Summary
Efter virusinfektion, hamnar njure ett relativt stort antal CD8+ T-celler och erbjuder en möjlighet att studera icke-mucosal TRM celler. Här beskriver vi ett protokoll för att isolera mus njure lymfocyter för flöde cytometry analys.
Abstract
Tissue-resident minne T cell (TRM) är ett snabbt expanderande område för immunologi forskning. Isolera T-celler från olika icke-lymfoida vävnader är en av de viktigaste stegen för att undersöka TRMs. Det finns små variationer i lymfocytisoleringsprotokoll för olika organ. Njure är en väsentlig icke-lymfoida organ med många immun cell infiltration särskilt efter patogen exponering eller autoimmun aktivering. Under de senaste åren har flera laboratorier inklusive vår egen börjat karakterisera njure bosatt CD8+ T-celler i olika fysiologiska och patologiska inställningar i både mus och människa. På grund av överflödet av T-lymfocyter, utgör njure en attraktiv modell organ för att studera TRMs i icke-slemhinna eller icke-barriär vävnader. Här kommer vi att beskriva ett protokoll som vanligen används i TRM-fokuserade laboratorier för att isolera CD8+ T-celler från mus njurar efter systemisk virusinfektion. Kortfattat, med hjälp av en akut lymfatisk choriomeningitis virus (LCMV) infektion modell i C57BL/6 möss, vi visar intravaskulära CD8+ T cell märkning, enzymatisk matsmältning och densitet gradient centrifugation att isolera och berika lymfocyter från mus njurar att göra prover redo för den efterföljande flödet cytometri analys.
Introduction
Vävnad-resident minne (TRM) T-celler representerar en av de mest rikliga T-cell populationer i vuxna mänskliga och infekterade möss. TRM-celler ger den första raden av immun försvar och är kritiskt involverade i olika fysiologiska och patologiska processer1,2,3,4,5. Jämföra med cirkulerande T-celler, TRM celler bära distinkta ytmarkörer med unika transkription program6,7,8. Utöka vår kunskap om TRM biologi är nyckeln till att förstå T cell svar som är avgörande för framtida utveckling av T cell-baserade vacciner och immunterapier.
Förutom gemensamt delade molekylära markörer av TRMs över alla icke-lymfoida vävnader, ackumulerande bevis tyder på att vävnadsspecifika funktioner är en central komponent i TRM biologi9. Njure hamnar många immunceller inklusive TRM celler efter infektion och erbjuder en stor möjlighet att studera TRM cellbiologi i en icke-slemhinnan vävnad. Akut LCMV (lymfatisk choriomeningitis virus) infektion via intraperitoneal väg är en väletablerad systemisk infektion modell för att studera antigen-specifika T-cell svar hos möss. Infektionen är oftast löst i 7-10 dagar i vilda typ möss och lämna ett stort antal LCMV-specifika minne T-celler i en mängd olika vävnader, inklusivenjuren 10. P14 TCR (T-cell receptor) transgena möss bära CD8+ T-celler känner igen en av de immun-dominerande epitopes av LCMV presenteras av MHC-I (klass jag större histocompatibility komplex) molekyl H2-Db i C57BL/6 möss. Kombinera congenically märkt P14 T cell adoptivöverföring och LCMV infektion i möss, CD8+ effektor och minne T celler spåras, inklusive TRM differentiering och homeostas.
I vissa barriär vävnader, såsom intestinala intraepithelial lymfocyter (IEL) fack och spottkörtlar, etablerade lymfocyt isolering förfarande ger hög andel av TRM celler med minimal blodburna T-cells kontaminering i musen LCMV modell11. Men i icke-barriär vävnader, såsom njure, täta vaskulära nätverk innehåller ett stort antal cirkulerande CD8+ T-celler. Det har dokumenterats väl att även framgångsrik perfusion inte effektivt kan ta bort alla cirkulerande CD8+ T-celler. För att övervinna detta tekniska hinder har intravaskulär antikroppsfärgning fastställts som en av de vanligaste teknikerna i TRM labs12. I korthet, 3-5 minuter före dödshjälp, levereras 3 μg/mus anti-CD8-antikropp (för att märka CD8+ T-celler) intravenöst. Intakt blodkärlsvägg förhindrar snabb diffusion av antikroppen inom denna korta tidsperiod (dvs. 3-5 minuter) och endast intravaskulära celler är märkta. Efter standard lymfocyt isolering protokoll, intravaskulära kontra extravaskulära celler kan lätt särskiljas med hjälp av flödescytometri.
