Summary

Tillverkning av zero mode vågledare för hög koncentration enmolekylmikroskopi

Published: May 12, 2020
doi:

Summary

Beskrivs här är en nanosfär litografi metod för parallell tillverkning av nollläge vågledare, som är matriser av nanoapertures i en metallklädd glasmikroskopi coverlip för en molekyl imaging vid nano- till mikromolar koncentrationer av fluororforer. Metoden drar nytta av kolloidal crystal självmontering för att skapa en vågguidemall.

Abstract

I enzymologi med en molekylfluorescens begränsar bakgrundsfluorescens från märkta substrat i lösning ofta fluorforkoncentrationen till pico- till nanomolära intervall, flera storleksordningar mindre än många fysiologiska ligandkoncentrationer. Optiska nanostrukturer som kallas nolllägesvågledare (ZMWs), som är 100−200 nm i diameteröppningar tillverkade i en tunn ledande metall som aluminium eller guld, möjliggör avbildning av enskilda molekyler vid mikromolekylkoncentrationer av fluorforer genom att begränsa synlig ljusutplåda till zeptoliter effektiva volymer. Behovet av dyr och specialiserad nanotillverkningsutrustning har dock förhindrat den utbredda användningen av ZMWs. Vanligtvis erhålls nanostrukturer som ZMWs genom direkt skrivning med hjälp av elektronstrålelitografi, som är sekventiell och långsam. Här, kolloidal eller nanosfär, används litografi som en alternativ strategi för att skapa nanometerskaliga masker för vågledartillverkning. I detta betänkande beskrivs tillvägagångssättet i detalj, med praktiska överväganden för varje fas. Metoden gör det möjligt att göra tusentals ZMW-ämnen i aluminium eller guld parallellt, med slutliga vågledardiametrar och djup på 100−200 nm. Endast vanlig labbutrustning och en termisk förångare för metalldeponering krävs. Genom att göra ZMWs mer tillgängliga för det biokemiska samhället kan denna metod underlätta studier av molekylära processer vid cellulära koncentrationer och frekvenser.

Introduction

Enmolekylstekniker som enmolekyl fluorescensresonansenergiöverföring (smFRET) eller enmolekyl fluorescenskorrelationsspektroskopi (FCS) är kraftfulla verktyg för molekylär biofysik, vilket möjliggör studier av dynamiska rörelser, konformationer och interaktioner av enskilda biomolekyler i processer som transkription1,2,3, översättning4,5,6och många andra7. För smFRET är total inre reflektionsfluorescens (TIRF) mikroskopi en vanlig metod eftersom många tjudrade molekyler kan följas över tiden, och den evanescentvåg som genereras av TIR är begränsad till en 100−200 nm-region intill täcket8. Men även med denna begränsning av excitationsvolymen måste fluorforer av intresse fortfarande spädas ut till pM- eller nM-intervall för att upptäcka enstaka molekylsignaler över bakgrundsfluorescens9. Eftersom Michaelis-Menten-konstanterna av cellulära enzymer vanligtvis ligger i intervallet μM till mM10, är biokemiska reaktioner i enmolekylstudier vanligtvis mycket långsammare än de i cellen. Till exempel uppträder proteinsyntesen vid 15−20 aminosyror per sekund i E. coli11,12, medan de flesta prokaryota ribosomer i smFRET-experiment översätter vid 0,1−1 aminosyra persekund 13. I proteinsyntesen visade kristallstrukturer och smFRET på avstannade ribosomer att överföring av RNAs (tRNAs) fluktuerar mellan “hybrid” och “klassiska” tillstånd före tRNA-mRNA-flyttningssteget14,15. När fysiologiska koncentrationer av flyttningen GTPase faktor, EF-G, var närvarande, observerades dock en annan konformation, mellanliggande mellan hybrid och klassiska tillstånd, i smFRET6. Att studera dynamiska molekylära processer i takt och koncentrationer som liknar dem i cellen är viktigt, men är fortfarande en teknisk utmaning.

