Summary
Dieses Protokoll beschreibt die Schritte zur Erstellung eines Kaninchenmodells mit zwei Elastase-verdauten Aneurysmen mit unterschiedlicher Hämodynamik (Stumpf- und Bifurkationskonstellation). Dies ermöglicht die Erprobung neuartiger endovaskulärer Geräte in Aneurysmen mit unterschiedlicher Angioarchitektur und hämodynamischen Bedingungen innerhalb eines einzelnen Tieres.
Abstract
Präklinische Tiermodelle mit hämodynamischen, morphologischen und histologischen Merkmalen, die den humanen intrakraniellen Aneurysmen ähneln, spielen eine Schlüsselrolle für das Verständnis der pathophysiologischen Prozesse und die Entwicklung und Erprobung neuer therapeutischer Strategien. Diese Studie zielt darauf ab, ein neues Kaninchen-Aneurysma-Modell zu beschreiben, das die Erzeugung von zwei Elastase-verdauten sackförmigen Aneurysmen mit unterschiedlichen hämodynamischen Bedingungen innerhalb desselben Tieres ermöglicht.
Fünf weibliche neuseeländische weiße Kaninchen mit einem Durchschnittsgewicht von 4,0 (± 0,3) kg und einem Durchschnittsalter von 25 (±5) Wochen wurden einer mikrochirurgischen Stumpf- und Bifurkationsaneurysmabildung unterzogen. Ein Aneurysma (Stumpf) wurde durch Exposition der rechten Halsschlagader (CCA) an seinem Ursprung am brachiozephalen Stamm erzeugt. Ein temporärer Clip wurde am CCA-Ursprung und ein weiterer 2 cm darüber angebracht. Dieses Segment wurde mit einer lokalen Injektion von 100 U Elastase für 20 min behandelt. Ein zweites Aneurysma (Bifurkation) wurde erzeugt, indem ein Elastase-behandelter arterieller Beutel in die End-to-Side-Anastomose der rechten CCA zur linken CCA vernäht wurde. Die Durchgängigkeit wurde unmittelbar nach der Erstellung durch Fluoreszenzangiographie kontrolliert.
Die durchschnittliche Operationsdauer betrug 221 min. Die Entstehung von zwei Aneurysmen im selben Tier war bei allen Kaninchen ohne Komplikationen erfolgreich. Alle Aneurysmen wurden unmittelbar nach der Operation patentiert, mit Ausnahme eines Bifurkationsaneurysmas, das eine extreme Gewebereaktion aufgrund von Elastase-Inkubation und einer sofortigen intraluminalen Thrombose zeigte. Während der Operation und der Nachbeobachtung von bis zu einem Monat wurde keine Mortalität beobachtet. Die Morbidität beschränkte sich auf ein vorübergehendes vestibuläres Syndrom (ein Kaninchen), das sich innerhalb eines Tages spontan erholte.
Hier wird zum ersten Mal die Machbarkeit demonstriert, ein Kaninchenmodell mit zwei Aneurysmen mit stumpf- und bifurkationshämodynamischen Eigenschaften und stark degenerierten Wandbedingungen zu erstellen. Dieses Modell ermöglicht die Untersuchung des natürlichen Verlaufs und möglicher Behandlungsstrategien auf der Grundlage der Aneurysmabiologie unter verschiedenen Strömungsbedingungen.
Introduction
Das intrakranielle Aneurysma ist eine schwere Erkrankung mit einer Mortalitätsrate nach einer Ruptur von 50% und einer langfristigen Behinderung bei 10-20% der Patienten1. In den letzten zehn Jahren gab es eine rasante Entwicklung endovaskulärer Behandlungsmöglichkeiten, aber gleichzeitig auch eine steigende Rezidivrate mit bis zu 33% der Aneurysma-Rekanalisation nach dem Coiling 2,3. Zum besseren Verständnis der Pathophysiologie, die Aneurysma-Okklusion und Rekanalisation zugrunde liegt, sowie für die Entwicklung und Erprobung neuer endovaskulärer Geräte besteht derzeit ein Bedarf an zuverlässigen präklinischen Modellen, deren hämodynamische, morphologische und histologische Merkmale denen von humanen intrakraniellen Aneurysmen ähneln 4,5,6 . Bis heute gibt es kein definiertes Modell als Standard für präklinische Studien, und den Forschern steht eine breite Palette von Arten und Techniken zur Verfügung 7,8.
Das Kaninchen ist jedoch aufgrund der Größe und hämodynamischen Ähnlichkeiten zwischen seinen Halsarterien und den menschlichen Hirngefäßen sowie seiner ähnlichen Gerinnungs- und Thrombolyseprofile von besonderem Interesse. Mehrere Modelle mit elastase-verdauten sackförmigen Aneurysmen an den gemeinsamen Halsschlagadern (CCAs) haben qualitative und quantitative Ähnlichkeiten mit humanen intrakraniellen Aneurysmen in Bezug auf Strömungsbedingungen, geometrische Merkmale und Wandeigenschaften gezeigt 9,10,11,12. Diese Studie zielt darauf ab, eine Technik zu beschreiben, um ein neues Kaninchen-Aneurysma-Modell mit Stumpf- und Bifurkation-Elastase-verdauten Aneurysmen im selben Tier zu erstellen. Die Operationstechniken sind inspiriert von denen von Hoh et al.13 und Wanderer et al.14 mit leichten Modifikationen, um eine gute Standardisierung und Reproduzierbarkeit zu gewährleisten und eine niedrige Mortalität und Morbidität zu gewährleisten.
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Protocol
HINWEIS: Das Experiment wurde vom Lokalen Komitee für Tierpflege des Kantons Bern, Schweiz genehmigt (Antragsnummer BE108/16), und alle Tierpflege und -verfahren wurden in Übereinstimmung mit den institutionellen Richtlinien und den 3R-Prinzipien 15,16 durchgeführt. Die Daten werden gemäß den ARRIVE-Richtlinien gemeldet. Das perioperative Management wurde von einem zertifizierten tierärztlichen Anästhesisten durchgeführt. Für die Studie wurden weibliche neuseeländische weiße Kaninchen mit einem Durchschnittsgewicht von 4,0 (± 0,3) kg und einem Durchschnittsalter von 25 (±5) Wochen bei einer Raumtemperatur von 22-24 ° C mit einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus mit freiem Zugang zu Wasser, Pellets und Heu untergebracht.
