Summary
ここでは、幼虫および若年期までの生体内でゼブラフィッシュ胚性脳を画像化する方法を提示する。この微侵襲的な手順は、電気生理学的アプローチから適応され、成熟したニューロンの細胞および細胞内の詳細へのアクセスを提供し、脳機能および薬物介入を特徴付けるための光遺伝学および神経薬理学的研究と組み合わせることができる。
Abstract
脳の発達と成熟の間に起こる一時的な変化を理解するには、細胞および細胞内解像度での空間と時間における詳細な高解像度イメージングが必要です。分子および画像技術の進歩により、透明ゼブラフィッシュ胚における脳の発達の細胞および分子メカニズムに関する多くの詳細な洞察を得ることができています。最近では、受精の数週間後に起こる神経細胞の結合性の改善プロセスは、例えば社会的行動、意思決定、動機づけによる行動の制御など、研究の焦点に移っています。これらの段階では、ゼブラフィッシュ皮膚の色素沈着は、脳組織への光の浸透を妨げ、胚性段階の溶液、例えば、色素沈着の薬理学的阻害は、もはや実現不可能である。
従って、目覚めたゼブラフィッシュの脳への顕微鏡アクセスのための低侵襲外科的解決は、電気生理学的アプローチに由来する提供される。テレオストでは、皮膚および柔らかい頭蓋骨軟骨は、これらの層をマイクロ剥離することによって慎重に除去することができ、根底にあるニューロンおよび軸索管を損傷することなく露出させる。これにより、シナプス構造とその分子内容を含む神経形態、およびCa2+ 過渡性または細胞内輸送事象などの生理学的変化の観察を記録することができます。さらに、薬理学的阻害または光遺伝学的操作によってこれらのプロセスの尋問が可能である。この脳暴露アプローチは、ニューロンの構造的および生理学的変化に関する情報だけでなく、分または時間の範囲で生きている脳組織におけるこれらの事象の相関関係および相互依存性に関する情報を提供する。この技術は、受精後30日までのゼブラフィッシュ幼虫のインビボ脳イメージングに適している、これまでにテストされた最新の発達段階。したがって、シナプスの洗練とスケーリング、軸索および樹状輸送、細胞骨格貨物のシナプスターゲティング、または局所活動依存式などの重要な質問へのアクセスを提供します。したがって、この取り付けおよびイメージングアプローチの幅広い使用が期待できます。
Introduction
ここ数十年、ゼブラフィッシュ(Danio rerio)は、胚性および幼虫発生研究のための最も人気のある脊椎動物モデル生物の一つとして進化してきました。初期胚発生期の胚の急速な 元子宮 の発達とその透明性と相まってゼブラフィッシュメスの大きな胎児性は、ゼブラフィッシュを発達の問題を和らげるための強力なモデル生物にする重要な要因のほんの一部である1。分子遺伝学的技術の進歩と高分解能 インビボ イメージング研究を組み合わせることで、発達過程の基礎となる細胞生物学的メカニズムに対処することが可能となった2.特に、神経細胞の分化、生理、接続性、機能の分野において、ゼブラフィッシュは、分子動力学、脳機能、および生物的挙動の相互作用をこれまでにない詳細に明示しています。
しかし、これらの研究のほとんどは、神経系組織の透明性が徐々に失われるため、発達の最初の週の間に胚および初期の幼虫段階に限定されている。これらの段階では、脳組織は、頭蓋骨の分化と色素沈着によって遮蔽される高分解能顕微鏡アプローチによってアクセスを妨げられる。
したがって、神経の分化、成熟、および神経の結合性の改良やシナプススケーリングなどの可塑性の主要な問題は研究が困難である。これらの細胞プロセスは、例えば、社会的行動、意思決定、または動機に基づく行動を駆動する細胞メカニズムを定義するために重要であり、数週間前の幼虫に関するゼブラフィッシュ研究が最近行動研究4に基づいて重要な知見を提供している領域。