En strategi för att öka den fluorescerande substratkoncentrationen är användningen av metallbaserade, sub synliga våglängdsöppningar, så kallade nolllägesvågledare (ZMWs), för att generera begränsade excitationsfält som selektivt excite biomolekyler lokaliserade inom öppningarna16 (Figur 1). Öppningarna är vanligtvis 100−200 nm i diameter och 100−150 nm i djup17. Ovanför en cutoff våglängd relaterad till brunnens storlek och form (λc ≈ 2,3 gånger diametern för cirkulära vågledare med vatten som det dielektriskamediet 18), är inga förökningslägen tillåtna i vågledaren, därav termen nollläge vågledare. Emellertid, ett oscillerande elektromagnetiskt fält, som kallas en evanescent våg, exponentiellt förfaller i intensitet fortfarande tunnlar en kort bit in i vågledaren18,19. Även om ZMW evanescent vågor liknar TIR evanescent vågor har en kortare förfall konstant, vilket resulterar i 10−30 nm effektiv excitation region inom vågledaren. Vid mikromolära koncentrationer av fluorescerande märkta ligander finns endast en eller ett fåtal molekyler samtidigt inom excitationsregionen. Denna begränsning av excitationsvolymen och den därav följande minskningen av bakgrundsfluorescens möjliggör fluorescensavbildning av enstaka molekyler vid biologiskt relevanta koncentrationer. Detta har tillämpats på många system20, inklusive FCS-mätningar av en proteindiffusion21, fret-mätningar med en molekyl av låg affinitet ligand-protein22 och proteinproteininteraktioner23, och spektroelektrokemiska mätningar av enstaka molekylära omsättningshändelser24.

ZMWs har producerats genom direkt mönstring av ett metallskikt med jonstrålefräsning25,26 eller elektronstrålelitografi (EBL) följt av plasmaetsning16,27. Dessa masklösa litografimetoder skapar vågledare i serie och kräver vanligtvis tillgång till specialiserade nanotillverkningsanläggningar, vilket förhindrar utbredd användning av ZMW-teknik. En annan metod, ultraviolett nanoimprint litografi lyft28, använder en kvarts glidform för att trycka en omvänd ZMW-mall på en motståndsfilm som en stämpel. Även om denna metod är mer strömlinjeformad, kräver den fortfarande EBL för tillverkning av kvartsformen. Den här artikeln presenterar protokollet för en enkel och billig mallad tillverkningsmetod som inte kräver EBL- eller jonstrålefräsning och är baserad på nära packning av nanosfärer för att bilda en litografisk mask.

Nanosfär eller “naturlig” litografi, som först föreslogs 1982 av Deckman och Dunsmuir29,30, använder självmontering av monodisperse kolloidala partiklar, allt från tiotals nanometer till tiotals mikrometer31, för att skapa mallar för mönstring via etsning och /eller nedfall av material. De tvådimensionella (2D) eller tredimensionella (3D) förlängda periodiska matriserna av kolloidala partiklar, så kallade kolloidala kristaller, kännetecknas av en ljus iridescence från spridning och diffraktion32. Även om den används mindre än elektronstråle eller fotolitografi är denna maskeringsmetod enkel, låg kostnad och lättskalad för att skapa funktionsstorlekar under 100 nm.

Att styra självmonteringen av kolloidala partiklar avgör framgången med att använda kolloidala kristaller som masker för ytmönster. Om partiklarnas storlek och form är homogena kan kolloidala partiklar lätt självmonteras med sexkantig förpackning, driven av entropisk utarmning33. Vattenavdunstning efter droppbeläggning är en effektiv väg till sediment de kolloidala partiklarna, även om andra metoder inkluderar doppbeläggning34,spinnbeläggning 35, elektroforesisk nedfall36, och konsolidering vid ett luftvattengränssnitt37. Protokollet som presenteras nedan är baserat på avdunstningssedimenteringsmetoden, som var den enklaste att genomföra. De triangulära intersticesna mellan nära-packade polystyrenpärlor bildar öppningar som för att plätera en offer belägger med metall som bildar postar (Figurera 2 och Kompletterande figurera 1). Kort glödgning av pärlor innan detta steg justerar formen och diametern på dessa stolpar. Pärlorna tas bort, ett slutligt metallskikt deponeras runt stolparna och sedan tas stolparna bort. Efter de två metalldepositionsstegen på den kolloidala nanomasken, avlägsnande av mellanliggande stolpar och ytkemimodifiering för passivering och tjudring är ZMW-matriser redo att användas för avbildning av enstaka molekyler. Mer omfattande karakterisering av ZMW optiska egenskaper efter tillverkning kan hittas i en medföljande artikel38. Förutom en termisk förångare för ångdeposition av metallerna krävs inga specialiserade verktyg.