1. Präoperative Phase und Anästhesie
- Führen Sie eine klinische Untersuchung durch, wie von der Association of Veterinary Anesthetists und dem European and American College of Veterinary Anesthesia and Analgesia empfohlen, um zu bestätigen, dass die Kaninchen gesund sind, indem Sie jedes Tier wiegen, die Schleimhaut bewerten, die Kapillarnachfüllzeit und Pulsqualität dokumentieren und eine Lungen- und Herzauskultation sowie eine Bauchpalpation durchführen.
- Basierend auf dem klinischen Befund weisen Sie jedem Kaninchen eine Klassifizierung der American Society of Anesthesiologists (ASA) zu17. Führen Sie eine Operation nur bei Tieren mit einem ASA I-Score durch.
- Rasieren Sie beide äußeren Ohren und tragen Sie Prilocain-Lidocain-Creme auf Ohrarterien und Venen auf. Erreichen Sie eine tiefe Sedierung mit einer Kombination aus Ketamin 20 mg/kg, Dexmedetomidin 0,1 mg/kg und Methadon 0,3 mg/kg subkutan injiziert (SC). Lassen Sie die Tiere 15 min ungestört. Geben Sie zusätzliche Sauerstoffversorgung (3 L / min) durch eine gelöste Gesichtsmaske und überwachen Sie mit einem Pulsoximeter.
- Legen Sie eine 22 G Kanüle in die linke aurikuläre Zentralarterie sowie in eine Ohrvene. Eine Vollnarkose mit Propofol 1-2 mg/kg intravenös (IV) bis zur Wirkung (Verlust des Schluckreflexes) induzieren. Fahren Sie mit der endo-trachealen Intubation über einen Silikonschlauch (3 mm Innendurchmesser) fort.
- Rasieren Sie die Stirn, um die pädiatrischen elektroenzephalographischen (EEG) Sensoren zu platzieren. Rasieren Sie das Operationsfeld und injizieren Sie Ropivacainhydrochlorid 0,75 % intradermal.
- Stellen Sie das Kaninchen im Rückenliegen auf den Operationstisch, installieren Sie eine vollständige Überwachung und verbinden Sie den Endo-Trachealtubus mit einem widerstandsarmen pädiatrischen Kreissystem. Beibehaltung der Anästhesie mit Verabreichung von Isofluran in Sauerstoff, wobei eine maximale Endtidalkonzentration (Et) von 1,3 % angestrebt wird.
- Bieten Sie eine kontinuierliche Infusion von Ringerlaktat 5 ml / kg / h durch den venösen Zugang. Sicherstellung der klinischen und instrumentellen Überwachung bis zur Extubation mittels Pulsoximetrie, Doppler- und invasivem Blutdruck, 3-Kanal-Elektrokardiogramm, EEG, Rektaltemperatur sowie ein- und ausgeatmeten Gasen.
- Desinfizieren Sie das Operationsfeld mit Povidonjod aus dem Manubrium sterni in die Kieferwinkel und tragen Sie die sterile Drapierung auf. Während der Operation eine Analgesie mit Lidocain (Infusion mit konstanter Rate (CRI) von 50 μg/kg/min) und Fentanyl (CRI von 3-10 μg/kg/h) durchführen. Führen Sie eine spontane oder unterstützte Beatmung durch. Permissive Hyperkapnie zulassen.
- Führen Sie während der Operation mindestens eine arterielle Blutgasanalyse durch. Im Falle einer Hypotonie (mittlerer arterieller Druck unter 60 mmHg) behandeln Sie es mit Noradrenalin, titriert bis zur Wirkung. Verwenden Sie ein Heizkissen oder ein Heizlufterwärmungssystem, um Unterkühlung zu verhindern (Ziel: Rektaltemperatur 37,5-38,5 °C).
HINWEIS: Da der invasive arterielle Blutdruck an der linken Ohrarterie gemessen wird, stoppt das Abschneiden der linken CCA den Blutfluss und unterdrückt die Kurve. Der Blutdruck muss dann bis zum Wiederöffnen des Gefäßes mit der Doppler-Technik gemessen werden.
2. Chirurgie
- Annähern
- Machen Sie einen mittleren Hautschnitt vom Zungenbein bis zu einem Punkt 1,5 cm kaudal zum Manubrium sterni mit einem Skalpell. Bereiten Sie das Unterhaut- und Fettgewebe aus dem medialen Schnitt vor, während Sie eine sorgfältige Hämostase durchführen.
- Befreien Sie den Musculus sternocephalicus vom anhaftenden Bindegewebe und wenden Sie Lidocain topisch an (2-4 mg / kg, vorzugsweise Lidocain 1%), um Myoklonus zu vermeiden. Belichten Sie den rechten CCA medial des Sternocephalicus-Muskels und halten Sie ihn mit feuchten Tupfern nass.
- Bereiten Sie nun die lateralen und proximalen Teile des Musculus sternocephalicus vor und ziehen Sie ihn medial mit einer Gefäßschleife zurück, um den CCA freizulegen. Identifizieren Sie die äußere Halsvene und schützen Sie sie mit einem feuchten Mikrotupfer.
- Sezieren Sie das Bindegewebe vorsichtig entlang der proximalen CCA bis zur Bifurkation des brachiozephalen Rumpfes, um die Arterie freizulegen. In Gegenwart von kleinen Zweigen, die aus der Arterie kommen, koagulieren Sie sie mit dem Kauterizer.
HINWEIS: Achten Sie darauf, Nervenschäden zu vermeiden.
- Stumpfaneurysmabildung und Gewebeentnahme für das Bifurkationsaneurysma
- Bevor Sie die richtige CCA abschneiden, messen Sie die Gerinnungszeit (ACT) und geben Sie Natriumheparin (80 EI / kg) systemisch über die Ohrvene (durchgeführt vom Anästhesieteam), um thromboembolische Ereignisse zu vermeiden.
- Tragen Sie nun 2 temporäre Clips auf: den ersten am Ursprung des CCA und den zweiten 2 cm distal davon (Abbildung 1A). Legen Sie ein Gummikissen unter das Gefäß und spülen Sie es mit Papaverin HCL (40 mg / ml; 1:1 gelöst in 0,9% Kochsalzlösung) zur Vasodilatation ab.