Här kommer vi att beskriva ett standardprotokoll som vanligen används i TRM labs att utföra intravaskulär märkning, lymfocytisolering och flödescytometri analys av njure CD8+ T-celler med hjälp av en C57BL/6 mus som har fått CD45.1+ P14 T-celler och LCMV infektion 30 dagar före13. Samma protokoll kan användas för att studera både effektor och minne T-celler i njuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla djurförsök som utförs efter detta protokoll måste godkännas av respektive institutionella Animal Care and Use Committee (IACUC). Alla förfaranden som beskrivs här har godkänts av IACUC UT Health San Antonio.
1. Adoptivöverföring av P14 T-celler till C57BL/6-mottagare och LCMV-infektion
- Använd P14-möss vid 6-12 veckors ålder. Se till att könet på givaren P14 TCR transgen mus ska matcha kön C57BL/ 6 mottagaren möss. Annars kommer celler som manliga T-celler som överförs till kvinnliga möss att resultera i immunmedierad avstötning av cirkulerande donator T-celler i cirka 12dagar 14.
- Rena naiva CD8+ T-celler från mjälten och lymfkörtlarna i en P14 TCR-transgen mus med hjälp av mus CD8+ T cell reningssats efter tillverkarens protokoll.
- Kortfattat, dissekera mjälte och lymfkörtlar, mosa proverna för att generera encells suspension.
- För att berika för naiva T-celler, tillsätt biotin-anti-CD44 antikropp under det första antikroppsinkubation steg13.
OBS: Negativt urval kommersiella kit som används i detta steg innehåller två viktiga komponenter för två steg av inkubation (dvs, biotin-antikropp blandning inkubation och streptavidin-magnetiska pärla inkubation).
- Använd en hemocytometer för att räkna cellerna och injicera 1 000 till 10 000 renade P14 T-celler i 200 μL PBS i varje kön matchade C57BL/6-mottagare via svansvenen.
OBS: Detaljerad svans ven injektion protokollet beskrivs i steg 2. - Nästa dag får alla C57BL/6 mottagare 2 x 105 pfu LCMV Armstrong utspädd i 200 μL PBS via en intraperitoneal väg.
2. Intravaskulär märkning av CD8+ T-celler
OBS: Beroende på forskningsintressena kan olika tidspunkter väljas efter infektion. Ett exempel på dag 30 post infektion (dag 30 efter steg 1.4) påvisas, som ofta betraktas som en tidig minne tid punkt för CD8 T-cell svar.
- Späd biotin anti-CD8α antikropp till 15 μg/mL i PBS. Se till att varje mus får 200 μL PBS innehållande 3 μg antikropp.
OBS: Biotin anti-CD8 antikropp används här så att det blir mer flexibelt att utforma den slutliga FACS färgning panelen. Fluorescerande färgämnesmärkta antikropp kan användas direkt. Det är dock viktigt att använda olika kloner av monoklonala antikroppar för intravenös märkning kontra FACS färgning. - Korrekt värma svansvenen av möss med en overhead värmelampa för 5-10 min att vidga venerna.
OBS: Extra försiktighet måste göras för att förhindra överhettning av djuren. Minska värmen eller ta bort värmelampan om mössen stannade för att flytta runt. - Rita 200 μL prediluted anti-CD8α antikroppsblandning i en 100 U insulinspruta (28G) och ta bort eventuella luftbubblor genom att flytta kolven uppåt och nedåt. Böj nålen för att skapa en 150° vinkel mellan nålen och sprutan, avfasa upp, så nålen kommer att vara parallell med venen.