ゼブラフィッシュ幼虫の色素沈着を数週間阻害する薬理学的アプローチは、ほとんど実現可能ではないか、5、6、7、8の有害な影響を引き起こす可能性さえある。キャスパー9や結晶10のような特定の色素沈着欠陥を有する二重または三重突然変異株は、非常に貴重な道具となっているが、繁殖に骨の折れる、少数の子孫を提供し、過剰な近親交配による遺伝的奇形を蓄積する危険性がある。
ここでは、任意のゼブラフィッシュ株に適用可能な代替として最小限の侵襲的手順が提供される。この手順は、生きていると目覚めたゼブラフィッシュ幼虫の神経活動を記録するために電気生理学的研究から適応されました.テレオストでは、皮膚および柔らかい頭蓋骨軟骨は、脳血管構造と密接に織り交ぜられていないため、これらの層をマイクロ剥離することによって慎重に除去することができる。これにより、ニューロンおよび軸索管を含む脳組織を損傷なく暴露し、シナプス構造とその分子内容物を含む神経形態を記録することができ、Ca2+ 過渡または細胞内輸送事象などの生理学的変化の観察を数時間まで含む。さらに、脳組織への直接的なアクセスは、記述的特徴付け以外にも、神経薬理学的物質の管理と光遺伝学的アプローチによる成熟した神経機能の問い合わせが可能です。したがって、この脳暴露戦略を用いて、真の構造機能関係を若年ゼブラフィッシュ脳で明らかにすることができる。
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Protocol
ここに記載されているすべての動物の仕事は、法的規制(EU指令2010/63)に従っています。魚の維持と取り扱いは、地元当局と技術大学ブラウンシュヴァイクの動物福祉代表によって承認されています。
1. 人工脳脊髄液(ACSF)、低融解アガロース、鋭いガラス針の調製
- 蒸留水中の以下の濃度で記載された化学物質を溶解することによってACSFを準備します。134 mM NaCl (58.44 g/mol), 2.9 mM KCl (74.55 g/mol), 2.1 mM CaCl2 (110.99 g/mol), 1.2 m M MgCl2 6x H2O (203.3 g/mol), 10 mM HEPES (238.31 g/mol), および 10 mM d-グルコース (180.16 g/mol).
注: MgCl2、CaCl2、および KCl の場合、1 M ストック溶液は脱塩された無菌水で調製され、その後新しい ACSF を準備するために 4 °C で保管されます。グルコース、HEPES、およびNaClは、新鮮なACSF溶液中で固体化合物として溶解される。化学物質を溶解するには、製造元の指示に従ってください。 - ACSF の pH を 10 M NaOH で 7.8 に調整します。ACSFの調製には、脳脊髄液を置き換え、ニューロンが完全に機能するために必要な生理学的条件を維持し、脳の誤機能および神経死を引き起こす可能性があるため、化学物質の正確な測定とpHの微調整が必要です。
- 作りたてのACSFを4°Cで最大4週間保管してください。作業条件の場合、日/実験に必要なACSFの量をアリクォートし、25-28 °Cでプリウォームします(必要に応じて、ステップ2.5)
注:作りたてのASCFは1日間で大丈夫です。数日間にわたって使用する場合、ACSF は無菌フィルタ処理する必要があります。 - 幼虫の後の麻酔のために、蒸留水にd-Tubocurarineの50 mMストック溶液を調製し、必要になるまで100μLのアリコートとして-20°Cで溶液を保存します。