- Entfernen Sie die Adventitia vorsichtig mit einer Mikroschere. Führen Sie eine Arterriotomie unterhalb des distalen Clips mit einem 22 G IV-Katheter durch und führen Sie den Katheter kaudal bis zum proximalen Clip ein (Abbildung 1A,B).
- Spülen Sie das Segment intraluminal mit heparinisiertem NaCl (500 U / 100 ml in 0,9% Kochsalzlösung), bis kein Blut mehr sichtbar ist, und fixieren Sie den Katheter schließlich mit einer Ligatur (4-0). Injizieren Sie nun durch den Katheter 0,1-0,2 ml Elastase (100 IE zuvor gelöst in 5 ml Tris-Buffer) in das Arteriensegment und inkubieren Sie für 20 min (Abbildung 1B).
- Beginnen Sie mit der Dissektion auf der linken Seite, um die linke CCA freizulegen (siehe Abschnitt 2.3). Nach 20 Minuten Inkubationszeit mit Elastase die Elastaselösung reinigen und die Spritze wechseln, um das Arteriensegment etwa 10 Mal mit 0,9% NaCl zu spülen.
- Wenden Sie 2 Ligaturen (6-0) an: die erste 5 mm distal des proximalen Clips und die zweite nur proximal, unter der Arteriotomie (Abbildung 1C). Schneiden Sie das Gefäß ~3 mm über der ersten Ligatur und noch einmal zwischen die zweite Ligatur und den distalen Clip. Halten Sie dieses autologe Transplantat in einer heparinisierten Lösung (500 U/100 ml in 0,9% Kochsalzlösung) bis zur Bildung des Bifurkationsaneurysmas (Abbildung 1D). Öffnen Sie schließlich vorsichtig den ersten proximalen Clip und messen Sie das Aneurysma (Länge, Breite und Tiefe).
- Bifurkationsaneurysma-Erstellung
- Bereiten Sie die linke Seite vor, indem Sie den Musculus sternocephalicus medial sezieren, um ~ 2 cm des linken CCA freizulegen. Tragen Sie Lidocain topisch auf den Muskel auf, um Myoklonus zu vermeiden.
- Unterlegen Sie die Halsschlagader mit einem Mullball und einem kleinen Tupfer mit einem Stück Handschuh. Tragen Sie etwas Papaverin auf. HCl topisch (40 mg/ml; 1:1 gelöst in 0,9% Kochsalzlösung). Arbeiten Sie unter mikroskopischer Sicht weiter: Bereiten Sie den Aneurysmabeutel vor und entfernen Sie die Adventitia. Messen Sie den Aneurysmabeutel (Länge, Breite, Tiefe).
- Spülen Sie den offenen Teil des rechten CCA mit heparinisiertem NaCl und ersetzen Sie bei Bedarf den Clip auf ~ 1 cm, um freie Manipulationen für die Naht zu ermöglichen. Entfernen Sie die Adventitia vorsichtig und machen Sie einen ~ 2 mm Längsschnitt seitlich im Stumpf des rechten CCA.
- Tragen Sie nun zwei temporäre Clips auf der linken CCA auf, um ein Segment von ~1 cm abzugrenzen und die Adventitia dazwischen zu entfernen. Führen Sie eine Arteriotomie mit einer 23 G Nadel durch. Spülen Sie das Segment mit heparinisiertem NaCl (500 U/100 ml in 0,9% Kochsalzlösung). Vergrößern Sie die Arteriotomie mit einer Mikroschere auf ~4-5 mm, um das Vernähen des rechten CCA und des Aneurysmabeutels zu ermöglichen (Abbildung 1E). Bewässern Sie die Gefäße während des gesamten Nahtvorgangs und schützen Sie sie mit nassen Mikroswaps.
- Führen Sie die Anastomose mit 9-0 nicht resorbierbarer Naht durch.
- Vernähen Sie die proximale Rückwand der rechten Halsschlagader mit 5 Stichen, beginnend am proximalen Rand der Arteriotomie auf der linken CCA. Vernähen Sie dann die Rückseite des Aneurysmabeutels mit 4-5 Stichen, beginnend am distalen Rand der Arteriotomie auf der linken CCA.
- Fahren Sie mit der distalen Rückseite auf Höhe des Fischmaulschnitts fort, um mit der vertikalen Rückseite des Aneurysmatransplantats mit 3 Stichen zu nähen. Nähen Sie die Vorderseite des Fischmaulschnitts mit 3 Stichen, beginnend nach oben und nach unten.
- Beenden Sie mit der vorderen Naht zwischen der linken CCA und der Vorderseite des Aneurysmatransplantats und der rechten CCA mit ~ 6 Stichen. Vor Beendigung der Anastomose spülen Sie die Gefäße intraluminal mit heparinisierter 0,9% iger Kochsalzlösung aus.
- Bevor Sie die Klemme entfernen, messen Sie die gerinnungshemmende Zeit (ACT) noch einmal und verabreichen Sie systemisch eine angepasste Dosis Heparin (Ziel: 2-3 mal Ausgangs-ACT).
- Entfernen Sie den Clip auf dem rechten CCA, während Sie etwas Druck auf die Anastomose mit Mikrotupfern zur Hämostase ausüben. Fahren Sie dann fort, indem Sie den distalen Clip aus dem linken CCA entfernen. Wenn keine größeren Blutungen auftreten, nehmen Sie den proximalen Clip auf der linken CCA heraus, um den Blutfluss zu ermöglichen. Wenn es eine Blutung aus der Anastomose gibt, üben Sie etwas Druck mit dem Mullball und Tupfer aus; Warten Sie ein paar Minuten. Wenn es weiterhin besteht, ersetzen Sie die Clips und führen Sie erneute Stiche durch.
HINWEIS: Ein Blutverlust von mehr als 20-30 ml kann die Erholungsphase gefährden.
- Durchgängigkeitskontrolle und Dokumentation
- Nach dem Öffnen aller Gefäße die Ergebnisse fotografisch dokumentieren und messen (Abbildung 1F und Abbildung 2A,B).
- Bestätigen Sie die Wiederherstellung des Flusses im distalen CCA durch die invasive arterielle Blutdruckkurve (gemessen an der Ohrarterie, einem direkten Zweig der äußeren Halsschlagader), die sich ebenfalls wieder normalisieren sollte.