- Hindra musen med en gnagare hindrare av lämplig storlek och spraya svansen med 70% etanol för att göra venen väl synlig.
OBS: Begränsningens varaktighet bör hållas till ett minimum. - Håll svansen i den distala änden med tummen och långfingrarna på den icke-dominerande handen. Placera pekfingret under den plats där nålen kommer att föras in.
- Håll sprutan med den dominerande handen och stick in nålen i venen parallellt mot hjärtats riktning.
OBS: När du placerar rätt ska nålen röra sig smidigt in i venen. - Injicera långsamt 200 μL anti-CD8α-antikropp via svansvenen.
OBS: Om det finns ett motstånd eller ett vitt område ses ovanför nålen på svansen, är nålen inte inne i venen. Starta den inledande injektionen nära svansspetsen. Vid behov, gå framåt mot botten av svansen för efterföljande injektioner. - Ta bort nålen och försiktigt tillämpa kompression tills blödningen upphör.
- Återgå musen till buren, och avliva musen efter 3-5 min.
OBS: Mössen ska avlivas via isoflurankammare följt av livmoderhalsavslutning. Andra metoder, såsom CO2 inandning kommer att ta upp till 5 min och kan införa onödig variation av intravenös antikroppsmärkning tid. - Dissekera njuren med hjälp av sax, överför hela njuren till 1,5 mL mikrocentrifugrör och lämna proverna på is tills vidare bearbetning.
OBS: Intakt hel njure kan förvaras säkert på is i några timmar före efterföljande bearbetning och matsmältning.
3. Enzymatisk matsmältning av njuren
- Förbered 6 brunnsplattor som innehåller 3mL av rötningslösningen (RPMI/2% FCS/1 mg/ml Collagenase B) för varje mus, förvara på is.
OBS: Stock kollagenas B-lösning vid högre koncentration (t.ex. 20x) kan förberedas och lagras vid eller under -20°C. Arbetslösning bör beredas färsk. Vänligen se tabell 1 för recepten för all lösning/buffert som används i det aktuella protokollet. - Tillsätt 300 μL rötningslösning i 1,5 mL mikrocentrifugprovrören och finhacka njurproverna med en rak fjädersax.
OBS: Njurvävnaden ska finhackas till jämna bitar med storlekar som inte är större än 1,5 mm i diametrar. Inget decapsulationssteg krävs. - Överför de malda njurproverna till 6 brunnsplattor som innehåller digestionslösningen
OBS: 6 brunnsplåtar används för bekvämlighet endast när det finns flera prover som ska bearbetas. - Inkubera proverna vid 37 °C med skonsam gungning (runt 60 varv/min) i 45 min.
- Efter matsmältningen, mosa vävnaden med kolven flänsen av en 3 mL spruta direkt inuti skålen, och överföra till 15 mL koniska rör.
OBS: Vanligtvis filtrering genom en cell sil krävs inte vid detta steg eftersom densitet gradient centrifugation utförs bredvid rena levande lymfocyter. - Snurra ner proverna vid 500 x g i 5 min vid 4 °C.
- Resuspend pelleten i 3 mL av RPMI/10% FCS.
4. Densitetsgradientcentrifugering för att berika lymfocyter från den smälta njuren
- Snurra ner provet i 500 x g i 5 min vid 4 °C.
- Ta bort supernatanten och resuspend cell pelleten med 5 mL av 44% Percoll/RPMI mix (44% Percoll + 56% RPMI utan FBS).
- Sätt spetsen på en 3 mL-pipett som innehåller 3 mL på 67% Percoll/PBS (67% Percoll + 33% PBS) direkt till botten av varje rör, och släpp långsamt lösningen så att den tunga lösningen (67% Percoll/PBS) bildar ett distinkt skikt i botten och ljuslösningen (44% Percoll/RPMI) höjs upp. Tillsammans kommer cocktaillager att bildas.
OBS: För nyanlända densitet gradient medium från leverantören, tillsätt 1/ 10 volym av steril 10x PBS till flaskan, blanda väl och överväga PBS-balanserad densitet gradient medium som 100% lösning. - Snurra proverna i 900 x g i 20 min vid rumstemperatur med reducerad in- och bromsinställning.
