Summary
Este protocolo descreve a implantação de stents coronários humanos na aorta abdominal de ratos com um apoE-/- fundo usando um acesso trans-femoral. Em comparação com outros modelos animais, os modelos murinos carregam as vantagens da alta produtividade, reprodutibilidade, facilidade de manuseio e habitação, e uma ampla disponibilidade de marcadores moleculares.
Abstract
A intervenção coronária percutânea (ICI), combinada com a implantação de um stent coronário, representa o padrão-ouro no tratamento intervencionista da doença arterial coronariana. A restenose in-stent (ISR) é determinada por uma proliferação excessiva do tecido neointimal dentro do stent e limita o sucesso a longo prazo dos stents. Uma variedade de modelos animais têm sido usados para elucidar processos fisiopatológicos subjacentes à restenose de stent (ISR), sendo o coronário suíno e os modelos de artéria ilíaca de coelho sendo os mais utilizados. Os modelos murinos oferecem as vantagens de alta produtividade, facilidade de manuseio e habitação, reprodutibilidade e ampla disponibilidade de marcadores moleculares. O modelo de camundongos deficientes apolipoprotein E (apoE-/- ) tem sido amplamente utilizado para estudar doenças cardiovasculares. No entanto, os stents devem ser miniaturizados para serem implantados em camundongos, envolvendo mudanças importantes de suas propriedades mecânicas e (potencialmente) biológicas. O uso de apoE-/- ratos podem superar essas deficiências como apoE-/- ratos permitem a avaliação de stents coronários de tamanho humano e, ao mesmo tempo, fornecendo um fenótipo aterogênico. Isso faz deles um modelo excelente e confiável para investigar isr após a implantação do stent. Aqui, descrevemos, em detalhes, a implantação de stents coronários humanos comercialmente disponíveis na aorta abdominal de ratos com um apoE-/- fundo usando um acesso trans-femoral.
Introduction
A intervenção coronária percutânea (ICI), combinada com a implantação de um stent coronário, representa o padrão-ouro no tratamento intervencionista da doença arterial coronariana1. O sucesso a longo prazo dos stents, no entanto, pode ser limitado pela ocorrência de restenose in-stent (ISR) que é determinada por uma proliferação excessiva de tecido neointimal dentro do stent2,3. O ISR pode exigir uma nova intervenção com bypass da artéria coronária ou re-PCI. Uma variedade de modelos animais foram sugeridos para o estudo do ISR, cada um deles apresentando vantagens e deficiências. As principais desvantagens dos modelos de artérias ilíacas suínos mais utilizados e coelhinhos, embora desenvolvendo lesões marcadamente semelhantes aos humanos após a implantação do stent4,5, são grandes custos de animais e habitação que trazem dificuldades logísticas especialmente em estudos de longo prazo, bem como limitações no manuseio e equipamentos. Além disso, a disponibilidade de anticorpos para proteínas celulares de suínos e coelhos é limitada. Por outro lado, os modelos murine proporcionam as principais vantagens do alto rendimento e reprodutibilidade, bem como a facilidade de manuseio, moradia e, portanto, custo-efetividade. Além disso, um maior número de anticorpos estão disponíveis. No entanto, enquanto os camundongos deficientes e-deficientes de apolipoproteína (apoE-/-) camundongos têm sido amplamente utilizados para o estudo da aterosclerose6,7,8, eles são inadequados para o estudo do ISR, pois os stents devem ser miniaturizados para serem implantados em camundongos, potencialmente mudando as propriedades mecânicas dos stents. Além disso, a parede aórtica de camundongos mede entre 50 μm em camundongos jovens e 85 μm em camundongos antigos9, e os stents devem ser implantados usando níveis de pressão tão baixos quanto 2 atm, o que pode levar à malapposição do stent10. Os ratos, no entanto, permitem a implantação de stents coronários humanos disponíveis comercialmente, e demonstram um curso de cura vascular semelhante a animais maiores após a implantação do stent aórtico, relatado pela primeira vez por Langeveld et al.11. Esta técnica originalmente exigia um acesso trans-abdominal, o que exigia uma constrição física da aorta para conseguir uma interrupção temporária do fluxo sanguíneo. Para evitar a lesão potencialmente associada do vaso e reações inflamatórias, a técnica foi posteriormente refinada pela introdução de um acesso transilílico, o que resultou, além disso, em uma maior taxa de sobrevivência dos animais12.