- Führen Sie eine Fluoreszenzangiographie durch, indem Sie 1 ml Fluorescein IV mit 2 Bandpassfiltern, einer Videokamera und einem Fahrradscheinwerfer verabreichen. Siehe frühere Veröffentlichungen für die Beschreibung des gesamten Verfahrens18,19.
- Schließung
- Passen Sie das Fettpolster an der Anastomose wieder an und nähen Sie es mit einer resorbierbaren 4-0-Naht. Schließlich Naht Subcutis und Haut mit Einzelstichen mit 4-0 resorbierbarer Naht.
3. Postoperative Phase
- Am Ende der Operation Isofluran und systemische Analgesie ohne Reversion absetzen, um die analgetische Wirkung aufrechtzuerhalten. Stellen Sie sicher, dass die Kontrolle des Schluckreflexes wiederhergestellt ist, bevor Sie eine Trachealextubation durchführen.
- Meloxicam 0,5 mg/kg IV zur Sicherstellung der Analgesie, Aspirin (ASS) 10 mg/kg IV zur Vorbeugung sofortiger thrombotischer Ereignisse, Vitamin B12 100 μg SC und Clamoxyl 20 mg/kg IV als Antibiotikaprophylaxe verabreichen.
- Sorgen Sie für zusätzliche Sauerstoffversorgung und Erwärmung, bis das Kaninchen spontan die sternale Liege wiedererlangt. Führen Sie eine Notfallanalgesie mit Methadon durch, wenn Anzeichen von Schmerzen beobachtet werden. Führen Sie die postoperative Nachsorge und Pflege 4 mal täglich für die ersten 3 präoperativen Tage durch, in Übereinstimmung mit den Richtlinien für die Beurteilung und Behandlung von Schmerzen bei Nagetieren und Kaninchen23,24.
- Stellen Sie eine postoperative Analgesie mit Fentanylpflaster (12 μg/h) auf das Außenohr, Meloxicam 1x/SC für 3 Tage und Methadon als Notfalltherapie sowie einem Scoresheet zur Schmerzbeurteilung (Supplementary File) sicher.
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Representative Results
Die Bildung eines Stumpf- und eines Bifurkationsaneurysmas war bei allen 5 neuseeländischen weißen Kaninchen ohne intraoperative Komplikationen erfolgreich. Während der Operation oder während der Nachbeobachtungszeit von 24 ± 2 Tagen wurde keine Mortalität beobachtet. Bei einem Kaninchen traten postoperative Komplikationen mit einem vestibulären Syndrom und einer Erblindung der rechten Seite auf. Das Tier erholte sich nach 24 h vollständig und spontan. Diese Komplikation beeinträchtigte nicht seine normalen Aktivitäten (freie Bewegungen, Wasser- und Nahrungsaufnahme, Interaktionen mit anderen Tieren) und erforderte keine spezifische Behandlung. Es gab keine spontane Aneurysmaruptur.
Die durchschnittliche Operationsdauer betrug 221 Minuten (zwischen 190 und 255 Minuten). Alle Aneurysmen wurden unmittelbar nach der Operation patentiert, mit Ausnahme eines Bifurkationsaneurysmas, das eine extreme Gewebereaktion aufgrund von Elastase-Inkubation und einer sofortigen Thrombose zeigte. Bei der Nachuntersuchung wurde die Durchgängigkeit des Aneurysmas durch Magnetresonanzangiographie (Abbildung 3) und makroskopische Inspektion nach Gewebeextraktion (Abbildung 4) bestätigt. Mit Ausnahme des Bifurkationsaneurysmas, das bereits während der Operation thrombosierte, waren alle Aneurysmen am Follow-up-Endpunkt noch patent. Dies führte zu einer Durchgängigkeitsrate von 90% (9 von 10).
Die makroskopische Inspektion und Messung der Aneurysmen nach der Probenahme zeigt ein Wachstum aller Aneurysmen mit einer durchschnittlichen Größe von 5,4 mm x 2,4 mm x 2,3 mm ± 1 mm x 0,6 mm x 0,3 mm bei der Entstehung und 4,5 mm x 3,1 mm x 2,5 mm ± 1,5 mm x 0,9 mm x 0 mm bei der Entnahme für das Stumpfaneurysma; und 3,4 mm x 2 mm x 2,1 mm ± 0,6 mm x 1 mm x 0,4 mm bei der Erstellung und 3,8 mm x 2,8 mm x 2,6 mm ± 1,2 mm x 0,3 mm x 0,6 mm bei der Ernte für die Bifurkationsaneurysmen. Interessanterweise wuchsen Bifurkationsaneurysmen stärker als Stumpfaneurysmen mit einem mittleren Volumen von 14,4 mm 3 ± 3,5 mm 3 bei der Erstellung und 28,6 mm 3 ± 16,4 mm 3 bei der Extraktion (Verhältnis 1,9) gegenüber einem Volumen bei der Erzeugung von 30,8 mm 3 ± 15 mm 3 und 34,9 mm 3 ± 24,1 mm 3 bei der Extraktion (Verhältnis 1,1) für die Stumpfversion.