OBS: För centrifuger med inställningar för accelerator och broms (på en 1-9 skala (1 betyder minimum och 9 betyder maximum)), använd 6 för accelerator och 4 för broms. - Ta försiktigt bort rören från centrifugen utan att störa skikten;
OBS: En tydlig lymfocyt lager identifieras mellan rosa färg RPMI lager och färglös PBS lager. - Ta bort det översta lagret med en överföringspipett utan att vidröra lymfocytskiktet.
- Överför lymfocytskiktet till ett nytt 15 mL-rör, fyll tuben med PBS/5% FCS och blanda genom att invertera röret 4-6x långsamt för att säkerställa tillräcklig blandning.
OBS: Detta steg är viktigt att tvätta bort eventuella kvarvarande Percoll. - Snurra ner proverna vid 500 x g i 5 min vid 4 °C.
- Ta bort supernatanten och åter uppstäng cellpelletsen med 500 μL komplett RPMI-medium. Cellerna är redo för flödescytometrifärgning.
5. Flödescytometri färgning och analys
OBS: Följ standardflödescytometrifärgningsprotokoll för T-lymfocyter.
- Ta runt 1 x 106 celler för varje FACS färgning.
OBS: Använd en U-botten 96 brunnsplatta för FACS-färgning. Men om endast ett begränsat antal prover är inblandade, kan även 5 mL FACS-rör användas. - Snurra ner cellerna i 500 x g i 5 min vid 4 °C. Kassera supernatanten.
- Resuspend varje prov i 50 μL AVSACS buffert som innehåller 10 μg/mL av 2.4G2 FcR-blockerare (en anti-CD16/32 monoklonal antikropp för att blockera samspelet mellan tillsatt FACS-antikropp med FcR). Inkubera på is i 15 min.
- Tillsätt 50 μL ytfärgningsantikroppsblandning för varje prov, utan ytterligare centrifuger, så att den slutliga färgningsvolymen blir 100 μL/varje prov. Inkubera på is i 30 min i mörker.
OBS: Inkludera fluorescerande märkt streptavidin (2 μg/mL eller följ tillverkarens rekommendation) i antikroppsblandningen till etikett CD8α+ intravaskulär CD8+ T-celler och använd fluorescerande märkta antikropp mot CD8β för att märka alla CD8 T-celler. Antikroppsblandning görs genom att lägga till önskade mängder av intresserade antikroppar i FACS-bufferten. - Tvätta proverna med PBS två gånger. För varje tvätt fyller du brunnarna på 96 brunnsplatta med kall PBS, snurrar i 500 x g i 5 min vid 4 °C och kasserar supernatanten.
- Resuspend cellerna i 100 μL/brunn av utspädd levande /död färgämne. Inkubera på is i 30 min i mörker.
OBS: Även med densitet gradient medium spinn, enzymatisk matsmältning steg ofta inducerar betydande celldöd i vävnad-residentA T-celler på grund av ARTC2.2/P2RX7 signalering15. Levande / död färgfärg färgning rekommenderas starkt före fixering. Anti-ARTC2 nanokropp kan administreras in i mössen innan dödshjälp för att förhindra cellisolering-inducerad celldöd. - Tvätta proverna med FACS-buffert två gånger. För varje tvätt fyller du brunnarna på 96-brunnsplatta med kall FACS-buffert, snurrar vid 500 x g i 5 min vid 4 °C och kasserar supernatanten.
- Resuspend cellerna i 100 μL/brunn fixering buffert. Inkubera vid 37 °C i 10 min.
OBS: Fixing buffer görs nyligen genom att späda formaldehyd med PBS till en slutlig koncentration av 2% formaldehyd. - Tvätta proverna med FACS-buffert två gånger. För varje tvätt fyller du brunnarna på 96 brunnsplatta med kall FACS-buffert, snurrar i 500 x g i 5 min vid 4 °C och kasserar supernatanten.
