-6
Na2HPO4·7H2O Sigma s-0751
NaCl Bio-Lab 001903029100
Peptone Merck 61930705001730
Plate pouring pump Integra does it p920
RNAi Chaperone library NA NA
SDS VWR Life Science 0837-500
ß-mercaptoethanol Bio world 41300000-1
stereomicroscope Leica MZ6
Tetracycline Duchefa Biochemie 64-75-5
Tris Bio-Lab 002009239100
Tween-20 Fisher BP337-500

References

  1. Gomez-Pastor, R., Burchfiel, E. T., Thiele, D. J. Regulation of heat shock transcription factors and their roles in physiology and disease. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 19 (1), 4-19 (2018).
  2. Dubnikov, T., Ben-Gedalya, T., Cohen, E. Protein quality control in health and disease. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 9 (3), (2017).
  3. Bar-Lavan, Y., Shemesh, N., Ben-Zvi, A. Chaperone families and interactions in metazoa. Essays in Biochemistry. 60 (2), 237-253 (2016).
  4. Schopf, F. H., Biebl, M. M., Buchner, J. The HSP90 chaperone machinery. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 18 (6), 345-360 (2017).
  5. Carra, S., et al. The growing world of small heat shock proteins: from structure to functions. Cell Stress Chaperones. 22 (4), 601-611 (2017).
  6. Rosenzweig, R., Nillegoda, N. B., Mayer, M. P., Bukau, B. The Hsp70 chaperone network. Nature Reviews Molecular Cell Biology. , (2019).
  7. Gestaut, D., Limatola, A., Joachimiak, L., Frydman, J. The ATP-powered gymnastics of TRiC/CCT: an asymmetric protein folding machine with a symmetric origin story. Current Opinion in Structural Biology. 55, 50-58 (2019).
  8. Bett, J. S. Proteostasis regulation by the ubiquitin system. Essays in Biochemistry. 60 (2), 143-151 (2016).
  9. Jackson, M. P., Hewitt, E. W. Cellular proteostasis: degradation of misfolded proteins by lysosomes. Essays in Biochemistry. 60 (2), 173-180 (2016).
  10. Kettern, N., Dreiseidler, M., Tawo, R., Hohfeld, J. Chaperone-assisted degradation: multiple paths to destruction. Biological Chemistry. 391 (5), 481-489 (2010).
  11. Cuervo, A. M., Wong, E. Chaperone-mediated autophagy: roles in disease and aging. Cell Research. 24 (1), 92-104 (2014).
  12. Kevei, E., Pokrzywa, W., Hoppe, T. Repair or destruction-an intimate liaison between ubiquitin ligases and molecular chaperones in proteostasis. FEBS Letters. 591 (17), 2616-2635 (2017).
  13. O’Brien, D., van Oosten-Hawle, P. Regulation of cell-non-autonomous proteostasis in metazoans. Essays in Biochemistry. 60 (2), 133-142 (2016).
  14. Taipale, M., et al. Quantitative analysis of HSP90-client interactions reveals principles of substrate recognition. Cell. 150 (5), 987-1001 (2012).
  15. Taipale, M., et al. A quantitative chaperone interaction network reveals the architecture of cellular protein homeostasis pathways. Cell. 158 (2), 434-448 (2014).
  16. Baryshnikova, A., Costanzo, M., Myers, C. L., Andrews, B., Boone, C. Genetic interaction networks: toward an understanding of heritability. Annual Review of Genomics and Human Genetics. 14, 111-133 (2013).
  17. Costanzo, M., et al. Global Genetic Networks and the Genotype-to-Phenotype Relationship. Cell. 177 (1), 85-100 (2019).
  18. Domingo, J., Baeza-Centurion, P., Lehner, B. The Causes and Consequences of Genetic Interactions (Epistasis). Annual Review of Genomics and Human Genetics. 20, 433-460 (2019).
  19. Jonikas, M. C., et al. Comprehensive characterization of genes required for protein folding in the endoplasmic reticulum. Science. 323 (5922), 1693-1697 (2009).
  20. Schuldiner, M., et al. Exploration of the function and organization of the yeast early secretory pathway through an epistatic miniarray profile. Cell. 123 (3), 507-519 (2005).