Abbildung 1: Schritte der Operation. (A) Anwendung der 2 temporären Clips auf der rechten CCA: der erste an seinem Ursprung aus dem brachiozephalen Stamm und der zweite ~2 cm distal zum ersten. Das Sternchen zeigt die Lokalisation der Arteriotomie mit einem 22 G intravenösen Katheter (IV-Katheter) an. (B) Nach Einführen und Fixieren des IV-Katheters mit einer 4-0-Ligatur spülen Sie das Segment mit heparinisiertem NaCl (500 U/100 ml 0,9% Kochsalzlösung) und injizieren 0,1-0,2 ml Elastase (100 E zuvor gelöst in 5 ml TRIS-Puffer). Inkubieren für 20 min. (C) Tragen Sie 2 nicht resorbierbare Ligaturen (6-0) auf: die erste 5 mm distal zum proximalen Clip und die zweite nur proximal unter der Arteriotomie. (D) Schneiden Sie das Gefäß ~3 mm über den Ligaturen, um das Stumpfaneurysma und das autologe Transplantat für das Bifurkationsaneurysma zu erzeugen. (E) Anastomose des rechten CCA und des autologen Transplantats auf dem linken CCA zur Erzeugung des Bifurkationsaneurysmas. (F) Endergebnis mit einem Stumpfaneurysma auf der rechten Seite und einem Bifurkationsaneurysma auf der linken Seite. Abkürzungen: CCA = Arteria carotis communis; IV = intravenös. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Intraoperative Fotodokumentation der Ergebnisse. Die gelb gestrichelte Linie stellt die Mittellinie mit Angabe für kraniale und kaudale Richtungen dar. (A) Blick auf das Stumpfaneurysma auf der rechten Halsseite. Die SCEM wird medial durch eine Gefäßschleife (in blau) zurückgezogen. (B) Blick auf das Bifurkationsaneurysma auf der linken Seite des Halses. Abkürzungen: SCEM = Musculus Sternocephalicus; SA = Stumpfaneurysma; JV = Vena jugularis; rCCA: rechte gemeinsame Halsschlagader; lCCA= linke gemeinsame Halsschlagader; Tr = Luftröhre; * = Rezidivierender oder Kehlkopfast; BA = Bifurkationsaneurysma. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Ergebnisse der Magnetresonanzangiographie bei der Nachbeobachtung. Bilder von dreidimensionalen TOF-Sequenzen, aufgenommen mit einem 3-Tesla-MRT, fokussiert auf die Halsarterien. (A) Stumpfaneurysma (gelber Pfeil) an der rechten Arteria subclavia. (B) Bifurkationsaneurysma (gelber Pfeil) auf der Bifurkation, die durch Anastomieren der rechten CCA auf der linken erzeugt wird. Abkürzungen: TOF = Time-of-Flight; MRT = Magnetresonanztomographie; CCA = Arteria carotis communis. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Makroskopische Fotodokumentation nach Gewebeextraktion. Große Rillen (2 Teilungen) auf dem Clip zeigen 1 mm und kleinere Rillen dazwischen (eine Teilung) 0,5 mm an. (A) Stumpfaneurysma am brachiozephalen Stamm und an der Arteria subclavia rechts. (B) Bifurkationsaneurysma an der Bifurkation, die durch Anastomieren der rechten CCA auf der linken erzeugt wird. Abkürzungen: SA = Stumpfaneurysma; BCT = brachiozephaler Rumpf; rSC = Arteria subclavia right; BA = Bifurkationsaneurysma; CCA = Arteria carotis communis; rCCA = rechts CCA; lCCA = linke CCA. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 5: Histologische Befunde von Stumpf- und Bifurkationsaneurysmen. Probe gefärbt mit Hämatoxylin-Eosin (2-fache Vergrößerung). (A) Mikroskopische Übersicht eines Stumpfaneurysmas (a) mit dem brachiozephalen Stamm (b) und der Arteria subclavia rechts (c). (*) gibt die Richtung des Blutflusses an. (B) Mikroskopische Übersicht eines Bifurkationsaneurysmas (a) mit der proximalen linken CCA (b), der distalen linken CCA (c) und der distalen rechten CCA (d). (*) gibt die Richtung des Blutflusses an. In den Einschüben in (A) und (B) stellt I) die Tunica intima der Aneurysmawand, II) die Tunica media und III) die Tunica externa (20-fache Vergrößerung) dar. Abkürzungen: CCA = Arteria carotis communis. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
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Discussion
Die gebräuchlichste Technik zur Entstehung von Aneurysmen beinhaltet die Erzeugung eines Stumpfaneurysmas am Ursprung des richtigen CCA, entweder durch eine offene oder eine endovaskuläre Methode. Das Modell wurde als stabiles, nicht wachsendes Aneurysma validiert, das mit der Zeit20,21 offen bleibt. Die zweite mögliche Technik beinhaltet die mikrochirurgische Erzeugung eines arteriellen Bifurkationsaneurysmas durch Anastomose der rechten CCA auf der linken und Naht eines Aneurysmabeutels auf der Bifurkation 14,22,23. Obwohl sich beide Methoden für die Prüfung endovaskulärer Geräte und die Untersuchung der Pathophysiologie als geeignet erwiesen haben, unterscheiden sich die Aneurysmamorphologien und damit die beteiligten hämodynamischen Kräfte und Strömungseigenschaften erheblich. Da bestehende Modelle nur die Erzeugung eines Aneurysmatyps pro Tier erlauben, ist ein direkter Vergleich zwischen dem natürlichen Verlauf von Aneurysmen vom Bifurkationstyp mit denen vom Stumpftyp derzeit schwierig.
Tatsächlich können physiologische Unterschiede zwischen Tieren (wie Blutdruck oder exakter Kollagengehalt der Gefäßwand) in einem experimentellen Umfeld nicht immer vollständig kontrolliert werden und können die Aneurysmabiologie und den natürlichen Verlauf beeinflussen. Diese Studie zeigt die Machbarkeit der Erstellung eines Kaninchenmodells mit hämodynamischen und degenerierten Wandbedingungen für Stumpf und Bifurkation im selben Tier (oder bei einem einzelnen Tier). Diese Technik ergab reproduzierbare Aneurysmen mit geringer Morbidität und Mortalität und einer hohen Durchgängigkeitsrate (90%). Der Hauptnachteil dieser Methode bleibt derselbe wie bei der Erstellung des klassischen Stumpfes oder der Bifurkationsmodelle selbst - die Notwendigkeit anspruchsvoller Laborgeräte und spezifischer mikrochirurgischer Fähigkeiten.
Insbesondere zwei Schritte wurden während dieser Operation als kritisch identifiziert: Der erste ist die Dissektion und Exposition des rechten CCA bis zu seinem Ursprung am brachiozephalen Stamm. Folgende lebenswichtige Strukturen können bei diesem Ansatz besonders gefährdet sein: die Luftröhre, die Halsvene und der Kehlkopfnerv. Da die Tracheamanipulation die Atmung beeinträchtigen kann, sorgt die vorherige Intubation für die Durchgängigkeit der Atemwege. Da die Operation lang ist und sich in der Nähe von lebenswichtigen Strukturen befindet, ist eine vollständige Überwachung hilfreich, um physiologische Abweichungen sofort zu erkennen. Der Chirurg sollte auch darauf achten, direkten Druck oder extreme Traktion auf die Luftröhre selbst zu vermeiden. Die Halsvene verläuft direkt neben der Halsschlagader und haftet in bestimmten Fällen an ihr. Äußerste Vorsicht ist erforderlich, um Läsionen zu vermeiden. Wir empfehlen, die Vene durch das Auftragen eines Nasstupfers zu schützen und feucht zu halten.