Como ratos de tipo selvagem não desenvolvem lesões ateroscleróticas13, apoE-/- ratos foram gerados usando técnicas de nuclease como Transcription Activator-Like Effector Nuclease (TALEN)14, Clustered Regularmente Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR/Cas9)15, e Zinc Finger (ZF)16. ApoE-/- ratos estão disponíveis comercialmente desde 2011. Fornecendo um fundo atherogênico, os ratos apoEpermitem uma avaliação mais realista dos stents coronários do tamanho humano, especialmente no que diz respeito ao ISR.
Aqui, descrevemos o método através da rota de acesso transfemoral e usando um stent de eluição de drogas de cobalto-cromo (DES) comercialmente disponível, no entanto, também pode ser aplicado para o estudo de outros tipos de stent, como stents metálicos nus (BMS) ou stents biodegradáveis.
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Protocol
Os experimentos foram realizados de acordo com a Lei Alemã de Bem-Estar Animal (TSchG) e a Diretiva 2010/63/UE relativas à proteção de animais utilizados para fins científicos. A aprovação oficial deste estudo foi concedida pelo Comitê Governamental de Cuidados e Uso de Animais (Protocolo nº: AZ 87-51.04.2010.A065; Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz Nordrhein-Westfalen, Recklinghausen, Alemanha). O protocolo de estudo cumpriu o Guia de Cuidado e Uso de Animais de Laboratório. O tratamento da dor pós-operatória baseia-se nas recomendações da Sociedade Alemã de Ciência Animal Laboratorial (GV-SOLAS), bem como da Terapia Veterinária da Dor.
1. Técnicas básicas e procedimentos comuns
- Use ratos homozigososapoE -/- Ratos Sprague-Dawley. Identificar o genótipo de cada animal usando os métodos padrão17.
- Mantenha os animais em condições idênticas (21 °C ± 2 °C, 60% ± 5% de umidade e um ciclo claro/escuro de 12 horas) e garanta o livre acesso à água e aos alimentos.
- Realizar todos os procedimentos em condições limpas, mas não estésteres.
- Uma vez que o rato é anestesiado, realize todos os procedimentos sob um microscópio cirúrgico em uma ampliação de 16x.
- Use cotonetes de algodão para hemostasia de compressão. Os cotonetes de gaze (5 cm x 5 cm) encharcados com solução de Ringer lactado são úteis para manter a virilha úmida.
- Siga as normas de descarte de resíduos para descartar materiais usados.
2. Preparações antes da cirurgia
- Prepare as drogas veterinárias antes de começar a operação. Mantenha todas as soluções em temperatura ambiente, a menos que seja indicado de outra forma.
- Trinta minutos antes do procedimento, administre 0,03-0,05 mg/kg buprenorfina subcutânea.
- Anestesiar o rato com uma injeção intraperitoneal de 100 mg/kg de peso corporal (BW) (S)-cetamina e 8 mg/kg de xilazina BW.
- Avalie o peso do rato usando uma balança de pesagem.
- Coloque o rato em uma almofada de aquecimento e fixe os membros superiores e inferiores usando fita médica. Posicione o rato com seu membro traseiro esquerdo totalmente estendido e o máximo possível de linha com sua coluna vertebral, de modo a criar uma linha reta entre artéria femoral e aorta. Isso facilitará o avanço do stent montado em balão através da bifurcação aórtica.
- Manter anestesia com inalação de 1,5 vol% de isoflurane em 97,5% de oxigênio a uma vazão de 2 L/min.