- 魚を埋め込むには、1.25gのLM-アガロース(材料表)を50mLACSFに溶解して2.5%低融解(LM)アガロースを調製し、アガロースが完全に溶解するまで沸騰させます。
注:あるいは、LM-アガロースの濃度が高いか低いかは、実験的なセットアップに応じて使用することができます。しかし、アガロースが柔らかすぎると、頭蓋骨を開くときに魚を位置に保持することはできません。 - アガロースは37°Cの水浴で保管し、固化を避け、この温度も埋め込むときに幼虫に害を与えないので保管してください。沸騰アガロースを水浴中で37°Cに冷却した後、10μMの作業濃度に達するために必要なアリクォートアガロースに必要量のd-Tubocurarinを加えます。今後の使用のために、汚染を避けるために、残ったアガロースを4°Cで保管してください。
- 次の設定でマイクロピペットプーラーを使用して、ガラスの毛細い毛細い針(補足図1)から鋭いガラス針を準備します。
- プーラーI、キャピラリータイプ1:ヒート1:65.8;熱2:55.1;2ステップ引っ張る
プーラーII、キャピラリータイプ2:熱=700;フィル = 4;Vel = 55;デル = 130;Pul = 55;1ステップの引っ張り。
注:単位は、ここで使用される各プーラーとガラスキャピラリーごとに固有のものです( 資料表を参照)。他の毛細血管および引き手はまたガラスの針を準備するために使用することができる。しかし、頭蓋骨に接触すると壊れる可能性があるため、ガラス針は薄すぎないようにしてください。毛細管:長さ:100ミリメートル(4インチ)。OD:1.5ミリメートル。ID:0.84ミリメートル。フィラメント: はい
- プーラーI、キャピラリータイプ1:ヒート1:65.8;熱2:55.1;2ステップ引っ張る
2. 幼虫の麻酔と埋め込みのための準備
- その日の実験を開始する際には、プラスチック製のパスツールピペットで必要な動物を直径90mmのペトリ皿に移し、ダノー(まだダノーと一緒にペトリ皿に保管されている幼虫用)または魚の施設からの水(7dpfより古く、魚の施設に保管されている幼虫の場合)で満たされています。
- 2週間以上の魚をピペット化する場合は、ピペットの開口部が魚を移管する際に魚を傷付けないように十分な大きさであることを確認してください。特に若い幼虫に物理的に損傷を与えるので、ネットを使用しないでください。
- ペトリ皿に保管されている幼虫の大きさに適した ロチフェラ または アルテミア ナウプリを加え、食べ物への自由なアクセスと幼虫の最大の健康状態を確保し、ストレスを軽減します。
- 埋め込みのために、選択した幼虫をACSFで満たされた直径35mmのペトリ皿に移す。10 μMの有効量の働き濃度/有効用量に達するために必要な量のd-Tubocurarinを加え、幼虫が完全に固定されるまで数分待ちます11.
注:魚が古くなったり、より速い完全麻酔が必要な場合(5分以下)、d-Tubocurarineの濃度を高めることが可能です(マウスのLD50 は静脈内12mg/kg)。また、α-bungarotoxin(働き濃度:1 mg/mL)などの異なる麻酔薬を使用することも可能であり、これはキュラレと同じ効果を有し、また脳を完全に活性13に保つ。完全に活性な脳が対象の対象に必要でない場合、非致死量のトリケーヌ(0.02%)は、幼虫を完全に麻酔するオプションでもあります。しかしながら、トリケーヌはナトリウムチャネルをブロックし、それによって脳活動14を損なう。 - 直径35mmのペトリ皿の蓋を取って取り付けチャンバーを準備し、蓋を裏返し、蓋の底部に正方形のガラスカバースリップ(24 x 24 mm)を置きます。これらの手順の概略的な説明については、 図 1 (上部) を参照してください。ガラスのより滑らかな表面は、頭蓋骨の開口手順中に幼虫を含むアガロースブロックの滑り落ちを防ぎます。