Schließlich haben frühere Studien bereits beschrieben, wie wichtig es ist, die Kehlkopfnerven zu erhalten. Jede Läsion an diesen Nerven würde postoperativ zum Auftreten eines Stridors mit nacheinander beeinträchtigter Atmung und hoher Wahrscheinlichkeit des Todes des Tieres führen. Um eine iatrogene Läsion der Nerven zu verhindern, sollte die CCA-Dissektion die Traktion der Gewebe um die Arterie herum vermeiden. Wir empfehlen die Verwendung einer Schere, um das anhaftende Gewebe zu schneiden, anstatt es abzulenken. Die Nerven müssen auch so schnell wie möglich nach dem Retraktieren der Muskulatur identifiziert werden, um sie während der Operation unter Sichtkontrolle zu halten. Der zweite kritische Schritt ist die Erstellung einer spannungsfreien Mikroanastomose mit dem Elastase-verdauten Aneurysma. Dieses Aneurysma weist eine hohe Degeneration seiner Wandstruktur auf und behindert die Manipulation des Gewebes. Es erfordert gute mikrochirurgische Fähigkeiten, und eine Lernkurve ist zu erwarten.
Darüber hinaus empfehlen wir, Kaninchen mit einem Gewicht von mindestens 4,0 kg (Durchschnittsalter 25 (±5) Wochen) auszuwählen, um eine korrekte Größe der Halsgefäße zu gewährleisten. Im klassischen Einzelstumpfaneurysma-Modell war die in der Literatur berichtete Hauptkomplikation die Trachealnekrose nach der Anwendung von Elastase aufgrund von Tracheoösophagusarterien, die aus dem rechten CCA hervorgingen. Mehrere Modifikationen der Techniken wurden bereits vorgeschlagen, um das Problem 13,24,25,26 zu vermeiden. Dieser Ansatz ermöglicht die einfache Identifizierung dieser Zweige und ihre Koagulation vor der Elastase-Anwendung, um einen Abfluss der Elastaselösung und ähnliche Komplikationen zu vermeiden.
Das während der Operation angewendete Antikoagulationsregime besteht aus der Heparinapplikation vor der ersten Clipapplikation am rechten CCA und vor dem Entfernen des Clips sowie der Wiederherstellung der Durchblutung des linken CCA. Dies könnte die Thrombusbildung durch vorübergehende Strömungsunterbrechung und Gefäßmanipulation wirksam verhindern. Darüber hinaus wird unmittelbar nach dem Ende der Operation eine einzigartige Dosis Aspirin (10 mg/kg IV) verabreicht, um die Thrombusbildung aufgrund der thrombogenen Wirkung von Nahtmaterial und Elastase zu verhindern. Dieses Protokoll ermöglicht die Kontrolle thrombogener Ereignisse und die Sicherstellung der Aneurysma-Durchgängigkeit, ohne Blutungskomplikationen zu erhöhen.
Das Stumpfmodell ist das häufigste sackförmige Aneurysma-Kaninchenmodell und wurde bereits mehrfach für translationale Studien endovaskulärer Therapien eingesetzt. Das Bifurkationsmodell ist auch in der Literatur gut beschrieben und eignet sich für die Untersuchung der Aneurysma-Pathophysiologie und die Erprobung neuer therapeutischer Strategien. Beide Modelle zeigen jedoch unterschiedliche Morphologien, was auf unterschiedliche hämodynamische Merkmale hinweist. Es ist bekannt, dass Aneurysmen bevorzugt bei Bifurkation auftreten und dass das Wachstum von der Wandscherspannung abhängt27,28. Frühere Publikationen zeigten auch eine höhere spontane Thrombose bei chirurgisch erzeugten Seitenwandaneurysmen im Vergleich zu Bifurkationsaneurysmen29 und eine höhere Okklusionsrate von Stumpfaneurysmen nach Strömungsumleitung im Vergleich zu anderen komplexeren Modellen8; Der Vergleich fand jedoch immer zwischen zwei verschiedenen Tieren statt.
In der vorliegenden Studie wurden Standardaneurysmen von 2-4 mm Durchmesser erstellt, wie zuvor beschrieben 14,22,29,30,31,32,33,34,35,36. Unser Ziel war es, ein Stumpfaneurysma mit einer ähnlichen Größe wie die Bifurkationsaneurysmen zum Vergleich zu schaffen. Somit ist das aktuelle Volumen etwas kleiner, da 5,8,10,11,13,21 berichtet wurde. Beide Aneurysmen zeigten jedoch eine Tendenz zum Wachstum nach 1 Monat. So könnte eine längere Nachbeobachtungszeit die Bildung von Aneurysmen mit größeren Volumina induzieren, was einen besseren Langzeitvergleich mit Aneurysmen beim Menschen ermöglichen würde. Darüber hinaus zeigen diese histologischen Befunde, basierend auf Hämatoxylin-Eosin-Färbung, eine zelluläre Aneurysmawand und das Vorhandensein von glatten Muskelzellen in einem linearen oder unorganisierten Muster sowie eine Desorganisation der elastischen Fasern (Abbildung 5). Diese Ergebnisse korrelieren mit aktuellen Befunden, die histologische Ähnlichkeiten zwischen den Kaninchen-Elastase-induzierten Aneurysmen und intrakraniellen Aneurysmen beim Menschen zeigen 11,32,37,38,39,40,41.
Die Ergebnisse zeigen die technische Machbarkeit, sowohl Stumpf- als auch Bifurkationsaneurysmen mit dem gleichen chirurgischen Ansatz zu erzeugen. Die Einschränkung dieser Studie ist die geringe Stichprobengröße, die keine statistische Analyse oder einen echten Vergleich der histologischen Unterschiede zwischen Stumpf- und Bifurkationsaneurysmen zulässt. Dennoch bietet dieses Modell die Möglichkeit, die Unterschiede zwischen beiden Aneurysmen in Bezug auf Wachstum, Ruptur, Spontanverschluss und histologische Veränderungen in zukünftigen Experimenten mit vergrößerten Probengrößen und unterschiedlichen Nachbeobachtungszeiten zu untersuchen, um die Vorteile und Eigenschaften beider Arten von Aneurysmen genau zu bestimmen. Darüber hinaus ermöglicht dieses neue chirurgische Modell die Anwendung endovaskulärer Geräte in zwei verschiedenen Konfigurationen und Strömungsbedingungen in einem Tier sowie während eines einzigartigen Eingriffs. Dies reduziert die Anzahl der benötigten Tiere und erhöht möglicherweise die Effizienz präklinischer Studien.