NOTA: Deixe o rato respirar espontaneamente, sem entubação. - Aplique pomada ocular para evitar danos oculares durante a inconsciência.
- Raspe a pele da virilha e da área inferior do abdômen do rato e esterilize a pele correspondente com uma solução povidone-iodo.
- Antes de iniciar a cirurgia, verifique a profundidade adequada da anestesia beliscando a ponta da cauda e o tecido interdigital.
3. Cirurgia
- Faça uma incisão medial de ~0,5\u20121 cm na virilha esquerda para abrir a pele e a fáscia subjacente.
- Dissecar e sondar sem rodeios nas profundezas até que a artéria femoral esquerda pulsante possa ser identificada.
- Usando fórceps muito finos, prepare a artéria femoral removendo suavemente o tecido conjuntivo circundante. Tenha cuidado para danificar nem o nervo femoral nem a veia femoral, que é medial para a artéria.
- Prepare cerca de 1 cm da artéria femoral. Coloque cuidadosamente a ponta dos fórceps sob o vaso para levantá-la suavemente.
- Roscas de sutura de seda 4-0 sob as partes distal e proximal da artéria e formam slings. Aperte as extremidades de cada um dos dois estilado entre os ramos de um grampo cirúrgico. Use os grampos cirúrgicos para controlar a artéria. Estique suavemente e levante os estilados para interromper temporariamente o fluxo sanguíneo.
NOTA: Trabalhe rápido para evitar um torniquete prolongado que possa levar a danos teciduais. - Usando micro tesoura afiada, realize uma arteriotomia no meio da artéria femoral.
- Introduza um fio guia através da arteriotomia. Ao atingir o sling do fio proximal, solte a tensão da rosca movendo o grampo cirúrgico e avance o fio-guia mais para a aorta abdominal.
NOTA: Corte o fio guia usando um cortador de arame para facilitar o manuseio. - Coloque a extremidade proximal do fio guia entre o diafragma e as artérias renais.
NOTA: O avanço do fio-guia é muito longe, traz o risco de lesão aórtica ou cardíaca. Recomendamos abrir o abdômen para garantir o posicionamento adequado do fio guia e do stent pelo menos para os primeiros vários animais. - Introduza um stent coronário crimped e montado em balão medindo 2,25 mm x 8 mm (máx. 2,5 mm x 8 mm) sobre o fio guia na artéria femoral e avance-o para a aorta abdominal.
- Coloque o stent logo acima da bifurcação aórtica, mas abaixo das artérias renais. Implante o stent inflando o cateter de balão para 12 atm por 15 s usando um sistema de seringa inflacionária.
- Esvazie o cateter de balão e mantenha pressão negativa de acordo com as recomendações do fabricante para o stent em uso.
- Retire lentamente o cateter deflacionado enquanto deixa o stent no lugar.
- Pouco antes de retirar o cateter, crie tensão na alça da rosca acima da incisão com o grampo cirúrgico para interromper novamente o fluxo sanguíneo. Em seguida, remova o cateter do balão e liga diretamente o vaso proximally.
- Amarre os laços proximais e os fios distais para ligar a artéria femoral e confirmar hemostasia adequada da arteriotomia. As artérias colaterais garantirão mais perfusão ao membro.
- Feche o músculo sobrepondo a artéria, bem como a incisão da pele usando suturas não resorbáveis de 10-0.
4. Cuidados com animais após implantação de stent
- Imediatamente após a operação, permita que o rato se recupere por 60 minutos em uma gaiola de unidade de terapia intensiva especial com ar aquecido (30\u201235 °C) e um suprimento de oxigênio.
- Observe os animais cuidadosamente até que esteja totalmente recuperado. Depois, mova os ratos para uma gaiola normal. Fornecer acesso a ad libitum à água e à comida.
- Administrar a analgesia pós-operatória a cada 6-12 horas com 0,03-0,05 mg/kg buprenorfina (s.c., em 500μl NaCl) para um total de 72 horas sob avaliação clínica.