- アリコートは、適切なバイアル(例えば、50mLチューブ、ビーカー、ショットボトルなど)で一日に必要なACSFの量を、カルボーゲン(5%CO2、95%O2)で酸素化する。もし、画像化が形態(例えば蛍光パターン)だけであれば、ACSFは脳の完全性を確保するために必要であり、細胞は浸透性効果によって悪影響を受けず、ACSFの酸素化は必要ない。このステップは、イメージングに完全な脳活動が必要な場合にのみ実行する必要があります。
注:媒体の最適な酸素飽和を得るために、カルボーゲン管の端にエアストーンを加えます。十分に高い酸素レベルを保証するためには、同じイメージングチャンバーに埋め込まれた幼虫の数と年齢に応じて、20〜60分ごとにイメージングチャンバー内のACSFを酸素化し、20〜60分ごとに交換する必要があります(例えば、1回毎に単一の埋め込まれた幼虫ACSF交換に対して十分です)。14dpfより古い6匹の幼虫が並列に埋め込まれた場合、20分ごとにACSFを交換する必要があります)ので、計画された実験に従って必要な量の酸素飽和ACSFを計画してください。
3. 幼虫の埋め込み
- プラスチック製のパスツールピペットを使用して完全麻酔をした幼虫を(ステップ2.4)準備された取り付けチャンバーに移します。次いで、過剰培地を慎重に除去し、LM-アガロースの希釈を避ける。以下の手順はすべて、十分な倍率でステレオ顕微鏡で行う必要があります。
注:取り付けチャンバーを傾けると、媒体を完全に取り外すことができます。 - 次のステップに進み、幼虫の上に十分に大きなLM-アガロースの滴を加えることによって(幼虫の大きさに応じて1mL近く)動物を乾燥から保護し、不必要なストレスを軽減する。
- アガロースが固まる前の位置に幼虫の向きを変えて下さる。幼虫の後ろ側の部分が上向きであることを確認します。また、幼虫をできるだけアガロースの表面に近づけるようにしてください。
注:同時に埋め込む予定の幼虫の大きさと数に応じて、アガロース濃度を調整することができます。例えば、1-3の幼虫が30dpf古い場合、1.8%-2%のLM-アガロースの濃度が推奨される。1-4古い幼虫の場合、2.5%のLM-アガロースを使用するのが最も実用的ですが、5-8の幼虫では2%がより適しています。完全に活性な脳が必要な場合は、幼虫の操作に必要な時間を短縮するために、同時に3匹の魚のみを埋め込むのが推奨されます。一般に、幼虫が古いほど低濃度(1.8%-2%)を使用するか、幼虫が同時に埋め込まれる予定です。 - 反転顕微鏡を使用して画像を記録する場合は、幼虫を含むアガロースブロックを小さな立方体の形にトリミングします。これは、後で幼虫をイメージングチャンバーに移す上で重要です。直立顕微鏡を用いる場合、このようなトリミングは必要ないが、取り付けチャンバは撮像室としても使用できるからである。 図 1 (上部) では、これらの手順の概略説明を見つけることができます。
4. 脳を暴露する
注:以下の手順はすべて、幼虫を不必要に傷つけないように最大限の注意を払って行ってください。実験に完全に活性な脳が必要な場合は、1秒ごとに魚がアガロースに完全に取り付けられ、酸素化されたACSFのない開いた頭蓋骨を持っている間、脳は酸素不足に苦しみ、また乾燥することを覚えておいてください。酸素欠乏の影響はさらに劇的になり、埋め込まれた幼虫は古くなります。したがって、可能な限り最短時間で行うだけでなく、極めて正確に針で機械的な脳損傷を起こさないという手術を行うことが重要です。訓練を受けた場合, ステップ 4.2 -4.4 魚あたり 30 s 以上を取るべきではありません.