Protocol

OBS: Alla steg kan slutföras i allmänt labbutrymme. 1. Rengöring av glasöverdrag För att ge en ren yta för avdunstningsdeposition av kolloidala partiklar, placera 24 x 30 mm optiska borosilikatglaskåpor (0,16−0,19 mm tjocklek) i de räfflade skären i en kolinerglasmålningsburk för rengöring.OBS: Se till att täckena står upprätt och är väl åtskilda så att alla ytor är tydligt exponerade under rengöringsprocessen. Häll tillräckligt med aceton i fä…

Representative Results

Självmonteringen av polystyrenkolloidala partiklar via avdunstningssedimentering (steg 2.1−2.13) kan ge en rad resultat eftersom det kräver kontroll av lösningsmedlets avdunstningshastighet. Men eftersom depositionerna är snabba (10−15 min per omgång) kan proceduren snabbt optimeras för olika omgivande labbförhållanden. Figur 3A visar en välformad kolloidal mall efter nedfall och avdunstning. Makroskopiskt är pärlor regionen cirkulär, med gränser som definieras av en ogenoms…

Discussion

För kolloidal självmontering (protokoll avsnitt 2) påskyndar användningen av etanol snarare än vatten eftersom suspensionslösningen påskyndar avdunstningsprocessen så att mallarna är klara på 2−3 min efter nedfall snarare än 1−2 h som i tidigaremetoder 48,49. Det avdunstningssedimenteringsprotokoll som presenteras här är också enklare än tidigare sedimenteringsprotokoll som kräver kontroll av ytlutning, temperatur och luftvolym över<sup class…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Detta arbete stöddes av NIH-bidrag R01GM080376, R35GM118139 och NSF Center for Engineering MechanoBiology CMMI: 15-48571 till Y.E.G., och av ett NIAID pre-doctoral NRSA-stipendium F30AI114187 till R.M.J.

Materials

1. Glass Coverslip Cleaning
Acetone Sigma 32201 1 L
Coplin glass staining jar Fisher Scientific 08-817 Staining jar with 8 grooves and molded glass cover
Coverslips VWR 48404-467 24 mm x 30 mm (No.1½, Rectangular)
Ethanol Sigma E7023 1 L
KOH Sigma 30603 Potassium hydroxide
Petri dishes Fisher Scientific R80115TS 100 mm diameter, 15 mm deep
Sonicator Branson Z245143 Tabletop ultrasonic cleaner, 5510
2. Evaporative Deposition of Polystyrene Beads
Clear storage container Fisher Scientific 50-110-8222 26 x 18 x 15 in.
Desk fan O2Cool FD05001A Any small desk (~5 in.) fan will work
Glass beaker Fisher Scientific 02-555-25B 250 mL
Humidity meter Fisher Scientific 11-661-19
Microcentrifuge tubes Fisher Scientific 21-402-903 1.5 mL
Polystyrene microspheres Polysciences 18602-15 1.00 µm diameter, non-functionalized
Triton X-100 deturgent Sigma X100 100 mL
3. Bead Annealing for Reducing Pore Size in the Colloidal Crystal Template
Aluminum plate Fisher Scientific AA11062RY Customized in-house to 14 cm x 14 cm
Ceramic hotplate Fisher Scientific HP88857100 13 x 8.2 x 3.8 in.
Temperature controller McMaster-Carr 38615K71 Read temperature with thermocouple probe
Thermocouple probe McMaster-Carr 9251T93 Type K, surface probe
4/5. Nanofabrication of Zero Mode Waveguides Using the Colloidal Crystal Template
Aluminum etchant Transene Type A
Aluminum pellets Kurt J. Lesker EVMAL40QXHB For electron beam evaporation
Chloroform Sigma 288306 1 L
Copper etchant Transene 49-1
Copper pellets Kurt J. Lesker EVMCU40QXQA For electron beam evaporation
Gold pellets Kurt J. Lesker EVMAUXX40G For electron beam evaporation
Lens paper Thorlabs MC-5
Plasma cleaner Harrick Plasma PDC-32G
Scotch tape Staples MMM119
Thin film deposition system Kurt J. Lesker PVD-75 Tabletop thermal evaporation system will also work
Titanium pellets Kurt J. Lesker EVMTI45QXQA For electron beam evaporation
Toluene Sigma 244511 1 L
Representative Results
COMSOL Multiphysics Modeling Software COMSOL, Inc.
Dual View spectral splitter Photometrics, Inc.