- Tenha o alimento misturado com clopidogrel (15 mg/kg) para evitar trombose do stent implantado.
- Para melhorar as condições hipercolesterolômicas e a formação de placas, inicie a alimentação dietética ocidental em 6\u20128 semanas após o nascimento e continue até a eutanásia. Se desejar, uma coorte de animais alimentados com comida normal de ratos pode servir de controle.
5. Coleta e processamento de tecidos
- Antes de iniciar a explantação do tecido no ponto de tempo designado, eutanize o animal de acordo com as diretrizes da IACUC. Colher a aorta stented para análise histológica no final do período de observação.
- Abra o abdômen por uma incisão midline e remova o segmento stent da aorta, bem como partes não-stentadas adjacentes da aorta, medindo 0,5 cm cada.
- Coloque o tecido em uma solução de formalina tamponada de 4% por 24 horas para fixação.
- Incorporar o tecido arterial stent em plástico e realizar coloração histológica e imunohistoquímica de acordo com os protocolos padrão18,19.
6. Análise histomorfométrica
- Realize a análise histomorfométrica de seções sequenciais da parte proximal, média e distal da aorta stented por meio de um microscópio ligado a um computador com um software de análise de imagem apropriado.
- Traçar os contornos da lâmina elástica externa (EEL, entre adventitia e mídia), lamina elástica interna (IEL, entre mídia e neointima), e lúmen com um tablet gráfico de desenho. A partir desses valores, calcule a área de EEL, área de IEL e área de lúmen com o software.
- Calcular a porcentagem de reenose de área transversal no stent (ISR):
- Calcular a área neointimal total (Ai):
- Meça a espessura neointimal (NIT) sobre cada suporte de stent como a distância entre strut e lúmen. Meça o NIT entre os suportes de stent como a distância entre IEL e lúmen.
NOTA: Alternativamente, calcule o NIT como
onde PL e PIEL são o lúmen e perímetro interno elástico de lamina,respectivamente 20. - Realizar análises adicionais de acordo com os requisitos do estudo.
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Representative Results
Este protocolo descreve a implantação de stent na aorta abdominal de ratos utilizando uma rota de acesso trans-femoral(Figura 1). O primeiro ponto central deste modelo animal é que ele permite a implantação de stents coronários de tamanho humano. Um stent coronário comercialmente disponível e montado em balão pode ser colocado na aorta abdominal de ratos. Assim, além disso, o mesmo princípio de implantação de stent como em humanos pode ser aplicado. Outra vantagem do uso de ratos é a disponibilidade de cepas geneticamente modificadas, como apoE-/- ratos, que estão disponíveis comercialmente.
Recentemente, utilizamos este método para avaliar se os ratos deficientes e deficientes apolipoproteína são mais propensos a desenvolver ISR em comparação com ratos de tipo selvagem21. De um total de 42 ratos machos submetidos à implantação de stent, 36 ratos completaram o protocolo de estudo após 28 dias (taxa de sobrevivência = 85,71%). Dois ratos morreram por falha no fechamento do vaso, hemorragia interna e trombose do stent. Stents de três animais não puderam ser analisados porque o tecido foi seriamente danificado ou interrompido devido a falhas de processamento. Provavelmente, isso aconteceu durante o procedimento de serragem. Recomendamos treinamento para realizar essa técnica várias vezes antes do início do estudo.
Nos 33 ratos restantes, os stents coronários de tamanho humano foram implantados com sucesso sem sinal de malapposição ou lesão do vaso(Tabela 1). O peso corporal foi semelhante em apoEwildtype +/+ e apoE-/- ratos (530,1 ± 15,94 g contra 513,6 ± 16,45 g). Osratos desenvolveram hiperplasia neointimal e ISR significativamente elevadas em comparação com ratos apoE tipo selvagem+/+ (Figura 2). Embora um apoE-/- fundo torne os animais mais suscetíveis à aterosclerose, especialmente quando alimentados com dieta ocidental, não observamos nenhuma placa aterosclerótica antecedente em nossos ratos, provavelmente porque uma dieta ocidental não foi iniciada até a cirurgia e o período de observação subsequente de quatro semanas foi muito curto para o desenvolvimento da lesão aterosclerótica.