Abschließend beschreibt diese Studie eine reproduzierbare Methode, um 2 Aneurysmen mit unterschiedlichen Strömungsbedingungen und stark degenerierten Wänden innerhalb eines einzigen Tieres zu erzeugen. Das vorgeschlagene Modell ermöglicht einen direkten Vergleich des natürlichen Verlaufs und der Wirkungen endovaskulärer Therapien von sackförmigen Aneurysmen in Bezug auf die Rolle der Hämodynamik. Schließlich bietet es ein effizientes Modell, das zur Reduzierung der verwendeten Tiere und der Gesamtversuchskosten beiträgt.
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Disclosures
Die Autoren erklären keinen Interessenkonflikt.
Acknowledgments
Die Autoren danken Prof. Hans Rudolf Widmer, Dr. Luca Remonda und Prof. Javier Fandino für ihre wissenschaftliche Unterstützung und ihren technischen Beitrag zu dieser Arbeit. Ein besonderer Dank geht an Olgica Beslac für ihre Beratung während der Eingriffe und Kay Nettelbeck für seine Unterstützung. Darüber hinaus danken wir Daniela Casoni DVM, PhD und med. vet. Luisana Garcia, PD Dr. Alessandra Bergadano und Dr. Carlotta Detotto für ihre engagierte tierärztliche Unterstützung.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4-0 resorbable suture | Ethicon Inc., USA | VCP292ZH | |
| 4-0 resorbable suture | Ethicon Inc., USA | VCP304H | |
| 6-0 non absorbable suture | B. Braun, Germany | C0766070 | |
| 9-0 non absorbable suture | B. Braun, Germany | G1111140 | |
| Adrenaline | Amino AG | 1445419 | any generic |
| Amiodarone | Helvepharm AG | 5078567 | any generic |
| Anesthesia machine | Dräger | any other | |
| Aspirin | Sanofi-Aventis (Suisse) SA | 622693 | any generic |
| Atropine | Labatec Pharma SA | 6577083 | any generic |
| Bandpass filter blue | Thorlabs | FD1B | any other |
| Bandpass filter green | Thorlabs | FGV9 | any other |
| Biemer vessel clip (2x) | B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland | FD560R | any other |
| Bipolar forceps | any other | ||
| Bispectral index (neonatal) | any other | ||
| Blood pressure cuff (neonatal) | any other | ||
| Bycilces spotlight | any other | ||
| Clamoxyl | GlaxoSmithKline AG | 758808 | any generic |
| Dexmedetomidine | Ever Pharma | 136740-1 | any generic |
| Elastase | Sigma Aldrich | E7885 | |
| Electrocardiogram electrodes | |||
| Ephedrine | Amino AG | 1435734 | |
| Esmolol | OrPha Swiss GmbH | 3284044 | |
| Fentanyl (intravenous use) | Janssen-Cilag AG | 98683 | |
| Fentanyl (transdermal) | Mepha Pharma AG | 4008286 | |
| Fluoresceine | Curatis AG | 5030376 | |
| Fragmin | Pfizer PFE Switzerland GmbH | 1906725 | |
| Heating pad or heating forced-air warming system | |||
| Isotonic sodium chloride solution (0.9%) | Fresenius KABI | 336769 | |
| Ketamine | Pfizer PFE Switzerland GmbH | 342261 | |
| lid retractor | Approach | ||
| Lidocaine | Streuli Pharma AG | 747466 | |
| Longuettes | |||
| Metacam | Boehringer Ingelheim | P7626406 | Medication |
| Methadone | Streuli Pharma AG | 1084546 | Sedaton |
| Micro-forceps curved | Ulrich Swiss, Switzerland | U52-015-15 | |
| Micro-forceps straight 2x | Ulrich Swiss, Switzerland | U52-010-15 | |
| Microscissors | Ulrich Swiss , Switzerland | U52-327-15 | |
| Midazolam | Accord Healthcare AG | 7752484 | |
| Needle 23 G | arteriotomy | ||
| Needle holder | |||
| O2-Face mask | |||
| Operation microscope | Wild Heerbrugg | ||
| Papaverin | Bichsel | topical application | |
| Povidone iodine | Mundipharma Medical Company | any generic | |
| Prilocaine-lidocaine creme | Emla | ||
| Propofol | B. Braun Medical AG, Switzerland | General anesthesia | |
| Pulse oxymeter | |||
| Rectal temperature probe (neonatal) | |||
| Ringer Lactate | Bioren Sintetica SA | Infusion | |
| Ropivacain | Aspen Pharma Schweiz GmbH | 1882249 | Local anesthesia |
| Scalpell | Swann-Morton | 210 | |
| Small animal shaver | |||
| Soft tissue forceps | |||
| Soft tissue spreader | |||
| Stainless steel sponge bowls | |||
| Sterile micro swabs | |||
| Stethoscope | |||
| Surgery drape | |||
| Surgical scissors | |||
| Syringes 1 mL, 2 mL, and 5 mL | |||
| Tris-Buffer | Sigma Aldrich | 93302 | Elastase solution |
| Vascular clip applicator | B. Braun, Germany | FT495T | |
| Vein and arterial catheter 22 G | |||
| vessel loop | Approach | ||
| video camera or smartphone | |||
| Vitarubin | Streuli Pharma AG | 6847559 | |
| Yasargil titan standard clip (2x) | B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland | FT242T |
References
- Grasso, G., Alafaci, C., Macdonald, R. L. Management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: State of the art and future perspectives. Surgical Neurology International. 8, 11 (2017).
- Raymond, J., et al. Long-term angiographic recurrences after selective endovascular treatment of aneurysms with detachable coils. Stroke. 34 (6), 1398-1403 (2003).
- Marbacher, S., Niemela, M., Hernesniemi, J., Frosen, J. Recurrence of endovascularly and microsurgically treated intracranial aneurysms-review of the putative role of aneurysm wall biology. Neurosurgical Review. 42 (1), 49-58 (2019).
- Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 20 (2019).