References

  1. Kapanidis, A. N., et al. Initial transcription by RNA polymerase proceeds through a DNA-scrunching mechanism. Science. 314 (5802), 1144-1147 (2006).
  2. Santoso, Y., et al. Conformational transitions in DNA polymerase I revealed by single-molecule FRET. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (2), 715-720 (2010).
  3. Herbert, K. M., Greenleaf, W. J., Block, S. M. Single-molecule studies of RNA polymerase: motoring along. Annual Review of Biochemistry. 77, 149-176 (2008).
  4. Chen, C., et al. Dynamics of translation by single ribosomes through mRNA secondary structures. Nature Structural & Molecular Biology. 20 (5), 582-588 (2013).
  5. Chen, C., et al. Single-molecule fluorescence measurements of ribosomal translocation dynamics. Molecular Cell. 42 (3), 367-377 (2011).
  6. Jamiolkowski, R. M., Chen, C., Cooperman, B. S., Goldman, Y. E. tRNA Fluctuations Observed on Stalled Ribosomes Are Suppressed during Ongoing Protein Synthesis. Biophysical Journal. 113 (11), 2326-2335 (2017).
  7. Myong, S., Stevens, B. C., Ha, T. Bridging Conformational Dynamics and Function Using Single-Molecule Spectroscopy. Structure. 14 (4), 633-643 (2006).
  8. Martin-Fernandez, M. L., Tynan, C. J., Webb, S. E. A ‘pocket guide’ to total internal reflection fluorescence. Journal of Microscopy. 252 (1), 16-22 (2013).
  9. Holzmeister, P., Acuna, G. P., Grohmann, D., Tinnefeld, P. Breaking the concentration limit of optical single-molecule detection. Chemical Society Reviews. 43 (4), 1014-1028 (2014).
  10. Scheer, M., et al. BRENDA, the enzyme information system in 2011. Nucleic Acids Research. 39, 670-676 (2011).
  11. Kudva, R., et al. Protein translocation across the inner membrane of Gram-negative bacteria: the Sec and Tat dependent protein transport pathways. Research in Microbiology. 164 (6), 505-534 (2013).
  12. Talkad, V., Schneider, E., Kennell, D. Evidence for variable rates of ribosome movement in Escherichia coli. Journal of Molecular Biology. 104 (1), 299-303 (1976).
  13. Blanchard, S. C., Kim, H. D., Gonzalez, R. L., Puglisi, J. D., Chu, S. tRNA dynamics on the ribosome during translation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (35), 12893-12898 (2004).
  14. Dunkle, J. A., et al. Structures of the bacterial ribosome in classical and hybrid states of tRNA binding. Science. 332 (6032), 981-984 (2011).
  15. Kim, H. D., Puglisi, J. D., Chu, S. Fluctuations of transfer RNAs between classical and hybrid states. Biophysical Journal. 93 (10), 3575-3582 (2007).
  16. Levene, M. J., et al. Zero-mode waveguides for single-molecule analysis at high concentrations. Science. 299 (5607), 682-686 (2003).
  17. Zhu, P., Craighead, H. G. Zero-mode waveguides for single-molecule analysis. Annual Review of Biophysics. 41, 269-293 (2012).
  18. Pollack, G. L., Stump, D. R. . Electromagnetism. , (2002).
  19. Jackson, J. D. . Classical electrodynamics. Third edition. , (1999).
  20. Crouch, G. M., Han, D., Bohn, P. W. Zero-mode waveguide nanophotonic structures for single molecule characterization. Journal of Physics D: Applied Physics. 51 (19), 193001 (2018).
  21. Wenger, J., et al. Dual-color fluorescence cross-correlation spectroscopy in a single nanoaperture: towards rapid multicomponent screening at high concentrations. Optics Express. 14 (25), 12206-12216 (2006).