- アガロースが固まったらすぐに手術を開始します。まず、関心のある脳領域の上に余分なアガロースのすべてをトリミングして、頭と明確な作業空間への自由なアクセスを得る。頭部の後ろ側が既にアガロースから突き出ている場合は、このステップをスキップします。
- 関心のある地域に応じて、手術から始める場所を選びます。ガラスの針を取り、皮膚を通して小さな切開を行うが、組織に深く浸透しすぎない。これは、重ね合わせの皮膚を剥がす出発点となります。
注: 最適な結果を得るには、重要な構造を損傷するリスクを減らすために、対象領域の真上から開始しないでください。必要に応じて、後脳に後部を開始することさえでき、そこから皮膚の不要な領域が剥がれるまで前方に働くことさえできます。 - 表面のすぐ下で針をかろうじて動かして取り除くことを目指して、皮膚の部分に沿って非常に小さなカットを続けます。ほとんどの場合、脳の周りを完全に移動し、円のような皮膚と頭蓋骨を切り取る必要はありませんが、むしろ頭に沿って2つの切開を行い、皮膚を片側または他方の側に押し出す必要があります。 図2 は、小脳への自由なアクセスを得るための最適な切断戦略の概略図を示す。
注:このマイクロ手術は繊細な手順であり、基礎となる脳を損傷することなく皮膚を完全に除去するためのトレーニングが必要になる可能性が最も高いです。また、関心のある脳領域の最適な切断戦略を見つけ、実験の期間に固執することをお勧めします. - 埋め込まれたすべての幼虫から皮膚を取り除いた直後に、アガロースの上にACSFを注いで不要な皮膚粒子や血液をあふれさせ、脳を完全に活性に保ち、乾燥から保護します。
注:実験に健康な脳が必要な場合は、一度に最大3匹の魚を食べます。 - 直立顕微鏡を使用する場合は、イメージングから直接開始します。
- 逆顕微鏡を使用する場合は、小さなへらを立方体アガロースブロックの下にスライドさせます(ステップ3.4)。
- LM-アガロースの小さな滴をイメージングチャンバーの底(例えば、ガラス底皿)に加え、幼虫を含むアガロースブロックをヘラで180°反転させ、撮影室の底にそっと押し込み、液体アガロースドロップは接着剤として機能します。
- アガロースが固まったら、イメージングチャンバーを(酸素化された)ACSFで満たし、次にイメージングを開始します。概略的な説明については 、図 1 (下部) を参照してください。
- 実験に完全な脳活動が必要な場合は、イメージングチャンバーのACSFが十分に高い酸素レベルを有していることを常に確認してください。これを確実にするために、可能な限り20〜60分ごとに酸素化したばかりのACSFと慎重に媒体を交換します(魚の数と大きさ、イメージングチャンバーのサイズと表面、イメージング時間に応じて異なります)。
図1:イン ビボ イメージング用開いた頭蓋骨ゼブラフィッシュを段階的に調製するための概略的手順 さまざまな手順の作業手順は、グラフィック自体にあります。フロリアン・ヘッチがデザインし、ポール・シュラムが脚色したグラフィック。 この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図2:対象となる脳領域の上の皮膚や頭蓋骨の破片を除去するために行われたマイクロ手術の詳細な模式図表 赤い円は、最初のカットを行う必要がある場所を示します。赤い点線は、小脳に損傷を与えることなく、小脳への自由なアクセスを得るために針と一緒に切断するのに最適なパスを表します。緑色の矢印は、過度の皮膚や頭蓋骨の部分を簡単に押し出すことができる方向を示しています。全体の手順の間に脳組織に浸透しないようにしてください。.皮膚の剥がれに成功した後、目的の脳領域(ここでは小脳)は、あらゆる種類の高解像度 インビボ イメージングのために自由にアクセスできるようになります。 この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
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Representative Results