Figura 1: Esquema da implantação do stent na aorta abdominal de ratos usando um acesso trans-femoral.
(a) Após a interrupção do fluxo sanguíneo, um fio guia é introduzido através de uma arteriotomia medial. (b) Um stent coronário crimped e montado em balão é introduzido sobre o fio guia na artéria femoral. (c) O stent montado em balão é avançado para a aorta abdominal, onde é implantado pela inflação do balão. O stent deve ser colocado acima da bifurcação e abaixo das artérias renais. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Fotomicrogramas representativos da aorta abdominal manchada de Giemsa aos 28 dias após a implantação do stent em dieta ocidental alimentada.
a) Ratos apoEwildtype+/+ e (b) apoEhomozigosa-/- ratos. Imagens de alta potência: NI = neointima, St = stent strut, M = tunica media, L = lmen. A figura foi reproduzida com modificações de Cornelissen, A. et al.21. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| número de ratos | |
| falha de fechamento de navio | 2 |
| hemorragia interna | 2 |
| trombose stent | 2 |
| falha no processamento de tecidos | 3 |
| conclusão bem sucedida do protocolo | 33 |
Tabela 1: Resultado da implantação do stent na aorta abdominal de rato utilizando um acesso trans-femoral.
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Discussion
Este protocolo descreve a implantação de stents coronários de tamanho humano na aorta abdominal de apoE-/- ratos. Vários pontos técnicos merecem ser enfatizados. Primeiro, deve ser evitada uma incompatibilidade entre o tamanho do stent e o tamanho da aorta. Colocar um stent muito pequeno pode levar à malapa do stent, enquanto a implantação de um stent muito grande para a aorta pode causar excesso de alongamento, rasgos e ferimentos do vaso. Por isso, recomendamos o uso de stents entre 2,0 e 2,5 mm de diâmetro, e manter a pressão de implantação dentro da faixa recomendada sem alongar demais o stent. A pressão de implantação mais adequada é geralmente dada pelo fabricante do stent. O excesso de lesões na veia femoral e, posteriormente, a veia cava deve ser evitada porque as paredes do vaso são extremamente finas e muito fáceis de ferir, resultando em sangramento difícil de parar. A artéria femoral é distinguível da veia femoral por pulsação, que deve ser cuidadosamente observada. Outra armadilha é a possibilidade de lesão arterial e dissecção ao introduzir o fio-guia e/ou o cateter de balão. A dissecção arterial pode ser minimizada controlando e esticando a artéria femoral com slings usando laços de seda ao introduzir o cateter de balão. É imperativo parar imediatamente de avançar o dispositivo quando a resistência é encontrada. Neste caso, pequenos movimentos entre o polegar e o dedo indicador ajudarão a mudar a direção do dispositivo. Em nossa experiência, este é mais frequentemente o caso logo abaixo do ligamento inguinal e mais acima, quando a artéria ilíaca comum se aproxima da bifurcação, à medida que desce mais fundo no espaço retroperitoneal aqui. Certamente haverá uma curva de aprendizado para o operador antes que as taxas de sobrevivência sejam estáveis e com alguma experiência, o tempo médio cirúrgico é de cerca de 20 minutos.