  22. Goldschen-Ohm, M. P., et al. Structure and dynamics underlying elementary ligand binding events in human pacemaking channels. eLife. 5, 20797 (2016).
  23. Miyake, T., et al. Real-Time Imaging of Single-Molecule Fluorescence with a Zero-Mode Waveguide for the Analysis of Protein-Protein Interaction. Analytical Chemistry. 80 (15), 6018-6022 (2008).
  24. Zhao, J., Branagan, S. P., Bohn, P. W. Single-Molecule Enzyme Dynamics of Monomeric Sarcosine Oxidase in a Gold-Based Zero-Mode Waveguide. Applied Spectroscopy. 66 (2), 163-169 (2012).
  25. Fore, S., Yuen, Y., Hesselink, L., Huser, T. Pulsed-interleaved excitation FRET measurements on single duplex DNA molecules inside C-shaped nanoapertures. Nano Letters. 7 (6), 1749-1756 (2007).
  26. Rigneault, H., et al. Enhancement of single-molecule fluorescence detection in subwavelength apertures. Physical Review Letters. 95 (11), 117401 (2005).
  27. Foquet, M., et al. Improved fabrication of zero-mode waveguides for single-molecule detection. Journal of Applied Physics. 103 (3), 034301 (2008).
  28. Wada, J., et al. Fabrication of Zero-Mode Waveguide by Ultraviolet Nanoimprint Lithography Lift-Off Process. Japanese Journal of Applied Physics. 50 (6), 06 (2011).
  29. Fischer, U. C., Zingsheim, H. P. Submicroscopic pattern replication with visible light. Journal of Vacuum Science and Technology. 19 (4), 881-885 (1981).
  30. Deckman, H. W., Dunsmuir, J. H. Natural lithography. Applied Physics Letters. 41 (4), 377-379 (1982).
  31. Li, B., Zhou, D., Han, Y. Assembly and phase transitions of colloidal crystals. Nature Reviews Materials. 1 (2), 15011 (2016).
  32. Bohn, J. J., Tikhonov, A., Asher, S. A. Colloidal crystal growth monitored by Bragg diffraction interference fringes. Journal of Colloid and Interface Science. 350 (2), 381-386 (2010).
  33. Dimitrov, A. S., Nagayama, K. Continuous Convective Assembling of Fine Particles into Two-Dimensional Arrays on Solid Surfaces. Langmuir. 12 (5), 1303-1311 (1996).
  34. Pisco, M., et al. Nanosphere lithography for optical fiber tip nanoprobes. Light: Science & Applications. 6 (5), 16229 (2017).
  35. Chandramohan, A., et al. Model for large-area monolayer coverage of polystyrene nanospheres by spin coating. Scientific Reports. 7, 40888 (2017).
  36. Besra, L., Liu, M. A review on fundamentals and applications of electrophoretic deposition (EPD). Progress in Materials Science. 52 (1), 1-61 (2007).
  37. Yu, J., et al. Preparation of High-Quality Colloidal Mask for Nanosphere Lithography by a Combination of Air/Water Interface Self-Assembly and Solvent Vapor Annealing. Langmuir. 28 (34), 12681-12689 (2012).
  38. Jamiolkowski, R. M., et al. Nanoaperture fabrication via colloidal lithography for single molecule fluorescence analysis. PLoS ONE. 14 (10), 0222964 (2019).
  39. Innocenzi, P., et al. Evaporation of Ethanol and Ethanol-Water Mixtures Studied by Time-Resolved Infrared Spectroscopy. The Journal of Physical Chemistry A. 112 (29), 6512-6516 (2008).
  40. Rieger, J. The glass transition temperature of polystyrene. Journal of Thermal Analysis. 46 (3), 965-972 (1996).
  41. Donev, A., Torquato, S., Stillinger, F. H., Connelly, R. Jamming in hard sphere and disk packings. Journal of Applied Physics. 95 (3), 989-999 (2004).
  42. Kinz-Thompson, C. D., et al. Robustly Passivated, Gold Nanoaperture Arrays for Single-Molecule Fluorescence Microscopy. ACS Nano. 7 (9), 8158-8166 (2013).