図3A、C トランスジェニックラインTg[-7.5Ca8:GFP] の14 dpf幼虫を示すbz12[15] 頭蓋骨はまだそのままです。重ね合わせの皮膚の色素細胞は頭全体に分布し、対象領域(ここでは小脳)における蛍光シグナルに干渉している。この状態では、この状態では、脳の高解像度画像を得ることは不可能です。 図 3B 開いた頭蓋骨手術を行った後に同じトランスジェニックラインの幼虫を示す。励起レーザーのために興味のある領域は自由にアクセス可能であり、蛍光光を発して散乱して反射することなく組織に浸透する。この幼虫の写真は、詳細な高解像度画像をもたらすでしょう(図3D)、単離された脳の画像と同等であるが、脳がまだ完全に活動しているという利点を有する。さらに、脳は、固定され、植えられた脳の場合と同様に、通常はパラホルムアルデヒドによる固定によって引き起こされる蛍光強度を失っていません。頭蓋骨が開いた幼虫で、したがって、完全に活性なニューロンを持つ自由にアクセス可能な脳では、依然としてすべての生理学的接続を確立し、感覚系から正常な入力を受け取り、シナプトゲネス、脊椎成長、樹状/軸索移動または局所mRNA発現などの短期的な事象を観察することも可能になる16 生理学的条件下で。この方法のもう一つの利点は、皮膚や頭蓋骨または血液脳関門によって引き起こされる拡散の問題なしに生きている幼虫への影響を調査するために異なる薬理学的物質の適用に適していることです。図 3E).それを実証するために、開いた頭蓋骨を持つ14dpf幼虫を10分間、Hoechst-33342(ACSFでは5μg/mL)でインキュベートし、その後画像化(図 3F-私). 図4A,B 頭蓋骨を開く前後に30dpf古い幼虫を示す。このメソッドでこれまでにテストされた最も高度なタイムポイントです。幼虫のこの発達段階でも、ここで説明する方法を用いて、単一ニューロンおよび細胞下区画の高解像度画像を得ることができる(図4C,D).これらの30dpf古い幼虫は、1時間のイメージング後に活動障害を示さなかった。この方法は、30dpf古い幼虫の電気生理学的パッチクランプ分析にも使用され、開いた頭蓋骨に埋め込まれる最初の60分間にプルキンジェ細胞(表面に近い細胞は繊細で脆弱である)の神経活動の喪失の兆候はありません。定期的に血流量を検査することにより、幼虫がまだ健康な状態であることを検証することが可能です。このステータスは、長時間の画像記録中に定期的に ACSF を交換または酸素化することによって維持できます。したがって、幼虫がまだ機能的な脳の研究に適しているかどうかを検証することはかなり簡単です。顕微鏡手術中に重要な血管が損傷していないことを証明し、また、この方法は、脳組織への励起レーザー光のより深い浸透と光子の反射減少放出、トランスジェニック株Tg(flk1:mCherry)の10 dpf古い幼虫を可能にすることを示すためにy206Tg17 この方法で分析した。これらの魚は、内皮細胞における赤い蛍光タンパク質mCherryの発現による脳内の蛍光脈管系を含む。深さ245 μmをカバーする画像スタックの最大強度投影は、中脳と後脳を蛇行する血管の複雑なネットワークを明らかにします(図5A).さらに、画像スタックの深さの値の色分けは、ほぼ250 μmで脳内に深く埋め込まれた血管でさえ、はっきりと見え、追跡可能であることを示しています(図 5B). 補足ビデオ 1A 十分な血液供給を有する健康な脳を示し、 補足ビデオ 1B ACSFの交換の欠如と中性酸素の欠如のために血流が損なわれた脳を示しています。
図3:ゼブラフィッシュの幼虫の皮膚剥離は、インビボ脳イメージングに最適なアクセスを提供します。14 dpf古いトランスジェニックTg(-7.5ca8:GFP)bz12幼虫の共焦点顕微鏡分析。20倍と40倍の倍率で、皮をむき出さない(A、C)と皮剥がされた(B、D)標本の中脳と後脳の概要。後者では、顔料の欠如は明らかに画質を向上させ、小脳内の蛍光プルキンエ細胞の詳細な画像記録を可能にする。細胞内イメージングと脳への化合物投与の容易さは、HOEchst-33342(ACSFで5μg/mL)を用いた核酸蛍光染色で10分のインキュベーション期間によって実証される。皮膚細胞だけがこの色素を非剥離幼虫(E)に組み込むが、持ち上げられた皮膚を有する標本は、脳全体に核の強烈な標識を表示する(F)GFP蛍光プルキンジェニューロンの個々の核(G)を視覚化することを可能にする(H、I、63x光学、4xデジタル倍率で示された合成画像)。 スケールバー:A-F:100 μm、G-I:5 μm。幼虫は頭を左に埋め込み、後ろは上がっている。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図4:皮膚剥離は、若年性ゼブラフィッシュへのインビボ脳イメージングのアクセスを拡張します。30 dpf古いトランスジェニックTg(-7.5ca8:GFP)bz12Tgの共焦点顕微鏡分析。10x(B)と40x(C)と63倍の光学拡大(D)で、皮をむき出し(A)と皮剥離標本の中脳と後脳の概要( D )色素沈着した皮膚の除去は、連続小脳プルキンエ細胞層の細胞組織の可視化を可能にし、個々のニューロン(D、白色矢印)の投影を描写する。スケールバー:A-C:100 μm、D:5 μm。幼虫は頭を左に埋め込み、後ろは上がっている。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