Em humanos, os stents são geralmente implantados em artérias ateroscleróticas severamente estreitas. Embora a deficiência de apoE em geral torne os animais mais suscetíveis ao desenvolvimento de lesões ateroscleróticas, não observamos nenhuma formação de placa em nossos ratos, provavelmente porque a alimentação da dieta ocidental não foi iniciada até a implantação do stent. Se a implantação do stent em lesões ateroscleróticas for desejada, a dieta ocidental deve começar em 6\u20128 semanas após o nascimento e continuar até o sacrifício. Lesões ateroscleróticas em cepas suscetíveis se desenvolverão após 7\u201214 semanas na dieta rica em gordura22. Até agora, apenas dados limitados sobre apoE-/- ratos foram publicados. No entanto, nenhum estudo relatou desenvolvimento de lesão espontânea antes da idade de 20 semanas23. Zhao et al. observaram aterosclerose típica em apoE-/- ratos após pelo menos 24 semanas com um aumento contínuo na carga da placa e gravidade da lesão até o sacrifício às 72 semanas15. Assim, segundo a literatura, é improvável que os ratos desenvolvam aterosclerose espontânea entre 14 e 16 semanas de idade. Por isso, recomendamos o uso de ratos mais velhos e iniciar a dieta ocidental o mais cedo possível se a implantação do stent em lesões ateroscleróticas pré-formadas for desejada para o estudo.
Seis animais não sobreviveram à cirurgia. Dois animais morreram de trombose stent, apesar da administração de clopidogrel. Para reduzir a trombose do stent, os animais podem ser pré-tratados por 48h com aspirina ou receber uma injeção intraperitoneal de enoxaparin pós-operatório. A introdução do clopidogrel um dia antes da cirurgia também pode reduzir o risco de trombose, mas qualquer intensificação da terapia anti-tromboticética ao mesmo tempo aumenta o risco de hemorragia. A trombose do stent é uma complicação comum da PCI24,25,26 e pode ter várias razões. Potencialmente, em nosso estudo, as mortes por trombose do stent resultaram da inflação insuficiente do balão e da má posição simultânea do stent. Em contraste com a implantação do stent em humanos, a implantação do stent na aorta abdominal do rato não foi controlada pela angiografia. Portanto, a inflação ineficaz do balão não pode ser detectada e corrigida durante a cirurgia. Da mesma forma, a implantação do stent pode levar a uma oclusão não intencional de uma nave ramificada. Considerando que não é possível realizar a cirurgia que requer o uso de um microscópio cirúrgico sob controle fluoroscópico, recomendamos abrir o abdômen para confirmar a implantação precisa do stent, pelo menos para os primeiros procedimentos diversos. Outras causas potenciais para trombose do stent podem ser reações inflamatórias, ferimentos graves ou dissecções da parede do vaso. O cirurgião deve estar ciente de quaisquer sinais clínicos que indiquem essas complicações, e os animais devem ser inspecionados todos os dias durante o período de observação.
A aorta abdominal do rato mede entre 1,8 mm e 3,0 mm de diâmetro, dependendo do peso do animal27,28. O avanço de um stent volumoso através das artérias femorais e ilíacas ainda menores pode causar rasgos íntimos e danos à parede do vaso. Portanto, esta técnica limita-se à implantação de stents menores (entre 2,0 e 2,5 mm de diâmetro) para evitar alongamentos ou ferimentos excessivos da parede do vaso da aorta.
Outra limitação é a necessidade de ligar a artéria femoral para alcançar hemostasia após o procedimento, potencialmente suportando o risco de isquemia de membros inferiores. No entanto, estudos anteriores mostraram que artérias colaterais, bem como adaptações da microvasculatura distal à oclusão são capazes de manter a perfusão do membro inferior após a ligadura da artéria femoral em ratos29, e nenhum de nossos ratos apresentou sinais clínicos de isquemia de membros inferiores durante o período de observação. Ainda assim, os pesquisadores devem estar cientes desse risco potencial, pois a isquemia dos membros não só representa uma causa potencial de morte pós-operatória, mas também pode potencialmente induzir uma reação inflamatória sistêmica, potencialmente tendenciosa aos resultados.