  43. Korlach, J., et al. Selective aluminum passivation for targeted immobilization of single DNA polymerase molecules in zero-mode waveguide nanostructures. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (4), 1176-1181 (2008).
  44. Chandradoss, S. D., et al. Surface passivation for single-molecule protein studies. Journal of Visualized Experiments. (86), e50549 (2014).
  45. Plénat, T., Yoshizawa, S., Fourmy, D. DNA-Guided Delivery of Single Molecules into Zero-Mode Waveguides. ACS Applied Materials & Interfaces. 9 (36), 30561-30566 (2017).
  46. Kudalkar, E. M., Davis, T. N., Asbury, C. L. Single-Molecule Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy. Cold Spring Harbor protocols. 2016 (5), 077800 (2016).
  47. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  48. Hoogenboom, J. P., Derks, D., Vergeer, P., Blaaderen, A. v. Stacking faults in colloidal crystals grown by sedimentation. The Journal of Chemical Physics. 117 (24), 11320-11328 (2002).
  49. Micheletto, R., Fukuda, H., Ohtsu, M. A Simple Method for the Production of a Two-Dimensional, Ordered Array of Small Latex Particles. Langmuir. 11 (9), 3333-3336 (1995).
  50. Denkov, N., et al. Mechanism of formation of two-dimensional crystals from latex particles on substrates. Langmuir. 8 (12), 3183-3190 (1992).
  51. Okubo, T. Convectional, sedimentation and drying dissipative patterns of colloidal crystals of poly(methyl methacrylate) spheres on a watch glass. Colloid and Polymer Science. 286 (11), 1307-1315 (2008).
  52. Ye, S., Routzahn, A. L., Carroll, R. L. Fabrication of 3D Metal Dot Arrays by Geometrically Structured Dynamic Shadowing Lithography. Langmuir. 27 (22), 13806-13812 (2011).
  53. Zhao, Y., et al. Dark-Field Illumination on Zero-Mode Waveguide/Microfluidic Hybrid Chip Reveals T4 Replisomal Protein Interactions. Nano Letters. 14 (4), 1952-1960 (2014).
  54. Goldschen-Ohm, M. P., White, D. S., Klenchin, V. A., Chanda, B., Goldsmith, R. H. Observing Single-Molecule Dynamics at Millimolar Concentrations. Angewandte Chemie International Edition. 56 (9), 2399-2402 (2017).
  55. Noriega, T. R., Chen, J., Walter, P., Puglisi, J. D. Real-time observation of signal recognition particle binding to actively translating ribosomes. eLife. 3, 04418 (2014).
  56. Uemura, S., et al. Real-time tRNA transit on single translating ribosomes at codon resolution. Nature. 464 (7291), 1012-1017 (2010).
  57. Choi, J., Puglisi, J. D. Three tRNAs on the ribosome slow translation elongation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (52), 13691-13696 (2017).
  58. Eid, J., et al. Real-Time DNA Sequencing from Single Polymerase Molecules. Science. 323 (5910), 133-138 (2009).
  59. Martin, W. E., Srijanto, B. R., Collier, C. P., Vosch, T., Richards, C. I. A Comparison of Single-Molecule Emission in Aluminum and Gold Zero-Mode Waveguides. The Journal of Physical Chemistry A. 120 (34), 6719-6727 (2016).
  60. Wenger, J., et al. Single molecule fluorescence in rectangular nano-apertures. Optics Express. 13 (18), 7035-7044 (2005).
  61. Pineda, A. C., Ronis, D. Fluorescence quenching in molecules near rough metal surfaces. The Journal of Chemical Physics. 83 (10), 5330-5337 (1985).

Play Video

Cite This Article
Chen, K. Y., Jamiolkowski, R. M., Tate, A. M., Fiorenza, S. A., Pfeil, S. H., Goldman, Y. E. Fabrication of Zero Mode Waveguides for High Concentration Single Molecule Microscopy. J. Vis. Exp. (159), e61154, doi:10.3791/61154 (2020).

View Video