図5:皮膚除去は、10dpf古いTg(flk1:mCherry)y206Tgゼブラフィッシュ幼虫の拡張深さで脳血管系再建を可能にする。(A)画像の積層の最大強度投影(245 μmの全距離で1μmの厚さの245画像、20倍の光学倍率)は、これらの脳領域全体の血管の連続的なネットワークを表示します。(B) 深度色分けにより、血管のこのネットワークを200μm以上の深さで監視できることが明らかになる。自家蛍光と反射を除去するために、目は黒色で覆われた。スケールバー:100 μm。幼虫は頭を左に埋め込み、後ろは上がっている。この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。
補助図1: ガラス毛細血管から作られた針(A)2つの異なる針の引き手から得られる2つの針のタイプが示されている。先端が十分な安定性を提供し、皮膚/頭蓋骨に接触したときに壊れを避けるためにあまりにも長くしないことが重要です。しかし、きれいなエッジでカットを行うことを可能にするために十分な鋭さが必要です。(B)針の引き手に装填される毛細血管の画像が表示されます。スケールバーは250 μmです。毛細管の長さ:100のmm;OD: 1.5 mm: ID: 0.84 mm;フィラメント:はい。こちらをクリックして、この図をダウンロードしてください。
補足ビデオ1:イメージング7dpf古い幼虫。(A) 脳の上の皮膚が除去された後、7 dpf古い幼虫から10のリアルタイム映画記録(30 fps)。鮮やかな血流は十分な血液供給を有する健康な状態を示す。(B)ACSFの交換や中酸素化の欠如を伴わないマイクロ手術後、同じ7dpf古い幼虫からリアルタイムムービー記録(30fps)を撮影。スケールバー:100 μm.このビデオをダウンロードするには、ここをクリックしてください。
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Discussion
提示された方法は、脳の単離またはそれらの インビボ 環境でニューロンの高解像度画像を記録するための色素沈着を阻害する医薬品とゼブラフィッシュ幼虫の治療に代わるアプローチを提供する。この方法で記録された画像の品質は、自然な条件下で、植えられた脳からの画像に匹敵します。
さらに、固定剤18での治療は必要としないため、蛍光強度の低下は回避される。また、この方法は脳を単離するほど侵襲的ではなく、失敗につながる可能性のある重要なステップの1つだけで構成されているので、成功した準備の可能性は脳の排泄物に比べて高くなります。最も重要な利点は、この方法がin vivo画像記録に適していることである。頭蓋骨の開口部が正確に、速く、成功し、ACSFの酸素飽和が定期的に監視されるならば、脳は完全に機能し、何時間も実行可能でなければならない。電気生理学的記録、血液循環、呼吸、および魚の生存に基づいて、皮膚および頭蓋骨の除去は全体的な健康に大きく有害ではない可能性が高いと考えています。このように、この方法は、画像を乱す色素沈着を伴わない健康で機能的な脳における細胞および細胞下プロセスのリアルタイムイメージングに使用することができる。この方法は、当社の研究室で生体内での神経活動の電気生理学的記録に使用される標準的な手順であり、また、脳の機能がマイクロ手術によって損なわれないことを証明する、世界19、20、21、22の他の電気生理学の研究室で確立されています。このアプローチは、脳の後ろ脳領域と横脳領域のイメージングにのみ適しており、同じ標本で繰り返し行うことができない点が挙げられる点が挙げられる。
しかし、実験に完全に機能する脳が必要な場合は、酸素飽和度を恒久的に監視し、必要に応じてイメージングチャンバー内のACSFを酸素化したばかりのACSFと交換する必要があります。つまり、長期間の録画では、使用済み ACSF と酸素飽和 ACSF を交換するオプションが必要です。