- Resuspend cellerna i 250 μL/väl FACS buffert. Täta plattan, förvara vid 4 °C och skydda mot ljus tills FACS analys.
OBS: Filtrera proverna genom ett 70 μM nylonnät innan FACS-analys ska filtreras för att avlägsna eventuella cellkluster som kan täppa till FACS-maskinen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Det protokoll som beskrivs här sammanfattas i ett flödesdiagram (Bild 1A). På dag 30 post LCMV infektion, vi utfört intravaskulära märkning av CD8+ T-celler. 5 minuter senare, var båda njurarna av djuret dissekeras, malet och utsätts för kollagenas matsmältning. Lymfocyter var ytterligare renas från de smälta proverna via Percoll centrifugation och analyseras av flöde cytometri. Som framgår av figur 1B, även efter densitet centrifugering-medierad lymfocyt anrikning, det var mycket vanligt att se en stor del av icke-lymfocyter i slutprodukten. Men efter gating på levande lymfocyter, var det lätt att identifiera CD8+ T-lymfocyter. Vi skulle kunna skilja intravaskulära vs extravaskulära CD8+ T-celler. På grund av starkt korrelativa uttryck mönster av CD8α och CD8β på CD8+ T-celler, det förväntas att intravaskulära CD8+ T-celler uppvisar ett diagonalt mönster på CD8α-CD8β FACS profil. Som väntat, endast extravaskulär CD8+ T-cell effektivt förvärvade TRM fenotyper, såsom uppreglering av CD69 och nedreglering av Ly6C (Figur 1B). I våra experiment var vi intresserade av givaren P14 T celler med congenic markör CD45.1. Med hjälp av samma protokoll, endogena värd härledd CD8+ T-celler kan undersökas också. I motsats till infekterade möss, de allra flesta CD8+ T-celler isolerade från unga naiva möss inrymt i SPF anläggning var märkta med i.v. CD8α antikropp och, därför, tillhörde intravaskulära fack (Figur 1C).
Diagram 1: Representativa resultat.
(A) Flödesschema för protokollet. (B) På dag 30 post infektion, njure lymfocyter analyserades av flödescytometri. Representativa FACS-profiler och gating-strategi visas. Siffrorna anger andelen gated delmängder i sin föräldrapopulation. (C) Representativ FACS profil av njure CD8+ T-celler isolerade från en naiv mus. Vänligen klicka här för att visa en större version av denna figur.
| Reagens | Recept | Observera |
| 100% Percoll | 9 volymer av Percoll + 1 volym av 10xPBS | |
| 44% Percoll/RPMI | 44% Vol av 100% Percoll + 56% Vol serum fri RPMI | Gjort färskt från 100% Percoll |
| 67% Percoll/PBS | 67% Vol av 100% Percoll + 33% Vol PBS | Gjort färskt från 100% Percoll |
| Matsmältningsbuffert | RPMI + 2% FCS + 1mg/ml kollagenas B | Gjort färskt från kollagenas lager |
| PBS/5% FCS tvättbuffert | PBS + 5% FCS | |
| FACS-buffert | PBS + 2% FCS + 0,02% NaN3 | Förvaras i 4°C |
| Fastställande buffert | PBS + 2% formaldehyd | Förvaras vid RT och skyddas mot ljus |
Tabell 1: Lista över recept för all lösning och buffert som används i aktuellt protokoll.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Som vävnad specifik immunitet är ett snabbt expanderande område av forskning, ackumulerande bevis tyder på att immunceller, särskilt lymfocyter befolkningen kan identifieras i nästan alla organ i vuxna mänskliga eller infekterade eller immuniserade möss. LCMV mus infektion modell är en väletablerad modell för att studera antigen-specifika T-cell svar, effektor och minne T cell differentiering inklusive TRM biologi över flera vävnader. Här beskrev vi ett protokoll för att analysera CD8+ T-celler i njuren. Detta protokoll är till stor del anpassad från publikationer inriktade på TRM12. Förmodligen på grund av hög nivå P2RX7 uttryck och enzymatisk matsmältning inducerad celldöd15, är lymfocyter avkastning från det nuvarande protokollet bäst för omedelbar fenotypisk analys. Med etablerat protokoll för att hämma P2RX7 inducerad celldöd16, är det dock tänkbart att det aktuella protokollet lätt kan modifieras (t.ex. med tillsats av inhibitorer för att blockera P2RX7-signalering) för att öka cellens överlevnad och vara lämpade för andra långsiktiga funktionsanalyser. Ordentliga kontrollgrupper bör ingå för att säkerställa att P2RX7-hämmare inte stör intresserade funktionsanalyser.