Embora os ratos em geral sejam um modelo animal econômico, o uso de apoE geneticamente modificado-/- ratos aumenta o custo. Outra limitação é que leva um tempo relativamente longo até que placas ateroscleróticas tenham se desenvolvido em ratos. Além disso, existem algumas diferenças hemodinâmicas importantes entre a aorta e as artérias coronárias que merecem maior atenção. O estresse da cisalhamento é maior na aorta em comparação com as coronárias, e as bifurcações que causam fluxo sanguíneo turbulento estão ausentes. Isso diminui o desenvolvimento da hiperplasia intimal e a extensão da restenose.
A restenose é um dos principais fatores que limitam o sucesso a longo prazo dos stents coronários. Uma variedade de modelos animais têm sido usados para estudar a fisiopatologia da restenose, cada um apresentando suas próprias vantagens e deficiências. Em comparação com outros modelos animais, os ratos possuem a vantagem de uma alta produtividade, uma facilidade de manuseio e habitação, reprodutibilidade, bem como custo-efetividade, ao mesmo tempo que permitem a implantação de stents coronários de tamanho humano. O primeiro protocolo de stent de aorta abdominal em ratos foi relatado por Langeveld et al.11. Este modelo, no entanto, requer um acesso transdominais para introduzir o stent, que está associado a uma constrição física da aorta para conseguir uma interrupção temporária do fluxo sanguíneo. A manipulação resultante e a lesão do vaso podem potencialmente causar reações inflamatórias, que podem não só levar a complicações, mas também à pronunciada ISR12. Posteriormente, Oyamada et al. modificaram o protocolo introduzindo o stent através da artéria ilíaca comum12. Eles compararam a taxa de sobrevivência entre as duas abordagens diferentes (trans-aorta versus artéria transilíaca) e encontraram uma taxa de mortalidade significativamente maior em animais com stents transdominais (57% versus 11%, p < 0,05). Ratos mais comumente morreram de trombose no local da incisão/ sutura, que é catastrófico quando ocorre na aorta abdominal12. Reduzindo ainda mais o trauma e imitando a técnica de implantação em humanos mais de perto, utilizamos um acesso trans-femoral para introduzir o stent e relatamos uma taxa de mortalidade de 14%. Dois ratos morreram por falha no fechamento do vaso, hemorragia interna e trombose do stent. Estudos mais recentes, no entanto, relataram taxas de mortalidade tão baixas quanto 6% após a implantação do stent na aorta abdominal de rato mesmo com o acesso trans-aórtico30,31. Ainda assim, a taxa combinada de morbidade e mortalidade foi de 13,4%, em estudo de Nevzati et al. após implantação de stents de magnésio na aorta de rato30. Embora nem falha de fechamento de embarcações nem hemorragia interna tenham sido relatadas em sua série, a trombose do stent ficou evidente em 10,5% dos ratos30. Por outro lado, Aquarius et al. não relataram trombose stent após o tratamento de aneurismas de parede lateral com desviadores de fluxo, no entanto, este estudo utilizou dispositivos de stent mais finos, e a terapia antiplaquelet dupla foi administrada aos ratos31. Tentamos encontrar um equilíbrio entre o risco de trombose do stent e risco de sangramento e administramos clopidogrel e heparina em nosso estudo. Embora isso possa ter reduzido o risco de trombose do stent, que ocorreu em 4,76% dos ratos, também pode ter sido a razão para o risco relativamente maior de hemorragia (9,52% dos ratos), seja por causa de hemorragia interna ou falha no fechamento do vaso.
Aqui, demonstramos a implantação de um stent que eluia de drogas na aorta abdominal de rato, mas da mesma forma este método pode ser usado para a avaliação de outros dispositivos de stent de tamanho similar, por exemplo, stents metálicos nus ou andaimes vasculares bioresorbáveis.
Em resumo, o stent abdominal da aorta de ratos deficientes e-deficientes de apolipoproteína é um modelo confiável e reprodutível para investigar isr após a implantação do stent. O modelo pode ser estendido ao uso de ratos mais velhos, que são mais propensos a desenvolver lesões ateroscleróticas espontaneamente, e testando outros dispositivos usados para intervenção coronária humana.