  21. Billi, A. C., Fischer, S. E., Kim, J. K. Endogenous RNAi pathways in C. elegans. WormBook. , 1-49 (2014).
  22. Kamath, R. S., et al. Systematic functional analysis of the Caenorhabditis elegans genome using RNAi. Nature. 421 (6920), 231-237 (2003).
  23. Rual, J. F., et al. Toward improving Caenorhabditis elegans phenome mapping with an ORFeome-based RNAi library. Genome Research. 14 (10), 2162-2168 (2004).
  24. Lehner, B., Crombie, C., Tischler, J., Fortunato, A., Fraser, A. G. Systematic mapping of genetic interactions in Caenorhabditis elegans identifies common modifiers of diverse signaling pathways. Nature Genetics. 38 (8), 896-903 (2006).
  25. Frumkin, A., et al. Challenging muscle homeostasis uncovers novel chaperone interactions in Caenorhabditis elegans. Frontiers in Molecular Biosciences. 1, 21 (2014).
  26. Brehme, M., et al. A chaperome subnetwork safeguards proteostasis in aging and neurodegenerative disease. Cell Reports. 9 (3), 1135-1150 (2014).
  27. Shpigel, N., Shemesh, N., Kishner, M., Ben-Zvi, A. Dietary restriction and gonadal signaling differentially regulate post-development quality control functions in Caenorhabditis elegans. Aging Cell. 18 (2), 12891 (2019).
  28. Shai, N., Shemesh, N., Ben-Zvi, A. Remodeling of proteostasis upon transition to adulthood is linked to reproduction onset. Current Genomics. 15 (2), 122-129 (2014).
  29. Trent, C., Tsuing, N., Horvitz, H. R. Egg-laying defective mutants of the nematode Caenorhabditis elegans. Genetics. 104 (4), 619-647 (1983).
  30. Pokrzywa, W., Hoppe, T. Chaperoning myosin assembly in muscle formation and aging. Worm. 2 (3), 25644 (2013).
  31. Barral, J. M., Bauer, C. C., Ortiz, I., Epstein, H. F. Unc-45 mutations in Caenorhabditis elegans implicate a CRO1/She4p-like domain in myosin assembly. Journal of Cell Biology. 143 (5), 1215-1225 (1998).
  32. Venolia, L., Ao, W., Kim, S., Kim, C., Pilgrim, D. unc-45 gene of Caenorhabditis elegans encodes a muscle-specific tetratricopeptide repeat-containing protein. Cell Motility and the Cytoskeleton. 42 (3), 163-177 (1999).
  33. Hoppe, T., et al. Regulation of the myosin-directed chaperone UNC-45 by a novel E3/E4-multiubiquitylation complex in C. elegans. Cell. 118 (3), 337-349 (2004).
  34. Etard, C., et al. The UCS factor Steif/Unc-45b interacts with the heat shock protein Hsp90a during myofibrillogenesis. Developmental Biology. 308 (1), 133-143 (2007).
  35. Wohlgemuth, S. L., Crawford, B. D., Pilgrim, D. B. The myosin co-chaperone UNC-45 is required for skeletal and cardiac muscle function in zebrafish. Developmental Biology. 303 (2), 483-492 (2007).
  36. Barral, J. M., Hutagalung, A. H., Brinker, A., Hartl, F. U., Epstein, H. F. Role of the myosin assembly protein UNC-45 as a molecular chaperone for myosin. Science. 295 (5555), 669-671 (2002).
  37. Gazda, L., et al. The myosin chaperone UNC-45 is organized in tandem modules to support myofilament formation in C. elegans. Cell. 152 (1-2), 183-195 (2013).
  38. Gaiser, A. M., Kaiser, C. J., Haslbeck, V., Richter, K. Downregulation of the Hsp90 system causes defects in muscle cells of Caenorhabditis elegans. PLoS One. 6 (9), 25485 (2011).
  39. Karady, I., et al. Using Caenorhabditis elegans as a model system to study protein homeostasis in a multicellular organism. Journal of Visualized Experiments. (82), e50840 (2013).
  40. Bar-Lavan, Y., et al. A Differentiation Transcription Factor Establishes Muscle-Specific Proteostasis in Caenorhabditis elegans. PLoS Genetics. 12 (12), 1006531 (2016).