Njure CD8+ TRM celler är till stor del genereras som svar på infektion eller miljöantigener. Vi har användning av intravaskulära märkning protokollet att direkt analysera njure CD8+ T-celler isolerade från 5-6-veckors gamla naiva C57BL/6 möss. Överensstämmer med publicerade resultat17, det finns nästan ingen extravaskulär CD8+ T-celler i dessa "rena" möss (Figur 1C). En elegant studie har visat att majoriteten av minnet CD8+ T-celler som identifierats i icke-lymfoida vävnader är TRM10. Däremot med hjälp av ett liknande infektionssystem, upptäcker vi ofta en betydande population av CD69- celler (troligen representerar TEM-celler eller CD69- TRM-celler) även i extravaskulära facket. Diskrepansen kan bero på fakta att 1) olika tekniker används, dvs, mikroskop vs flödescytometri; 2) tidigt vs sent minne tidpunkter är fokuserade och 3) CD69 är inte en perfekt markör för att identifiera TRM. Enzymatisk matsmältning och flödescytometri kommer att underskatta det totala antalet TRM-celler avsevärt. Men som ett bekvämt och icke-arbetsintensiva protokoll, är det fortfarande allmänt accepterat i de flesta TRM studier.
Guldmyntfoten att slutgiltigt identifiera TRM-celler är att utföra parabios experiment. Även om det protokoll som beskrivs här ger ett bekvämt sätt att identifiera njure-resident T-celler, resultaten från detta protokoll bara bevisa att vid den tidpunkt då mössen avlivas, T-cellerna är bosatta utanför blodkärlen i njuren. Detta protokoll ensam ger inte någon information om flyttande historia av T-celler.
Förutom infektioner kan alla njurar som riktar sig mot immunsvar, inklusive autoimmuna svar, framkalla differentiering av en betydande delmängd av njure-residentA T-celler studeras med hjälp av ett liknande protokoll. Ytterligare, som beskrivsföre 12, detta protokoll kan enkelt modifieras för att använda anti-CD45 antikropp (att märka alla hematopoetiska celler) för att studera andra njure-resident immunceller. Tillsammans visade vi ett relativt bekvämt sätt att isolera och analysera CD8+ T-celler från njuren, som kan anpassas till olika modeller inklusive infektion och autoimmunitet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inga relevanta finansiella upplysningar.
Acknowledgments
Detta arbete stöds av NIH bidrag AI125701 och AI139721, Cancer Research Institute CLIP program och American Cancer Society bevilja RSG-18-222-01-LIB till N.Z. Vi tackar Karla Gorena och Sebastian Montagnino från Flow Cytometry Facility. Data som genereras i Flow Cytometry Shared Resource Facility stöddes av University of Texas Health Science Center i San Antonio (UTHSCSA), NIH/ NCI bevilja P30 CA054174-20 (Clinical and Translational Research Center [CTRC] vid UTHSCSA), och UL1 TR001120 (Clinical and Translational Science Award).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.5 ml microcentrifuge tubes | Fisherbrand | 05-408-130 | |
| 15 ml Conical Tubes | Corning | 431470 | |
| 3 ml syringe | BD | 309657 | |
| 37C incubator | VWR | ||
| Biotin a-CD8a antibody(Clone 53-6.7) | Tonbo Biosciences | 30-0081-U025 | |
| Calf Serum | GE Healthcare Life Sciences | SH30073.03 | |
| Collegenase B | Millipore Sigma | 11088807001 | |
| Disposable Graduated Transfer Pipettes | Fisherbrand | 13-711-9AM | |
| Insulin Syringe | BD | 329424 | |
| Micro Dissecting Spring Scissors | Roboz Surgical | RS 5692 | |
| Mojosort Mouse CD8 Naïve T Cells Isolation Kit | Biolegend | 480043 | |
| overhead heat lamp | Amazon | B00333PZZG | |
| PBS | |||
| Percoll | GE Healthcare Life Sciences | 17089101 | |
| rocker | VWR | ||
| RPMI | GE Healthcare Life Sciences | SH30096.01 | |
| Solid Brass Mouse Restrainer | Braintree Scientific, Inc | SAI-MBR | |
| Swing Bucket Centrifuge with refrigerator | Thermofisher | ||
| Tissue Culture 6-well plate | Corning | 3516 |
References
- Mueller, S. N., Gebhardt, T., Carbone, F. R., Heath, W. R. Memory T cell subsets, migration patterns, and tissue residence. Annual Review of Immunology. 31, 137-161 (2013).