- Bouzeghrane, F., et al. In vivo experimental intracranial aneurysm models: a systematic review. American Journal of Neuroradiology. 31 (3), 418-423 (2010).
- Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical intracranial aneurysm models: a systematic review. Brain Sciences. 10 (3), 134 (2020).
- Marbacher, S., Strange, F., Frosen, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 40 (5), 922-938 (2020).
- Fahed, R., et al. Testing flow diversion in animal models: a systematic review. Neuroradiology. 58 (4), 375-382 (2016).
- Zeng, Z., et al. Hemodynamics and anatomy of elastase-induced rabbit aneurysm models: similarity to human cerebral aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 32 (3), 595-601 (2011).
- Ding, Y. H., et al. Long-term patency of elastase-induced aneurysm model in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 27 (1), 139-141 (2006).
- Short, J. G., et al. Elastase-induced saccular aneurysms in rabbits: comparison of geometric features with those of human aneurysms. American Journal of Neuroradiology. 22 (10), 1833-1837 (2001).
- Andereggen, L., et al. Three-dimensional visualization of aneurysm wall calcification by cerebral angiography: Technical case report. Journal of Clinical Neuroscience. 73, 290-293 (2020).
- Hoh, B. L., Rabinov, J. D., Pryor, J. C., Ogilvy, C. S. A modified technique for using elastase to create saccular aneurysms in animals that histologically and hemodynamically resemble aneurysms in human. Acta Neurochirurgica. 146 (7), 705-711 (2004).
- Wanderer, S., et al. Arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), e61157 (2020).
- Percie du Sert, N., et al. Reporting animal research: Explanation and elaboration for the ARRIVE guidelines 2.0. PLoS Biology. 18 (7), 3000411 (2020).
- Prescott, M. J., Lidster, K. Improving quality of science through better animal welfare: the NC3Rs strategy. Lab Animal. 46 (4), 152-156 (2017).
- Portier, K., Ida, K. K. The ASA Physical Status Classification: What is the evidence for recommending its use in veterinary anesthesia?-A systematic review. Frontiers in Veterinary Science. 5, 204 (2018).
- Gruter, B. E., et al. Fluorescence video angiography for evaluation of dynamic perfusion status in an aneurysm preclinical experimental setting. Operative Neurosurgery. 17 (4), 432-438 (2019).
- Strange, F., et al. Fluorescence angiography for evaluation of aneurysm perfusion and parent artery patency in rat and rabbit aneurysm models. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (149), e59782 (2019).
- Altes, T. A., et al. 1999 ARRS Executive Council Award. Creation of saccular aneurysms in the rabbit: a model suitable for testing endovascular devices. American Journal of Roentgenology. 174 (2), 349-354 (2000).
- Brinjikji, W., Ding, Y. H., Kallmes, D. F., Kadirvel, R. From bench to bedside: utility of the rabbit elastase aneurysm model in preclinical studies of intracranial aneurysm treatment. Journal of NeuroInterventional Surgery. 8 (5), 521-525 (2016).
- Sherif, C., Marbacher, S., Erhardt, S., Fandino, J. Improved microsurgical creation of venous pouch arterial bifurcation aneurysms in rabbits. American Journal of Neuroradiology. 32 (1), 165-169 (2011).
- Bavinzski, G., et al. Experimental bifurcation aneurysm: a model for in vivo evaluation of endovascular techniques. Minimally Invasive Neurosurgery. 41 (3), 129-132 (1998).
- Lewis, D. A., et al. Morbidity and mortality associated with creation of elastase-induced saccular aneurysms in a rabbit model. American Journal of Neuroradiology. 30 (1), 91-94 (2009).
- Wang, K., et al. Neck injury is critical to elastase-induced aneurysm model. American Journal of Neuroradiology. 30 (9), 1685-1687 (2009).
- Cesar, L., et al. Neurological deficits associated with the elastase-induced aneurysm model in rabbits. Neurological Research. 31 (4), 414-419 (2009).
- Aoki, T., Nishimura, M. The development and the use of experimental animal models to study the underlying mechanisms of CA formation. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 535921 (2011).
- Frosen, J., Cebral, J., Robertson, A. M., Aoki, T. Flow-induced, inflammation-mediated arterial wall remodeling in the formation and progression of intracranial aneurysms. Neurosurgical Focus. 47 (1), 21 (2019).
- Gruter, B. E., et al. Comparison of aneurysm patency and mural inflammation in an arterial rabbit sidewall and bifurcation aneurysm model under consideration of different wall conditions. Brain Sciences. 10 (4), 197 (2020).
- Marbacher, S., et al. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (92), e51071 (2014).
- Marbacher, S., et al. Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques. American Journal of Neuroradiology. 32 (4), 772-777 (2011).
- Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).
- Gruter, B. E., et al. Testing bioresorbable stent feasibility in a rat aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 11 (10), 1050-1054 (2019).
- Nevzati, E., et al. Biodegradable magnesium stent treatment of saccular aneurysms in a rat model - Introduction of the surgical technique. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (128), e56359 (2017).
- Gruter, B. E., et al. Patterns of neointima formation after coil or stent treatment in a rat saccular sidewall aneurysm model. Stroke. 52 (3), 1043-1052 (2021).
- Wanderer, S., et al. Aspirin treatment prevents inflammation in experimental bifurcation aneurysms in New Zealand White rabbits. Journal of NeuroInterventional Surgery. , (2021).
- Lyu, Y., et al. An effective and simple way to establish eastase-induced middle carotid artery fusiform aneurysms in rabbits. Biomed Research International. 2020 (10), 1-12 (2020).
- Wang, S., et al. Rabbit aneurysm models mimic histologic wall types identified in human intracranial aneurysms. Journal of NeuroInterventional Surgery. 10 (4), 411-415 (2018).
- Kang, W., et al. A modified technique improved histology similarity to human intracranial aneurysm in rabbit aneurysm model. Neuroradiology Journal. 23 (5), 616-621 (2010).
- Frosen, J., et al. Remodeling of saccular cerebral artery aneurysm wall is associated with rupture: histological analysis of 24 unruptured and 42 ruptured cases. Stroke. 35 (10), 2287-2293 (2004).
- Frosen, J., et al. Growth factor receptor expression and remodeling of saccular cerebral artery aneurysm walls: implications for biological therapy preventing rupture. Neurosurgery. 58 (3), 534-541 (2006).