  41. Qadota, H., et al. Establishment of a tissue-specific RNAi system in C. elegans. Gene. 400 (1-2), 166-173 (2007).
  42. Firnhaber, C., Hammarlund, M. Neuron-specific feeding RNAi in C. elegans and its use in a screen for essential genes required for GABA neuron function. PLoS Genet. 9 (11), 1003921 (2013).
  43. Fisher, A. L. Of worms and women: sarcopenia and its role in disability and mortality. Journal of the American Geriatrics Society. 52 (7), 1185-1190 (2004).
  44. Herndon, L. A., et al. Stochastic and genetic factors influence tissue-specific decline in ageing C. elegans. Nature. 419 (6909), 808-814 (2002).
  45. Ben-Zvi, A., Miller, E. A., Morimoto, R. I. Collapse of proteostasis represents an early molecular event in Caenorhabditis elegans aging. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (35), 14914-14919 (2009).
  46. Janiesch, P. C., et al. The ubiquitin-selective chaperone CDC-48/p97 links myosin assembly to human myopathy. Nature Cell Biology. 9 (4), 379-390 (2007).
  47. Shemesh, N., Shai, N., Ben-Zvi, A. Germline stem cell arrest inhibits the collapse of somatic proteostasis early in Caenorhabditis elegans adulthood. Aging Cell. 12 (5), 814-822 (2013).
  48. Vilchez, D., et al. RPN-6 determines C. elegans longevity under proteotoxic stress conditions. Nature. 489 (7415), 263-268 (2012).
  49. Liu, G., Rogers, J., Murphy, C. T., Rongo, C. EGF signalling activates the ubiquitin proteasome system to modulate C. elegans lifespan. EMBO Journal. 30 (15), 2990-3003 (2011).
  50. Asikainen, S., Vartiainen, S., Lakso, M., Nass, R., Wong, G. Selective sensitivity of Caenorhabditis elegans neurons to RNA interference. Neuroreport. 16 (18), 1995-1999 (2005).
  51. Calixto, A., Chelur, D., Topalidou, I., Chen, X., Chalfie, M. Enhanced neuronal RNAi in C. elegans using SID-1. Nature Methods. 7 (7), 554-559 (2010).
  52. Eremenko, E., Ben-Zvi, A., Morozova-Roche, L. A., Raveh, D. Aggregation of human S100A8 and S100A9 amyloidogenic proteins perturbs proteostasis in a yeast model. PLoS One. 8 (3), 58218 (2013).
  53. Gidalevitz, T., Ben-Zvi, A., Ho, K. H., Brignull, H. R., Morimoto, R. I. Progressive disruption of cellular protein folding in models of polyglutamine diseases. Science. 311 (5766), 1471-1474 (2006).
  54. Yu, A., et al. Tau protein aggregates inhibit the protein-folding and vesicular trafficking arms of the cellular proteostasis network. Journal of Biological Chemistry. , (2019).
  55. Yu, A., et al. Protein aggregation can inhibit clathrin-mediated endocytosis by chaperone competition. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (15), 1481-1490 (2014).
  56. Parker-Thornburg, J., Bonner, J. J. Mutations that induce the heat shock response of Drosophila. Cell. 51 (5), 763-772 (1987).
  57. Boutros, M., Ahringer, J. The art and design of genetic screens: RNA interference. Nature Reviews Genetics. 9 (7), 554-566 (2008).
  58. Jorgensen, E. M., Mango, S. E. The art and design of genetic screens: caenorhabditis elegans. Nature Reviews Genetics. 3 (5), 356-369 (2002).
  59. Wang, Z., Sherwood, D. R. Dissection of genetic pathways in C. elegans. Methods in Cell Biology. 106, 113-157 (2011).
  60. Rohl, A., Rohrberg, J., Buchner, J. The chaperone Hsp90: changing partners for demanding clients. Trends in Biochemical Sciences. 38 (5), 253-262 (2013).

Play Video

Cite This Article
Dror, S., Meidan, T. D., Karady, I., Ben-Zvi, A. Using Caenorhabditis elegans to Screen for Tissue-Specific Chaperone Interactions. J. Vis. Exp. (160), e61140, doi:10.3791/61140 (2020).

View Video