- Mueller, S. N., Mackay, L. K. Tissue-resident memory T cells: local specialists in immune defence. Nature Reviews: Immunology. 16, 79-89 (2016).
- Park, C. O., Kupper, T. S. The emerging role of resident memory T cells in protective immunity and inflammatory disease. Nature Medicine. 21, 688-697 (2015).
- Schenkel, J. M., et al. T cell memory. Resident memory CD8 T cells trigger protective innate and adaptive immune responses. Science. 346, 98-101 (2014).
- Thome, J. J., Farber, D. L. Emerging concepts in tissue-resident T cells: lessons from humans. Trends in Immunology. 36, 428-435 (2015).
- Mackay, L. K., et al. Hobit and Blimp1 instruct a universal transcriptional program of tissue residency in lymphocytes. Science. 352, 459-463 (2016).
- Mackay, L. K., et al. T-box Transcription Factors Combine with the Cytokines TGF-beta and IL-15 to Control Tissue-Resident Memory T Cell Fate. Immunity. 43, 1101-1111 (2015).
- Milner, J. J., et al. Runx3 programs CD8(+) T cell residency in non-lymphoid tissues and tumours. Nature. 552, 253-257 (2017).
- Liu, Y., Ma, C., Zhang, N. Tissue-Specific Control of Tissue-Resident Memory T Cells. Critical Reviews in Immunology. 38, 79-103 (2018).
- Steinert, E. M., et al. Quantifying Memory CD8 T Cells Reveals Regionalization of Immunosurveillance. Cell. 161, 737-749 (2015).
- Qiu, Z., Sheridan, B. S. Isolating Lymphocytes from the Mouse Small Intestinal Immune System. Journal of Visualized Experiments. (132), e57281 (2018).
- Anderson, K. G., et al. Intravascular staining for discrimination of vascular and tissue leukocytes. Nature Protocols. 9, 209-222 (2014).
- Ma, C., Mishra, S., Demel, E. L., Liu, Y., Zhang, N. TGF-beta Controls the Formation of Kidney-Resident T Cells via Promoting Effector T Cell Extravasation. Journal of Immunology. 198, 749-756 (2017).
- Gebhardt, T., et al. Different patterns of peripheral migration by memory CD4+ and CD8+ T cells. Nature. 477, 216-219 (2011).
- Borges da Silva, H., Wang, H., Qian, L. J., Hogquist, K. A., Jameson, S. C. ARTC2.2/P2RX7 Signaling during Cell Isolation Distorts Function and Quantification of Tissue-Resident CD8(+) T Cell and Invariant NKT Subsets. Journal of Immunology. 202, 2153-2163 (2019).
- Fernandez-Ruiz, D., et al. Liver-Resident Memory CD8(+) T Cells Form a Front-Line Defense against Malaria Liver-Stage Infection. Immunity. 45, 889-902 (2016).
- Beura, L. K., et al. Normalizing the environment recapitulates adult human immune traits in laboratory mice. Nature. 532, 512-516 (2016).