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Disclosures
Os autores não têm nada a revelar.
Acknowledgments
Gostaríamos de agradecer à Sra. Angela Freund por sua inestimável assistência técnica com a incorporação e produção de slides. Também gostaríamos de agradecer ao Sr. Tadeusz Stopinski no Instituto de Ciência Animal & Cirurgia Experimental do Instituto de Ciência Animal & Experimental por sua ajuda perspicaz com o trabalho veterinário.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Diet | |||
| SNIFF High Fat diet + Clopidogrel (15 mg/kg) | SNIFF Spezialdiäten GmbH, Soest | custom prepared | Western Diet |
| Drugs and Anesthetics | |||
| Buprenorphine | Essex Pharma | 997.00.00 | |
| ISOFLO (Isoflurane Vapor) vaporiser | Eickemeyer | 4802885 | |
| Isoflurane | Forene Abbott | B 506 | |
| Isotonic (0.9%) NaCl solution | DeltaSelect GmbH | PZN 00765145 | |
| Ringer's lactate solution | Baxter Deutschland GmbH | 3775380 | |
| (S)-ketamine | CEVA Germany | ||
| Xylazine | Medistar Germany | ||
| Consumable supplies | |||
| 10 mL syringes | BD Plastipak | 4606108V | |
| 2 mL syringes | BD Plastipak | 4606027V | |
| 6-0 prolene suture | ETHICON | N-2719K | |
| 4-0 silk suture | Seraflex | IC 158000 | |
| Bepanthen Eye and Nose Ointment | Bayer Vital GmbH | 6029009.00.00 | |
| Cotton Gauze swabs | Fuhrmann GmbH | 32014 | |
| Durapore silk tape | 3M | 1538-1 | |
| Poly-Alcohol Skin Desinfection Solution | Antiseptica GmbH | 72PAH200 | |
| Sterican needle 18 G | B. Braun | 304622 | |
| Sterican needle 27 3/4 G | B.Braun | 4657705 | |
| Tissue Paper | commercially available | ||
| Surgical instruments | |||
| Graefe forceps curved x1 | Fine Science Tools Inc. | 11151-10 | |
| Graefe forceps straight | Fine Science Tools Inc. | 11050-10 | |
| Needle holder Mathieu | Fine Science Tools Inc. | 12010-14 | |
| Scissors | Fine Science Tools Inc. | 14074-11 | |
| Semken forceps | Fine Science Tools Inc. | 11008-13 | |
| Small surgical scissors curved | Fine Science Tools Inc. | 14029-10 | |
| Small surgical scissors straight | Fine Science Tools Inc. | 14028-10 | |
| Standard pattern forceps | Fine Science Tools Inc. | 11000-12 | |
| Vannas spring scissors | Fine Science Tools Inc. | 15000-08 | |
| Equipment | |||
| Dissecting microscope | Leica MZ9 | ||
| Temperature controlled heating pad | Sygonix | 26857617 | |
| Equipment for stent implantation | |||
| Drug-eluting stent Xience 2,25mm x 8mm | Abbott Vascular USA | 1009544-18 | |
| Guide wire Fielder XT PTCA guide wire: 0.014" x 300cm | ASAHI INTECC CO., LTD Japan | AGP140302 | |
| Inflation syringe system | Abbott 20/30 Priority Pack | 1000186 | |
| Tissue processing and analysis | |||
| 30% H2O2 | Roth | 9681 | Histology |
| Ethanol | Roth | K928.1 | Histology |
| Giemsas Azur-Eosin-Methylenblau | Merck | 109204 | Histology |
| Graphic Drawing Tablet | WACOM Europe GmbH | CTL-6100WLK-S | |
| Roti Histofix, Formaldehyd 4% buffered | Roth | P087 | Histology |
| Technovit 9100 | Morphisto | 12225.K1000 | Histology |
References
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