注意すべきは、マイクロ手術が正しく行われないか、または不正確に行われない場合、脳生理学の障害をもたらす脳損傷または脳出血につながる。また、ACSFの低酸素飽和度(補足ビデオ1を参照)、またはこの全手順の間に幼虫に対するストレスが多すぎると、脳23,24に悪影響を及ぼす可能性がある。したがって、この方法は、ハイスループット分析には適していませんが、時間単位の幼虫の数個の長手方向または非常に詳細な画像記録に適しています。したがって、この方法は、高スループットでの薬物スクリーニングを目的とすべきではありませんが、高解像度イメージングが有益で必要な有望な薬理学的化合物を詳細に特徴付けたり検証したりするために使用することができます。適切な脳の健康状態を確保するために, 試験ごとに 3 匹の幼虫の数を超えないようにお勧めします。.
開いた頭蓋骨を通して、血液脳関門を通過させることなく、脳組織に物質を直接適用することさえ可能です。全体として、ここで説明されている方法は、現在 インビボ 電気生理学に適用されている - ゼブラフィッシュ幼虫および若年動物における インビボ 脳イメージングおよび光遺伝学の非常に広い分野で高い可能性を有する技術であり、神経薬理学的アプローチと結合することができる。
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Disclosures
著者らは開示するものは何もない。
Acknowledgments
特に、ティモ・フリッチの優れた動物ケアとヘルマン・ドーリング、モハメド・エルザイ、ソル・ポーズ・メンデス、ヤコブ・フォン・トロサ、コマリ・ヴァリシェッティ、バーバラ・ウィンターの皆様の支援に感謝します。また、Kösterラボの他のすべてのメンバーの皆様のフィードバックに感謝しています。このプロジェクトの一部は、ドイツ研究財団(DFG、KO1949/7-2)プロジェクト241961032(RWK)とブンデスミニウム・フュル・ビルドゥン・ウント・フォルシュン(BMBF;エラネットニューロンII CIPRESSプロジェクト01EW1520にJCM)が認められる。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Calcium chloride | Roth | A119.1 | |
| Confocal Laser scanning microscope | Leica | TCS SP8 | |
| d-Glucose | Sigma | G8270-1KG | |
| d-Tubocurare | Sigma-Aldrich | T2379-100MG | |
| Glass Capillary type 1 | WPI | 1B150F-4 | |
| Glass Capillary type 2 | Harvard Apparatus | GC100F-10 | |
| Glass Coverslip | deltalab | D102424 | |
| HEPES | Roth | 9105.4 | |
| Hoechst 33342 | Invitrogen (Thermo Fischer) | H3570 | |
| Imaging chamber | Ibidi | 81156 | |
| Potassium chloride | Normapur | 26764298 | |
| LM-Agarose | Condalab | 8050.55 | |
| Magnesium chloride (Hexahydrate) | Roth | A537.4 | |
| Microscope Camera | Leica | DFC9000 GTC | |
| Needle-Puller type 1 | NARISHIGE | Model PC-10 | |
| Needle-Puller type 2 | Sutter Instruments | Model P-2000 | |
| Pasteur-Pipettes 3ml | A.Hartenstein | 20170718 | |
| Sodium chloride | Roth | P029.2 | |
| Sodium hydroxide | Normapur | 28244262 | |
| Tricain | Sigma-Aldrich | E10521-50G | |
| Waterbath | Phoenix Instrument | WB-12 | |
| 35 mm petri dish | Sarstedt | 833900 | |
| 90 mm petri dish | Sarstedt | 821473001 |
References
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